Article de méthode

Un modèle In Vitro d’un système de Perfusion de plaques parallèles pour étudier l’adhérence bactérienne pour greffer des tissus

DOI :

10.3791/58476

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7 janvier 2019

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1Cardiovascular Developmental Biology, Department of Cardiovascular Sciences, KU Leuven, 2Centre for Molecular and Vascular Biology, Department of Cardiovascular Sciences, KU Leuven, 3Department of Biohybrid & Medical Textiles, AME - Helmholtz Institute for Biomedical Engineering, RWTH Aachen University, 4European Homograft Bank, Saint Jean Clinique, 5Division of Clinical Cardiac Surgery, Department of Cardiovascular Sciences, KU Leuven

Dans cet article

Résumé

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Nous décrivons un interne conçu in vitro chambre modèle d’écoulement, qui permet à l’enquête de l’adhérence des bactéries à la greffe de tissus.

Résumé

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Divers vannées conduites et vannes stent montés sont utilisés pour un remplacement valvulaire ventriculaire droite sortie voies (RVOT) chez les patients présentant une cardiopathie congénitale. Lorsque vous utilisez des matériaux prothétiques, cependant, ces greffes sont sensibles aux infections bactériennes et les différentes réactions de l’hôte.

Identification des facteurs bactériens et hôte qui jouent un rôle essentiel dans le respect du traitement endovasculaire des micro-organismes est d’importance pour mieux comprendre la physiopathologie de l’apparition d’infections telles que l’endocardite infectieuse (IE) et de développer la prévention stratégies. Par conséquent, l’élaboration de modèles compétentes pour enquêter sur l’adhérence bactérienne dans des conditions physiologiques de cisaillement est nécessaire. Nous décrivons ici l’utilisation d’une nouvellement conçu in vitro perfusion chambre basée sur des plaques parallèles qui permet que l’étude de l’adhérence des bactéries aux différentes composantes des tissus greffés exposés tels que la matrice extracellulaire, les cellules endothéliales et les zones inertes . Cette méthode combinée avec formant colonie (UFC) unité de comptage est suffisante pour évaluer la propension des matériaux de greffe à adhérence bactérienne sous flux. De plus, le système de chambre de flux peut-être servir d’enquêter sur le rôle des composants sanguins dans l’adhésion bactérienne dans des conditions de cisaillement. Nous avons démontré que la source du tissu, leur morphologie de la surface et la spécificité des espèces bactériennes ne sont pas les principaux facteurs déterminants dans l’adhérence des bactéries à la greffe de tissus à l’aide de notre modèle de perfusion interne conçu in vitro .

Introduction

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Staphylococcus aureus (S. aureus) emploie une variété de stratégies de virulence de contourner le système de défense immunitaire hôte coloniser les surfaces biologiques ou non biologiques, implantés dans la circulation humaine, ce qui conduit à des infections intravasculaires sévères comme la septicémie et IE1,2,3,4,5. Restes de IE un traitement important associé à complication chez les patients après l’implantation de prothèses valvulaires tandis que les facteurs individuels qui contribuent à l’apparition de IEare ne pas encore pleinement compris6,7. Conditions d’écoulement, bactéries rencontrent les forces de cisaillement, dont ils ont besoin pour surmonter afin de respecter le mur de navire8. Modèles, qui permettent d’étudier l’interaction entre les bactéries et tissu valvulaire prothétique ou endothélium sous flux, sont intéressantes car elles reflètent la situation in vivo plus.

Plusieurs mécanismes spécifiques facilitent l’adhérence des bactéries aux cellules endothéliales (ce) et à la matrice étant exposée (ECM) conduisant à la colonisation des tissus et la maturation des végétations, sont des étapes essentielles au début dans IE9. Diverses protéines de surface staphylococciques ou MSCRAMMs (surfaces composants microbiens en reconnaissant les molécules de la matrice adhésive) ont été décrits comme des médiateurs de l’adhérence aux cellules hôtes et aux protéines ECM en interagissant avec des molécules telles que la fibronectine, facteur de fibrinogène, de collagène et de von Willebrand (VWF)8,10,11. Toutefois, compte tenu de pliage intra moléculaire de certains facteurs de virulence, étudiés pour la plupart dans des conditions statiques, plusieurs de ces interactions peuvent avoir un rapport différent endovasculaire des infections dans le sang circulant.

