Modèles de mammifères in vivo des défauts osseux taille critique sont indispensables pour les chercheurs qui étudient les mécanismes de guérison et de traitements orthopédiques. Ici, nous introduisons un protocole pour la création de défauts reproductibles, segmentaires, fémorales chez les rats stabilisés à l’aide de fixation externe.
Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.
Article de méthode
Un modèle fiable et reproductible taille critique segmentaire fémorale défaut chez les Rats stabilisé avec un fixateur externe personnalisée
Dans cet article
Résumé
Résumé
Recherche orthopédique s’appuie fortement sur des modèles animaux pour étudier les mécanismes de guérison en vivo l’OS mais aussi enquêter sur les nouvelles techniques de traitement. Taille critique segmentaires défauts sont difficiles à traiter cliniquement, et les efforts de recherche pourraient bénéficier d’un modèle animal petit fiable, ambulatoire d’une anomalie fémorale segmentaire. Dans cette étude, nous présentons un protocole chirurgical optimisé pour la création cohérente et reproductible d’un défaut critique diaphysaire de 5 mm dans un fémur de rat stabilisé avec un fixateur externe. L’ostéotomie diaphysaire a été réalisée à l’aide d’un gabarit personnalisé de placer 4 Kirschner fils bicortically, qui ont été stabilisées avec un dispositif adapté de fixateur externe. Une scie à OS oscillante a été utilisé pour créer le défaut. Une éponge de collagène seule ou une éponge de collagène imbibés rhBMP-2 a été implantée dans le vice et la guérison osseuse a été suivie sur une période de 12 semaines à l’aide de radiographies. Après 12 semaines, les rats ont été sacrifiés, et analyse histologique a été effectuée sur le contrôle excisé et traité des fémurs. Des défauts osseux contenant uniquement des éponges de collagène a produit non syndiquées, rhBMP-2 conduit la formation d’un remodelage de l’OS périostique impitoyables et nouveau. Animaux bien récupérée après l’implantation et externe fixation réussi à stabiliser les défauts fémorales pendant 12 semaines. Ce modèle chirurgical simplifié pourrait être facilement appliqué pour étudier la guérison osseuse et tester de nouveaux biomatériaux orthopédiques et thérapies régénératives in vivo.
Introduction
Chirurgie orthopédique traumatologique met l’accent sur le traitement d’un large éventail de fractures complexes. Critique osseuse segmentaire diaphysaire défauts sont avérés difficiles à traiter cliniquement en raison de la diminution de la capacité régénératrice du muscle environnant et de périoste ainsi que l’échec de localisé angiogenèse1. Les techniques modernes de traitement comprennent la fixation du dispositif avec une greffe osseuse, retardé une greffe osseuse (masquelet service), transport osseux, fusion ou amputation2,3,4. Dans la plupart des patients qui ont la fonction ambulatoire conservée après leur traumatisme, avec des branches distales fonctionne bien, récupération de la branche est clairement un meilleur traitement option5. Ces traitements de sauvetage exigent souvent des interventions chirurgicales mises en scène sur un parcours long traitement. Certains auteurs ont suggéré que la fixation externe est supérieure par rapport à la surface de la fixation interne pour ces applications en raison des dommages tissulaires une diminution pendant l’implantation, diminuée implantée et le réglage postopératoire accru de le fixateur6. Cependant, un essai contrôlé randomisé prospectif est actuellement d’en cours pour aider à clarifier cette controverse des internes ou externe fixation de graves fractures ouvertes du tibia7. Malheureusement, avec soit le traitement choisi, les taux de complication et échec significatifs persistent8,9. Avec une méthode de traitement, à l’égard de la perte osseuse segmentaire, le chirurgien doit composer avec les défauts diaphysaires segmentaires qui présentent des défis importants. Correction d’irrégularités segmentaires doit maximiser la stabilisation osseuse et en même temps améliorer les processus ostéogénique10,11.
