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Article de méthode

Microfocus X-ray CT (microCT) Imagerie d'Actinia equina (Cnidaria), Harmothoe sp. (Annelida), et Xenoturbella japonica (Xenacoelomorpha)

8.3K vues

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DOI :

10.3791/59161

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6 août 2019

Dans cet article

Résumé

Ici, les protocoles pour effectuer l'imagerie par tomodensitométrie par rayons X (microCT) de trois animaux invertébrés marins sont expliqués en détail. Cette étude décrit des étapes telles que la fixation de l'échantillon, la coloration, le montage, la numérisation, la reconstruction d'images et l'analyse des données. Des suggestions sur la façon dont le protocole peut être ajusté pour différents échantillons sont également fournies.

Résumé

Traditionnellement, les biologistes ont dû s'appuyer sur des méthodes destructrices telles que la section pour étudier les structures internes des organismes opaques. L'imagerie par tomodensitométrie par rayons X (microCT) microfocus non destructive est devenue un protocole puissant et émergent en biologie, en raison des progrès technologiques dans les méthodes de coloration des échantillons et les innovations dans le matériel microCT, les ordinateurs de traitement et les données logiciel d'analyse. Cependant, ce protocole n'est pas couramment utilisé, comme c'est le cas dans les domaines médical et industriel. L'une des raisons de cette utilisation limitée est l'absence d'un manuel simple et compréhensible qui couvre toutes les étapes nécessaires : prélèvement d'échantillons, fixation, coloration, montage, numérisation et analyse des données. Une autre raison est la grande diversité des métazoaires, en particulier les invertébrés marins. En raison de la diversité des tailles, des morphologies et des physiologies des invertébrés marins, il est crucial d'ajuster les conditions expérimentales et les configurations matérielles à chaque étape, selon l'échantillon. Ici, les méthodes d'imagerie microCT sont expliquées en détail à l'aide de trois invertébrés marins phylogénétiquement divers : Actinia equina (Anthozoa, Cnidaria), Harmothoe sp. (Polychaeta, Annelida) et Xenoturbella japonica ( Xenoturbellida, Xenacoelomorpha). Des suggestions sur l'exécution de l'imagerie microCT sur divers animaux sont également fournies.

Introduction

Les chercheurs en biologie ont généralement dû faire des sections minces et effectuer des observations par microscopie légère ou électronique afin d'étudier les structures internes des organismes opaques. Cependant, ces méthodes sont destructrices et problématiques lorsqu'elles sont appliquées à des spécimens rares ou précieux. En outre, plusieurs étapes de la méthode, telles que l'encastrement et la sectionnement, prennent du temps, et il peut prendre plusieurs jours pour observer un échantillon, selon le protocole. En outre, lors de la manipulation de nombreuses sections, il ya toujours une possibilité d'endommager ou de perdre certaines sections. Des techniques de ....

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Protocole

1. Fixation

  1. Pour Actinia equina, détendez les animaux dans 10% mgCl2 eau de mer pendant environ 15 min à température ambiante. Transférer à 70 % d'éthanol et conserver à température ambiante.
  2. Pour Harmothoe sp., anesthésiez les animaux en les plaçant dans l'eau de mer glacée pendant environ 15 min. Transférer à 10 % (v/v) solution formaline avec de l'eau de mer et stocker à température ambiante.
  3. Pour Xenoturbella japonica, détendez l'animal en utilisant 7% MgCl2 en eau douce. Fixez le paraformaldéhyde (PFA) de 4 % dans l'eau de mer filtrée pendant la nuit. Placer dans 70 % d'éthanol et cons....

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Résultats

Nous avons exécuté la formation image de microCT sur A. equina (Anthozoa, Cnidaria), Harmothoe sp. (Polychaeta, Annelida), et X. japonica (Xenoturbellida, Xenacoelomorpha) après coloration des échantillons avec la solution lugol de 25%. La coloration a amélioré avec succès le contraste des structures internes dans tous les spécimens, permettant l'observation des tissus mous internes (figure 6). Avec les rapports précédents6,

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Discussion

Les fixatifs utilisant la formaline, tels que la solution formaline de 10 % (v/v) dans l'eau de mer utilisée dans cette étude, sont connus pour préserver la morphologie de divers invertébrés marins et sont souvent utilisés pour l'imagerie microCT18,24,25 ,26,28,30,33. Cependant, des restric.......

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Remerciements

Nous tenons à remercier Toshihiko Shiroishi pour son aide et pour fournir l'environnement de recherche au cours de cette étude. Nous sommes reconnaissants à Kensuke Yanagi et Takato Izumi pour des conseils sur A. equina, et Masaatsu Tanaka pour des conseils sur le spécimen Harmothoe sp. Nous tenons à remercier le personnel du Shimoda Marine Research Center, de l'Université de Tsukuba et de la station biologique marine de Misaki, à l'Université de Tokyo, pour leur aide dans les collections d'échantillons. Nous tenons à remercier Editage (www.editage.jp) pour l'édition en anglais. Ce travail a été soutenu par le JSPS Grant-in-Aid for Young Scientists (....

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Erlenmeyer 250 mlCorningCLS430183
5 ml Tube d’échantillonnage ST-500BIO-BIK103010
50 ml Tube en polypropylèneGreiner Bio One International227261
60 mm Plat non traitéIWAKI1010-060
AgarosePromegaV3125
Pointe de qualité écologique (bleu) 1000 et micro ; lBMBioBIO1000RF
ÉthanolWako Pure Chemical Industries057-00451
FormolWako Pure Chemical Industries061-00416
IodeWako Pure Chemical Industries094-05421
Chlorure de magnésium hexahydratéWako Pure Chemical Industries135-00165
Visionneuse DICOM OsiriXPixmeo SARLOsiriX MD v10.0https://www.osirix-viewer.com
ParaformaldéhydeWako Pure Chemical Industries163-25983
Aiguille pétioléeAS ONE2-013-01
Micropipette Pipetman P200GILSONF123601
Pipetman P1000 MicropipetteGILSONF123602
Iodure de potassiumWako Pure Chemical Industries166-03971
Pince à épiler de précision 5DUMONT0302-5-PS
QuickRack MultI fit tip (jaune) 200 ulSorenson10660
Lames de rasoirFeatherFA-10
Pince à épilerNAPOXA-26
Microscope stéréoscopiqueLeicaMZ95
Système d’imagerie Micro-CT à rayons XComscantechnoScanXmate-E090S105

Références

  1. Susaki, E. A., Tainaka, K., Perrin, D., Yukinaga, H., Kuno, A., Ueda, H. R. Advanced CUBIC protocols for whole-brain and whole-body clearing and imaging. Nature Protocols. 10, 1709-1727 (2015).
  2. Susaki, E. A., Ueda, H. R.

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