Par conséquent, nous présentons un interne conçu in vitro plaques parallèles flux chambre modèle, qui permet l’évaluation de l’adhérence des bactéries aux différentes composantes d’ECM et ECs dans le cadre de greffes de tissus implantés dans la position de RVOT. L’objectif global de la méthode décrite dans le présent travail est d’étudier les mécanismes d’interaction entre les bactéries et les tissus sous-jacents endovasculaire dans des conditions d’écoulement, qui sont étroitement liées à l’environnement en vivo de pathogènes de circulation sanguine tels que S. aureus. Cette nouvelle approche met l’accent sur la sensibilité des surfaces tissus greffés à l’adhérence des bactéries à identifier les facteurs de risque potentiels pour le développement d’Internet Explorer.

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Protocole

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1. préparer la greffe de tissus pour des études In Vitro

Remarque : Trois types de tissus ont été utilisés : patch de péricarde bovin (BP), greffes Cryopreserved homogreffe (CH) et de la veine jugulaire de bovin (BJV). En cas de conduite BJV et CH (tissus traités par la Banque européenne de homogreffe (EHB) et stockés dans l’azote liquide avant de l’utiliser), le mur et les feuillets valvulaires ont été utilisés. Patch de BP et conduit BJV furent achetées chez les fabricants. Avant utilisation, décongeler le CH suivant les instructions de EHB12.

  1. Rincer tous les tissus à 0,9 % NaCl avant de l’utiliser.
  2. Préparer des biopsies tissulaires à l’aide d’une biopsie cutanée jetables punch pour couper les morceaux de tissu circulaire (10 mm de diamètre).
  3. Couper tous les patchs de tissus à la même hauteur à l’aide de bistouris stériles jetables.
  4. Pour les tissus fixés au glutaraldéhyde (par exemple les conduits BJV), incuber les morceaux de greffon durant la nuit à 4 ° C, avec 200 g/L d’albumine humaine pour neutraliser le fixateur.
  5. Laver les résidus de glutaraldéhyde avec 0,9 % NaCl dans une plaque de microtitration.  Répétez 3 fois pendant 1 minute.

2. préparation de bactéries pour expériences de Perfusion

Remarque : Les trois isolats bactériens ont été utilisées : S. aureus Cowan (ATCC 12598), s. epidermidis ATCC 149900 et S. sanguinis NCTC 7864. S. aureus et S. epidermidis sont cultivées à 37 ° C dans un bouillon trypticase soja (TSB) et S. sanguinis a été cultivé à 37 ° C, avec 5 % de CO2 dans bouillon de cerveau coeur cervelle (BHI).

  1. Préparer une culture de bactéries sur une gélose au sang solide.
    1. Utilisez une boucle stérile pour gratter les bactéries congelées et ensemencer sur une gélose Mueller-Hinton sang pour une culture à 37 ° C.
  2. Utiliser une anse à inoculation stérile pour ramasser une colonie unique de la culture de gélose au sang durant la nuit et ensemencer dans 10 mL de BST ou BHI dans un tube de 14 mL et de la culture pendant une nuit à 37 ° C.
  3. Centrifuger les cultures pendant la nuit (3000 x g, 4 ° C, 10 min) et remettre en suspension les pellets dans 10 mL de solution saline tamponnée au phosphate (PBS). Placer les tubes de 14 mL sur la glace.
  4. Préparer une partie aliquote de la solution de 3,7 mg/mL de 5 (6) - carboxy - fluorescéine N-hydroxy-succinimidyl ester (CF) dans l’éthanol et conserver à-20 ° C. Plus loin, diluer le stock des FC à 150 µg/mL avec de l’eau « ultrapure ».
    Remarque : Protéger les tubes de lumière à l’aide de papier d’aluminium et conserver à-20 ° C.
  5. Centrifuger les bactéries (3000 x g, 4 ° C, 10 min) et remettre en suspension les pellets dans 800 µL de PBS et ajouter 200 µL de la solution de CF 150 µg/mL (concentration finale de 30 µg/mL utilisés pour les expériences de perfusion). Protéger les tubes de lumière avec du papier aluminium et incuber 30 min à l’aide d’un agitateur orbital.
  6. Après marquage, bloc avec 2 % de solution d’albumine sérique bovine (BSA) dans du PBS et essorage (3000 x g, 4 ° C, 10 min). Faire suivre par un lavage à l’aide de 10 mL de PBS et pellet bactéries par centrifugation (3000 x g, 4 ° C, 10 min).
  7. Diluer les bactéries avec PBS pour obtenir 10 unités formant colonie de7 (UFC) par millilitre (vérifié par UFC comptage sur plaques de gélose au sang de Mueller-Hinton), ce qui correspond à une OD600 (densité optique) de 0,65. Garder les lampes dans l’obscurité sur la glace avant d’expériences de perfusion.
    Remarque. N’oubliez pas que OD600 mesures reflètent le nombre approximatif de bactéries. Pour compter la dose efficace de l’inoculation, la méthode de dilution en série est une étape supplémentaire nécessaire pour vérifier la division d’opposition selon nombres tel que décrit dans l’article 3.8.