En raison de l’importance clinique, mais le volume plus faible, des défauts de segmentaires diaphysaires de taille critique, un modèle animal efficace et reproductible est nécessaire pour permettre à des équipes de recherche faire avancer les techniques de traitement et améliorer les résultats cliniques. Les chercheurs doivent étudier en vivo physiologique mécanismes guérison chez un modèle animal mammifère. Ces modèles de fixation externe déjà parmi les12,13,14,15, nous espérons offrir une méthode plus fiable pour les non-syndicats chez les animaux non traités, diminution des coûts grâce au choix de matériaux de fixateur abordable et esquisse un protocole chirurgical simple d’application facile pour les études à venir. Le principal objectif du présent protocole est d’établir un modèle fiable et reproductible d’un défaut critique diaphysaire chez les rats. La procédure a été évaluée en évaluant la stabilisation et l’os de guérison dans les fémurs de rat pendant 12 semaines. Les objectifs secondaires compris : faire un modèle abordable comme un coût efficace que possible, simplifiant l’approche chirurgicale et la stabilisation et d’assurer éthiques soin des animaux. Les auteurs et l’équipe de recherche réalisé des expériences préliminaires avec une gamme de différents biomatériaux et thérapies régénératives potentiels afin d’améliorer la guérison dans ce défaut segmentaire.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Protocole
Les rats utilisés dans cette étude ont reçu des soins quotidiens selon les directives de l’AVMA pour l’euthanasie des animaux : 2013 édition16. Le Comité de l’urbanisme à l’Université du Wisconsin-Madison et d’institutionnels animalier évalué et approuvé ce protocole expérimental avant le début du projet.
1. les animaux
- Utilisez les rats mâles Sprague-Dawley non consanguines, pesant environ 350 g.
2. préparation de Bone Morphogenetic protéine-2 (rhBMP-2) imbibé d’éponge échafaudages
NOTE : Préparation de l’échafaudage doit se produire juste avant l’implantation dans le fémur (voir étape 6.14).
- Suivez les instructions du fabricant pour l’utilisation d’une trousse de greffe établi rhBMP-2 OS contenant une éponge de collagène, lyophilisée rhBMP-2 et l’eau stérile pour reconstitution17. Maintien de la stérilité, reconstituer la rhBMP-2 avec l’eau stérile à une concentration de 1,5 mg/mL.
- À l’aide de ciseaux stériles et un dirigeant stérile, couper l’éponge rhBMP-2 collagène trempé à remodeler pour s’adapter à une 5 mm x 3 mm x 3 défaut de mm.
- À l’aide d’une seringue, répartir la solution rhBMP-2 sur l’éponge de collagène afin qu’il soit absorbé.
3. préparation du dispositif de fixation externe personnalisée
Remarque : Voir la Figure 1 a pour la liste plus complète des dimensions.
- Couper en aluminium stock (type 6061, 0,088" épaisseur) de la feuille à deux pièces (1.4" x 6") à l’aide d’une scie sauteuse ou tout autre outil approprié.
- Monter une pièce dans la machine de fraisage et, à l’aide d’un moulin de foret de carbure de 90°-point 1/8", coupez quatre rainures « V » (profondeur de 0,035") dans la longueur. Laisser l’autre morceau gratuit de coupes.
- Couper des plaques individuelles de 0.3" largeur des deux pièces (Figure 1 b). Mesurer et percer les trous de vis pour 4-40 fils. Tapoter la plaque avec des rainures de « V » avec le fil 4-40. Percer la plaque sans rainures pour une perceuse de corps #4 vis.
- Poncer les deux pièces à coins arrondis et à réduire le poids (Figure 1).
- Visser les pièces ainsi que de 4-40, 18-8 inox bouchon vis à tête ronde (0,25") afin que les cannelures soient à égalité contre la plaque ordinaire (Figure 1)
4. analgésie et procédure anesthésique
- Induire l’anesthésie en plaçant le rat dans la chambre d’induction offrant 4 L O2/min avec 4 % isoflurane.
Attention : Personnel de recherche doit éviter l’inhalation de gaz anesthésique et maintenir la bonne hotte et ventilation dans le laboratoire. - Retirer le rat de la chambre après que le rat perd le réflexe de redressement, fixez une extrémité conique et placez à la dose d’entretien de l’anesthésie par le nez (O2 débit à 2-3 L/min et 0,8 % isoflurane).
- Placez le rat sur le coussin chauffant ou la lumière-réchaud pour éviter l’hypothermie.
- Confirmer la profondeur adéquate de l’anesthésie par pincement de l’orteil ou le réflexe palpébral.
- S’applique à lubrification aux yeux pour éviter le dessèchement de la cornée.