3. in vitro expériences de Perfusion à l’aide d’une chambre d’ionisation de plaques parallèles

  1. Monter des biopsies tissulaires de 10 mm de diamètre et la même épaisseur (préparé dans les étapes de 1,1 à 1,5) dans un système de chambre de flux avec la surface intérieure vers le haut pour entrer en contact avec la suspension bactérienne.
    Remarque : La même épaisseur de tissu à travers différents greffons fait en sorte que la même hauteur de tissu est atteinte dans le chenal permettant l’écoulement laminaire dans toutes les conditions. Tous les éléments de la chambre de flux sont présentés et décrits à la Figure 1.
    1. Pour commencer le protocole, placez le morceau de tissu ronde entre une lame de microscope avec une perforation circulaire de 8 mm et un joint de caoutchouc.
      Remarque : La lame de microscope possède le film ultra-mince bas afin de permettre la génération de l’orifice de 8 mm. Ainsi que la feuille de caoutchouc, il fixe le tissu afin de permettre le contact direct entre l’échantillon et le milieu fluide et empêche également la dislocation de la biopsie au cours de l’expérience. La surface du tissu étudié, qui est exposée à l’écoulement (petit diamètre) ne peuvent pas être manipulée par les pinces.
    2. Insérez le support avec le tissu dans la feuille de joint qui est incorporée dans la structure métallique du fond de la chambre.
    3. Fixer le cadre métallique supérieur avec la feuille correspondante de joint d’étanchéité sur la partie inférieure de la chambre avec le support de papier inséré précédemment. Par la suite monter la chambre ensemble avec huit vis et visser les écrous. S’assurer que la hauteur de la chambre est toujours le même à travers des greffes.
      Remarque : La hauteur de la chambre doit être déterminée toujours sur les vis de serrage. Utilisez une pince ou une règle.
  2. Connectez la chambre flow avec une pompe péristaltique et le réservoir de fluide avec les tubes.
  3. Perfuse les tissus avec des suspensions de 107 UFC/mL (vérifié par UFC comptage et relatives aux mesures de600 OD) fluorescent des bactéries marquées dans du PBS avec une contrainte de cisaillement de 3 dyne/cm2 (dyne par centimètre carré unité de pression) par moyen de la pompe péristaltique (débit de 4 mL/min) pendant 1 h à l’aide d’un réservoir bactérien de 400 mL (conception interne, Figure 1), conditionné à 37 ° C à l’aide d’un thermostat de plaque (Table des matières).
  4. Recycler en permanence la suspension bactérienne de 100 mL à l’aide du même réservoir collecteur.
  5. Après la perfusion, démonter la chambre pour libérer la prothèse et laver le morceau de tissu deux fois avec 4 mL de PBS dans une plaque de 12 puits à l’aide de l’agitateur orbital de laboratoire pendant 3 min chaque. Par la suite, couper la partie interne de la prothèse à l’aide d’une biopsie cutanée poinçon d’un diamètre inférieur.
  6. Placez chaque biopsie de tissu dans un tube séparé 14 mL contenant 1 mL de stérile 0,9 % NaCl. Marquer le tube comme #1.
  7. Détacher les bactéries provenant du tissu à l’aide d’un bain de sonication pendant 10 min (amplitude = 100 % et la fréquence = à 45 Hz).
    Remarque : Un détachement complet de bactéries provenant du tissu greffes doivent être évaluées lors de l’incubation des patches pendant une nuit à 37 ° C dans un milieu liquide du BST suivi de mesures de600 OD par rapport à contrôler les parcelles traitées avec une solution libre de bactéries.
  8. Utilisez une méthode de dilution en série sur plaques de gélose au sang de Mueller-Hinton pour compter UFC.
    1. Préparer un tube unique de 14 mL avec 10 mL de sérum physiologique stérile pour faire des dilutions successives de la suspension bactérienne obtenue après sonication. Qualifier ce tube #2.
      Remarque : Pour chaque expérience un tube de tissu avec 10 mL de 0,9 % NaCl est nécessaire.
    2. Préparer trois 14 mL tubes 10 ml stérile 0,9 % NaCl pour les dilutions en série de la suspension bactérienne de l’étape 2.7. Identifier les tubes comme suit 3 #, 4 #, 5 #.
      Remarque : Cette étape est nécessaire de connaître le nombre d’UFC réel dans une suspension bactérienne utilisé pour l’expérience de la perfusion.
    3. Vortex mélanger chaque tube pendant 15 s. Vortex les tubes avec la biopsie de tissu ainsi que la suspension bactérienne initiale pour faire des dilutions successives.
    4. Préparer trois boîtes de gélose, deux pour l’expérience de tissu (perfusion de bactéries et contrôle perfusion de PBS) et la troisième pour la suspension bactérienne initiale utilisée pour les perfusions.
    5. Étiqueter les trois secteurs par plaque pour l’expérience de tissu en le suivant de manière 10-1, 10-3 et 10-4. Pour compter le nombre d’UFC dans les perfusats bactériennes, étiqueter la plaque comme suit : 10-1, 10-3, 10-5 et 10-7.
      Remarque : Toutes les indications sur la gélose plaques comme 10-1, 10-3 et ainsi de suite se référer au nombre final d’UFC/mL, calculé sur le lendemain. Plaque de commande ne nécessite pas de tous les secteurs. Avant utilisation, géloses au sang devraient être placées sous la hotte laminaire et ouvert pour enlever l’excès d’humidité.
    6. Pour poursuivre l’élaboration de la série de dilutions, transférer 100 µL du tube #1 sur le tube #2 et mélanger vigoureusement avec vortex.
    7. Étaler les 100 µL du contenu du tube #1 et #2 sur les correspondants de secteurs 10-1 et 10-3 de la gélose. De même, répandre 10 µL de tube #2 sur le secteur 10-4, répétez cette opération 4 fois pour obtenir 4 crus séparés de chaque volume de 10 µL.
      Remarque : En raison du faible volume utilisé pour le placage sur le secteur 10-4, il est conseillé d’avoir plusieurs nombre de gouttelettes de faire un nombre moyen d’UFC cultivés.
    8. Pour préparer les dilutions en série de la culture initiale, transférer 100 µL de la suspension bactérienne de l’étape 2.7 au tube #3 et mélanger vigoureusement avec vortex. Ajouter 100 µL de tube #3 au tube #4 et bien mélanger, répétez la procédure pour tube ultérieure #5.
    9. Étaler 100 µL du contenu des tubes 3 #, 4 #, 5 # et la suspension bactérienne ajustée (étape 2.7), respectivement, sur les secteurs 10-3, 10-5, 10-7 et 10-1 de la gélose au sang.
    10. Laissez les géloses au sang dans la hotte laminaire à l’air sec les spreads bactériennes, généralement pendant 10 minutes. Ensuite, placez les plaques à 37 ° C pendant une nuit d’incubation.
    11. Après incubation pendant la nuit, compter les colonies bactériennes pour obtenir le nombre d’UFC résultant de l’adhésion à des biopsies tissulaires et le CFU/mL dans la suspension bactérienne départ utilisée pour la perfusion. Exprimer les résultats en CFU/cm2.