- Livrer une injection sous-cutanée de la buprénorphine à libération prolongée (1 mg/kg) sur le tronc/dos du rat, loin du site chirurgical, à fournir une analgésie jusqu'à 3 jours après la chirurgie.
5. aseptique préparation et antibiotiques préventifs
- Raser la zone autour de hindleg à l’aide de la 13ème côtes, le pied, la ligne médiane dorsale et la ligne médiane ventrale comme marges.
- Zone de broussailles rasé à l’aide de 2 x 2 compresses imbibées de polyvidone iodée 10 % suivie par 70 % EtOH (4 fois chacun en alternance).
- Administrer une injection intramusculaire de céfazoline (20 mg/kg) dans les quadriceps du dispositif.
- Administrer l’enrofloxacine (0,25 mg/ml) dans l’eau potable pendant 7 jours après l’opération pour une protection antibiotique continue.
- Placez des rats sur les aliments médicamenteux (p. ex., Uniprim) pour la durée de l’étude pour prévenir les infections des voies broche.
- Appliquer double onguent antibiotique à l’interface de peau ou de broches une fois par jour pendant 3 jours après l’opération.
Remarque : Évitez d’aucune broche de fixation externe ou serrez relâchement qui peut contribuer au développement d’une infection.
6. intervention chirurgicale
Remarque : Assurez-vous un concertée aux efforts afin de maintenir un champ stérile et l’espace de travail et de suivre la technique stérile tout au long de l’intégralité de l’affaire.
- Étendre les jambes rasée drapé fenêtrée, collant transparent et banc chirurgicale couverture en serviettes stériles pour créer un champ stérile.
- Palper le fémur et utiliser une lame #15 pour créer une incision de la face antérolatérale à travers la peau qui s’étend de la rotule au grand trochanter au fémur proximal.
- Soigneusement inciser le carénage latéral de la jambe le long du septum intermusculaire pour séparer le muscle vaste externe du quadriceps antérieurement les ischio-jambiers vers l’arrière jusqu'à ce que le fémur latéral est exposé. Préserver l’insertion de fessier tendon abducteur sur le grand trochanter.
- Effectuer une dissection de tissus mous circonférentielle atraumatique prudent et exposer le fémur à son milieu diaphyse commençant sur la surface latérale. Pour ce faire, utiliser une lame #15 pour couper délicatement le muscle à l’os sous-jacent en gardant la lame parallèle contre le contour de la surface osseuse. Utiliser un ascenseur périostique pour soulever le muscle à l’OS exposé comme il est disséqué et continuer autour de la tige fémorale jusqu'à 7 à 10 mm de la diaphyse central a été effacé des tissus mous sur toutes les parties à se préparer à l’ostéotomie.
Remarque : Éviter de blesser le paquet vasculo-nerveux fémoral médial. - Insérez les quatre fils de Kirschner (k) de 1,0 mm : 2 proximale et distale dans le fémur perpendiculaire sur le fémur latéral, 2 dirigé droit latéral à médial. S’assurer que toutes les broches s’engager les deux cortex (bicorticales) pour une stabilité suffisante (Figure 2 a).
- Commencer d’abord, avec la tige distale plus juste au niveau de l’épicondyle latéral. Place jig flush sur le fémur distal latéral et insérez un extrémité filetée 1,0 k-fil.
- Maintenant la position du gabarit sur l’os, identifier où la broche plus proximale pénétrera dans l’OS basé sur les trous du gabarit. Une fois que la position est déterminée, soigneusement inciser parallèle aux fibres du tendon fessier que nécessaires pour créer un petit écart dans le tissu pour la goupille de proximal à passer à travers, minimisant ainsi les dommages iatrogènes au tendon. Percer un 1,0 mm non filetée k-fil dans cet intervalle, assurant encore une fois que la goupille s’enclenche les deux cortex (Figure 2 b).
- Maintenir la position de la jig au contact de l’os et percer deux 1,0 mm fileté Kirschner, une de chaque côté du site du défect futures. S’assurer que les broches s’engage les deux cortex (Figure 2).
- Placez le fixateur externe bar niveau 1 cm au-dessus de la peau et vissez, blocage de la barre en place. Couper les longueurs excédentaires broche (Figure 2D).
- Préparer l’ostéotomie (création de défaut) en plaçant un rétracteur incurvé, petit autour du fémur antérieur et postérieur pour protéger les tissus mous environnants, les muscles et paquet vasculo-nerveux. Utilisant un oscillant sagittale ~ 5 mm lame de scie, avec beaucoup de prudence créer un défaut segmentaire de 5 mm par le biais de la diaphyse du milieu. Appliquer une lumière, une pression uniforme avec la scie afin d’éviter d’inutile fracture (Figure 2E).
- Appliquer de petites quantités d’irrigation (température ambiante 0,9 % du sérum physiologique (NS)) selon les besoins, tout en créant des défauts afin d’éviter une nécrose thermique de l’os.
- Rincer la plaie à l’aide de 10 mL de la Nouvelle-Écosse après avoir créé le défaut.
- Administrer 0,1 mL d’une bupivacaïne 0,25 % d’épinéphrine (1 : 200, 000) sur la plaie comme analgésique et vasoconstricteur.
- Insérer l’échafaud (5 x 3 x 3 mm) d’éponge de collagène ou rhBMP-2 imbibé d’éponge (à partir de l’étape 2) dans le vice. Chaque échafaudage doit être dimensionné de manière appropriée pour couvrir la longueur et le volume du défaut, aidant l’éponge restent en position.
Remarque : À ce stade, complexes d’ARNm peuvent préparer et injectés décrites aux étapes 7.1-7.3 ci-dessous si vous effectuez l’imagerie bioluminescence. - Fermer le plan musculaire en utilisant le modèle simple interrompu avec suture résorbable 4-0. Fermer la couche de la peau, l’utilisation du modèle en cours d’exécution sous-cuticulaires avec suture résorbable 4-0 et colle pour combler les lacunes autour les broches qui dépasse de la peau.
- Enlever le rat de la coiffe, restant sur le coussin chauffant et surveiller en permanence jusqu'à ce que le rat est en mesure de maintenir constamment une posture verticale. À ce stade, placer dans une cage propre pour récupérer.
7. préparation des ARNm complexé et imagerie de bioluminescence
NOTE : Transfection avec des complexes de l’ARNm doit être effectuée pendant l’opération 1 jour avant l’imagerie luminescence. Utiliser des techniques stériles lors de la manipulation des ARNm.
- Mix 10 µL d’ARNm codant pour Gaussia luciférase (stock concentration de 1 µg/µL) avec 30 µL de l’agent de transfection lipidique.
- Prévoir les complexes d’ARNm-lipides pour former en incubant pendant au moins 5 min à température ambiante. L’agent de transfection lipidique se condense les molécules d’ARNm, les stabiliser et améliorer l’efficacité de transfection.
Remarque : Si les complexes ne sont pas utilisés immédiatement, rangez-les dans la glace pour un maximum de 1 h. - À l’aide d’une pipette µL 20 équipé avec pointes filtrées, injecter la moitié du volume des complexes d’ARNm à l’extrémité distale et proximale du défaut, respectivement.
- Le lendemain, 3 min avant l’imagerie, anesthésier le rat l’inhalation isoflurane comme précédemment décrit dans l’étape 4.1.
- Positionner le rat dans in vivo d’imagerie chambre équipé d’un cône de nez prestation entretien isoflurane (0,8 % isoflurane, O2 taux de livraison de 2 à 3 L/min).
- Injecter la coelenterazine remis en suspension dans une solution saline à la dose de 4 mg/kg de poids corporel à proximité de la défectuosité.
- Acquisition d’images de bioluminescence in vivo d’imagerie (IVIS) selon instructions18 les directives du fabricant.
8. imagerie protocole
- Après le calibrage de la machine radiographique simple, un système de rayons x19, anesthésier rat l’inhalation isoflurane comme décrit précédemment (voir étape 4.1) et positionner le rat dans un cône de nez à l’inhalation isoflurane (0,8 % isoflurane, O2 taux de livraison de 2 à 3 L/min) pour une radiographie du fémur antéro-postérieure (AP).
- Alors que le rat est en décubitus sternal, avancer le membre postérieur chirurgical vers l’avant, la flexion au niveau des hanches et étouffer la commune. Flex de l’articulation du Grasset à environ 90°. Bande du côté plantaire de la patte vers le bas, à proximité de la paroi du corps. Position du tibia vers l’avant du fémur afin d’éliminer la possibilité de superposer les os. Pour fournir la légère abduction de la hanche, placez une éponge translucide (environ 15 mm d’épaisseur) dans la région de l’aine. Obtient alors une image (crânienne-caudale) antéro-postérieur du fémur.