4. Fluorecence de bactéries collés à la greffe de tissus à la Perfusion

  1. Après la perfusion, laver les morceaux de tissus avec du PBS (voir étape 3.5) et couper la partie intérieure d’un greffon à l’aide d’un poinçon d’un diamètre inférieur.
  2. Préparer une plaque 6 puits et placer les gouttelettes du milieu de montage (Table des matières).
  3. Placez chaque morceau de tissu avec sa surface perfusé à la baisse sur une seule goutte de milieu de montage.
  4. Lire une plaque à l’aide d’un scanner de fluorescence (Table des matières). Définir les paramètres de longueur d’onde d’excitation et d’émission selon un fluorophore utilisés pour l’étiquetage bactérienne.

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Résultats

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Pour mieux comprendre les mécanismes derrière IE développement, ce modèle permet l’évaluation de bactérien et facteurs de tissus associés présent dans la situation in vivo de l’apparition de l’infection.

En détail, l’approche novatrice en vitro permet de quantifier l’adhésion bactérienne dans des conditions d’écoulement aux tissus différents greffons en perfusant les bactéries fluorescent étiquetés sur...

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Discussion

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Les observations cliniques récentes donnent spéciale sensibilisation à IE comme complication chez des patients ayant subi un remplacement valvulaire des RVOT6,13. Dysfonctionnement de la valve implantée dans IE est le résultat d’interactions bactériennes avec la prothèse endovasculaire, menant à une vaste inflammatoires et procoagulant réactions1,14. Le modèle présenté roman in vitro nous a permi...

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Remerciements

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Cette étude a été financée par une subvention de la recherche fonds KU Leuven (OT/14/097) accordée aux RH. VRT a été stagiaire postdoctoral de la fondation de recherche de FWO - Vlaanderen (Belgique ; Grant Number - 12K0916N) et RH est pris en charge par le fonds de recherche clinique de UZ Leuven.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Patch de péricarde bovin (BP), Souple Peri-Guard PericardiumSynovis Surgical Innovations, États-UnisPC-0404SN
Conduits de veine jugulaire bovine (BJV)Conduit ; Medtronic Inc, États-UnisM333105D001
CH Homogreffe cryoconservéeBanque européenne d’homogreffes (EHB)-
Acu-PunchAcuderm Inc, États-UnisP850 (8 mm) ; P1050 (10 mm)
albumine humaineFlexbumin ; Baxter, BelgiqueBE171464
LOT :16G12C
Bouillon de soja tryptique (TSB)Fluka, Steinheim, Allemagne22092-500G
Bouillon d’infusion cardiaque (BHI)Fluka53286-500G
Solution saline tamponnée au phosphate (PBS).Gibco14190-094
5(6)-Carboxyfluorescéine N-hydroxysuccinimide ester (CF)Sigma-Aldrich, Allemagne21878-100MG-F
Pompe péristaltique (MODEL ISM444B)Ismatec BVP-Z Standard ; Cole Parmer, Wertheim, Allemagne631942-2
Nettoyeur à ultrasons VWR à bain de sonication ; VWR, Radnor, Pennsylvanie142-6044230 V/50 -60 Hz 60 VA ; HF45kHz, 30W
ProLong Gold AntifadeMountant Invitrogen by ThermoFisherP36930
InCell Analyzer 2000 (scanner à fluorescence)GE Healthcare Life Sciences, Pittsburgh, Pennsylvanie29027886
Arium Pro VF - eau ultrapure - H2O MilliQMillipore87206462
Lames microscopiques - Chambres de culture tissulaire (1 puits)Sarstedt94.6140.102
1 puits sur Lumox détachableSarstedt94.6150.101
Acier inoxydable - lames chirurgicalesSwann-Morton311
Tube en silicone Tygon, 1/8"ID x 1/4"ODCole-ParmerEW-95702-06Plage de température : &ndash ; 80 à 200° ; C
Stériliser : Avec de l’oxyde d’éthylène, une irradiation gamma ou un autoclave pendant 30 min, 15 psi de pression
Tube PharMed BPTSaint-GobainAY242012Autoclavable 30 min à 121° ; C
Tygon LMT-55 TubeSaint Gobain Performance Plastics&trade ;
15312022 ThermostatBMG BIOMEDIZINTECHNIK300-0042230V, 90VA, 50Hz