- Répétez ce point de vue radiographique fémur AP immédiatement après la chirurgie, 4 et 12 semaines. Utiliser le ruban adhésif et la gaze pour positionner convenablement les extrémité de l’animal pour l’imagerie cohérente et de qualité.
- Enlever le rat de la coiffe et surveiller en permanence jusqu'à ce que le rat est en mesure de maintenir constamment une posture verticale. Ensuite, remettre dans la cage.
9. histologique procédure
- Euthanasier des rats dans une chambre avec l’inhalation de CO2 selon AVMA normes éthiques16.
- Suite à l’euthanasie, se raser le membre postérieur, enlever la peau de l’extrémité du dispositif et équipe du fémur au niveau des hanches. Retirez soigneusement tous les tissus mous du fémur du dispositif (y compris tous les muscles, tendons et ligaments). Laisser seule une mince couche de muscles qui entourent le site de défaut pour protéger la région de guérison contre les dommages accidentels au cours de la dissection.
- Placez le fémur chez 10 % formol tamponné neutre, à température ambiante pendant 3-4 jours pour permettre la fixation. Garder un formol 15:1 rapport de volume tissulaire. Changez la solution une fois le processus de fixation au milieu.
- Détartrer le fémur dans une solution pH 6,5 15 % éthylènediaminetétraacétique acide (EDTA) pendant 3 à 4 semaines. Recueillir la série radiographies pour déterminer le point de terminaison de décalcification.
- Coupent le fémur longitudinalement avec une coupe d’antérieur postérieur dans le plan longitudinal. Soumettre pour enrobage de paraffine standard et l’hématoxyline et éosine (H & E) de la coloration des tissus.
- Envoyer des diapositives H & E à un orthophoniste pour une évaluation histologique.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Résultats
Interventions chirurgicales ont été réalisées en environ une heure par un chirurgien à l’aide d’un assistant. Après optimisation chirurgicale, intra - et les complications post-opératoires ont été considérablement réduits au minimum et l’utilisation de l’appareil de jig assurée taille uniforme (5 x 3 x 3 mm) et la localisation des défauts fémorales. Des rats ont été ambulatoire immédiatement après récupération de l’anesthésie et ne semblent pas avoir toute altération schémas comportementa...
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Discussion
Petits modèles animaux de blessures orthopédiques tels que fractures osseuses complet permettent de recherche qui explore les mécanismes de l’ostéogenèse et évaluer le potentiel thérapeutique des biomatériaux20. Cette étude présente un rat défaut segmentaire modèle stabilisé par un fixateur externe personnalisée qu’une équipe du laboratoire et du génie biomédical peut facilement reproduire pour d’autres études de la réparation osseuse articulaire porteuse.
Des études an...
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Déclarations de divulgation
Les auteurs ne déclarent aucune intérêts financiers concurrents ni aucun avantage. Il n’y a eu aucun avantages reçus directement ou indirectement par les auteurs de cet article.
Remerciements
Ce travail a été soutenu par une subvention d’équipement NIH 1S10OD023676-01 avec un appui supplémentaire fourni par le biais de l’Université du Wisconsin départements d’orthopédie et réadaptation et école de médecine et santé publique. Nous tenons à souligner de l’UW Carbone Cancer Center Support Grant P30 CA014520 et utilisation de leur petit Animal Imaging Facility, ainsi que la subvention de formation NIH 5T35OD011078-08 pour l’appui de H. Martin. Nous remercions également Michael et Mary Sue Shannon pour leur soutien de la société de régénération musculo-squelettiques.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| 0,9 % Saline stérile | Baxter | 2F7124 | Utilisé pour l’irrigation des plaies et la réhydratation |
| 10 % Iode/Povidone | Carefusion | 1215016 | Utilisé pour préparer la peau |
| 10 % Neutre Buffered Formalin | VWR | 89370094 | Utilisé comme fixateur |
| 1mm fil kirschner non fileté | DePuy Synthes | VW1003.15 | Stérilisé, utilisé pour la broche |
| la plus proximaleFil kirschner fileté de 1 mm | DePuy Synthes | VW1005.15 | Stérilisé, utilisé pour les 3 fentes de broches les plus distales |
| 2x2 gaze | Covidien | 4006130 | Stérilisé, utilisé pour préparer la peau et absorber le sang |
| 4-0 Vicryl Suture | Ethicon | 4015304 | Utilisé pour fermer les couches musculaires et cutanées |
| 4-40 x 0,25", 18-8 vis d’assemblage à tête bouton en acier inoxydable | Générique | Fixateur externe assemblage | |
| 4200 Tournevis sans fil | Stryker | OR-S-4200 | Utilisé pour percer des fils kirschner |
| Gaze 4x4 | Covidien | 1219158 | Stérilisé, utilisé pour absorber le sang |
| 70 % Éthanol | Utilisé pour préparer la peau | ||
| Baytril | Bayer Healthcare LLC, Division de la santé animale | 312.10010.3 | Ajouté à l’eau comme antibiotique |
| Céfazoline | Hikma Produits pharmaceutiques | 8917156 | Antibiotique préopératoire |
| CleanCap Gaussia Luciferase mRNA (5moU) | TriLink Biotechnologies | L-7205 | Modification de l’ARNm codant pour la Gaussia Luciferase, garder sur la glace pendant l’utilisation |
| Coelenterazine native | NanoLight Technology | 303 | Substrat pour Guassia Luciferase, utilisé pour évaluer l’activité de la luciférase in vivo |
| Pommade antibiotique double | Johnson & Johnson consumer Inc | 8975432 | Appliqué aux sites d’épingles post-opératoires comme soin des plaies |
| Dual Cut Microblade | Stryker | 5400-003-410 | Utilisé pour créer un défaut de 5 mm dans le fémur |
| Acide éthylènediamine tétraacétique (EDTA) | Fisher | BP120-500 | Utilisé pour décalcifier l’os afin de préparer l’histologie |
| Buprénorphine à libération prolongée | ZooPharm | Utilisé comme soulagement de la douleur pendant 3 jours | |
| Fenestrated champs | 3M | 1204025 | Utilisé pour établir un champ stérile |
| Cordon de pièce à main pour TPS | Stryker | OR-S-5100-4N | Utilisé pour créer un défaut de 5 mm dans le fémur |
| Coussin chauffant | K& H Pet Products | 121239 | Maintien de la température corporelle du rat |
| Tournevis à tête hexagonale | Wiha | 263/1/16 " X 50 | Serrage du fixateur externe |
| Chambre d’induction | Anesthésie générique | pour rats Infuser | |
| une éponge de collagène avec de la protéine morphogénique osseuse humaine recombinante-2 | Medtronic | 7510200 | Traitement cliniquement pertinent utilisé comme contrôle positif |
| Isoflurane | Clipper | 10250 | Anesthésie pour rats |
| IVIS | Perkin Elmer | 124262 | Modalité d’imagerie par bioluminescence |
| Gabarit | Personnalisé | Utilisé pour placer des broches bicorticales | |
| Lipofectamine MessengerMAX | Fisher Scientific | LMRNA003 | agent complexant l’ARNm qui permet l’administration d’ARNm |
| Sensorcaine-MPF (Bupivicane (0,25 %) et épinéphrine (1:200 000)) | APP Pharmaceuticals, LLC | NDC 63323-468-37 | Appliqué au site chirurgical pour le soulagement de la douleur et la vasoconstriction |
| Eau stérile | Hospira | 8904653 | Utilisé comme solvant pour la poudre de céfazoline |
| Plaques de fixation externe en titane Personnalisé | Préparé en interne avec des déchets de titane et une fraiseuse | ||
| Console Total Performance System (TPS) | Stryker | OR-S-5100-1 | Utilisé pour créer un défaut de 5 mm dans le fémur |
| TPS MicroSaggital Saw | Stryker | OR-S-5100-34 | Utilisé pour créer un défaut de 5 mm dans le fémur |
| Ultrafocus Faxitron avec DXA | Faxitron | Modalité d’imagerie radiographique haute résolution | |
| Uniprim régime pour rats Envigo | TD.06596 | Régime médicamenteux pour rats | |
| Interrupteur manuel universel pour TPS | Stryker | OR-S-5100-9 | Utilisé pour créer 5 mm défaut du fémur |
| Vetbond Tissu Adhésif | 3M | 1469 | Fermeture cutanée |
Références
- Filipowska, J., Tomaszewski, K. A., Niedźwiedzki, Ł, Walocha, J. A., Niedźwiedzki, T. The role of vasculature in bone development, regeneration and proper systemic functioning. Angiogenesis. 20 (3), 291-302 (2017).