Références

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  1. Que, Y. A., Moreillon, P. Infective endocarditis. Nature Reviews Cardiology. 8 (6), 322-336 (2011).
  2. Werdan, K., et al. Mechanisms of infective endocarditis: pathogen-host interaction and risk states. Nature Reviews Cardiology. 11 (1), 35-50 (2014).
  3. Moreillon, P., Que, Y. A. Infective endocarditis. The Lancet. 363 (9403), 139-149 (2004).
  4. Jalal, Z., et al. Selective propensity of bovine jugular vein material to bacterial adhesions: An in vitro study. International Journal of Cardiology. 198, 201-205 (2015).
  5. Sharma, A., Cote, A. T., Hosking, M. C. K., Harris, K. C. A Systematic Review of Infective Endocarditis in Patients With Bovine Jugular Vein Valves Compared With Other Valve Types. JACC Cardiovascular Interventions. 10 (14), 1449-1458 (2017).
  6. Malekzadeh-Milani, S., et al. Incidence and predictors of Melody(R) valve endocarditis: a prospective study. Archives of Cardiovascular Diseases. 108 (2), 97-106 (2015).
  7. Hill, E. E., et al. Management of prosthetic valve infective endocarditis. American Journal of Cardiology. 101 (8), 1174-1178 (2008).
  8. Claes, J., et al. Clumping factor A, von Willebrand factor-binding protein and von Willebrand factor anchor Staphylococcus aureus to the vessel wall. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 15 (5), 1009-1019 (2017).
  9. Fowler, T., et al. Cellular invasion by Staphylococcus aureus involves a fibronectin bridge between the bacterial fibronectin-binding MSCRAMMs and host cell beta1 integrins. European Journal of Cell Biology. 79 (10), 672-679 (2000).
  10. Patti, J. M., Hook, M. Microbial adhesins recognizing extracellular matrix macromolecules. Current Opinion in Cell Biology. 6 (5), 752-758 (1994).
  11. Massey, R. C., et al. Fibronectin-binding protein A of Staphylococcus aureus has multiple, substituting, binding regions that mediate adherence to fibronectin and invasion of endothelial cells. Cellular Microbiology. 3 (12), 839-851 (2001).
  12. Jashari, R., et al. Belgian and European experience with the European Homograft Bank (EHB) cryopreserved allograft valves--assessment of a 20 year activity. Acta Chirurgica Belgica. 110 (3), 280-290 (2010).
  13. Cheatham, J. P., et al. Clinical and hemodynamic outcomes up to 7 years after transcatheter pulmonary valve replacement in the US melody valve investigational device exemption trial. Circulation. 131 (22), 1960-1970 (2015).
  14. Que, Y. A., et al. Fibrinogen and fibronectin binding cooperate for valve infection and invasion in Staphylococcus aureus experimental endocarditis. The Journal of Experimental Medicine. 201 (10), 1627-1635 (2005).
  15. Veloso, T. R., et al. Bacterial adherence to graft tissues in static and flow conditions. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 155 (1), 325-332 (2018).
  16. Liesenborghs, L., Verhamme, P., Vanassche, T. Staphylococcus aureus, master manipulator of the human hemostatic system. Journal of Thrombosis and Haemostasis. 16 (3), 441-454 (2018).
  17. Chiu, J. J., et al. Shear stress increases ICAM-1 and decreases VCAM-1 and E-selectin expressions induced by tumor necrosis factor-[alpha] in endothelial cells. Artheriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 24 (1), 73-79 (2004).
  18. Jockenhoevel, S., Zund, G., Hoerstrup, S. P., Schnell, A., Turina, M. Cardiovascular tissue engineering: a new laminar flow chamber for in vitro improvement of mechanical tissue properties. ASAIO Journal. 48 (1), 8-11 (2002).
  19. Veltrop, M. H. A. M., et al. Bacterial Species- and Strain-Dependent Induction of Tissue Factor in Human Vascular Endothelial Cells. Infection and Immunity. 67 (11), 6130-6138 (1999).

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Mots-clés

Endocardite infectieuseUnit s formant colonieConditions de contrainte de cisaillementPr paration de biopsie tissulaireM thode de dilution en s rieComptage sur plaques d agarStaphylococcus aureus

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