- Charalambous, C. P., Akimau, P., Wilkes, R. A. Hybrid monolateral-ring fixator for bone transport in post-traumatic femoral segmental defect: A technical note. Archives of Orthopaedic and Trauma Surgery. 129 (2), 225-226 (2009).
- Xing, J., et al. Establishment of a bilateral femoral large segmental bone defect mouse model potentially applicable to basic research in bone tissue engineering. The Journal of Surgical Research. 192 (2), 454-463 (2014).
- Chadayammuri, V., Hake, M., Mauffrey, C. Innovative strategies for the management of long bone infection: A review of the Masquelet technique. Patient Safety in Surgery. 9 (32), (2015).
- Koettstorfer, J., Hofbauer, M., Wozasek, G. E. Successful limb salvage using the two-staged technique with internal fixation after osteodistraction in an effort to treat large segmental bone defects in the lower extremity. Archives of Orthopaedic and Trauma Surgery. 132 (19), 1399-1405 (2012).
- Fragomen, A. T., Rozbruch, S. R. The mechanics of external fixation. The Musculoskeletal Journal of Hospital for Special Surgery. 3 (1), 13-29 (2007).
- O’Toole, R. V., et al. A prospective randomized trial to assess fixation strategies for severe open tibia fractures: Modern ring external fixators versus internal fixation (FIXIT Study). Journal of Orthopaedic Trauma. 31, S10-S17 (2017).
- Fürmetz, J., et al. Bone transport for limb reconstruction following severe tibial fractures. Orthopedic Reviews. 8 (1), 6384(2016).
- Dohin, B., Kohler, R. Masquelet’s procedure and bone morphogenetic protein in congenital pseudarthrosis of the tibia in children: A case series and meta-analysis. Journal of Children's Orthopaedics. 6 (4), 297-306 (2012).
- Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. Fracture healing: Mechanisms and interventions. Nature Reviews Rheumatology. 11, 45-54 (2015).
- Pascher, A., et al. Gene delivery to cartilage defects using coagulated bone marrow aspirate. Gene Therapy. 11 (2), 133-141 (2004).
- Glatt, V., Matthys, R. Adjustable stiffness, external fixator for the rat femur osteotomy and segmental bone defect models. Journal of Visualized Experiments. (92), (2014).
- Betz, O. B., et al. Direct percutaneous gene delivery to enhance healing of segmental bone defects. The Journal of Bone and Joint Surgery. 88 (2), 355-365 (2006).
- Fang, J., et al. Stimulation of new bone formation by direct transfer of osteogenic plasmid genes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 93 (12), 5753-5758 (1996).
- Kaspar, K., Schell, H., Toben, D., Matziolis, G., Bail, H. J. An easily reproducible and biomechanically standardized model to investigate bone healing in rats, using external fixation. Biomedizinische Technik. 52 (6), Berlin. 383-390 (2007).
- Leary, S., et al. AVMA guidelines for the euthanasia of animals: 2013 edition. American Veterinary Medical Association. , (2013).
- McKay, W. F., Peckham, S. M., Badura, J. M. A comprehensive clinical review of recombinant human bone morphogenetic protein-2 (INFUSE Bone Graft). International Orthopaedics. 31 (6), 729-734 (2007).
- Living lmage Software. , Perkin Elmer. (2006).
- Bassett, J. H. D., Van Der Spek, A., Gogakos, A., Williams, G. R. Quantitative X-ray imaging of rodent bone by faxitron. Methods in Molecular Biology. , 499-506 (2012).
- Histing, T., et al. Small animal bone healing models: Standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting. Bone. 49 (4), 591-599 (2011).
- Lieberman, J. R., et al. The effect of regional gene therapy with bone morphogenetic protein-2-producing bone-marrow cells on the repair of segmental femoral defects in rats. The Journal of Bone and Joint Surgery. 81 (7), 905-917 (1999).
- Tsuchida, H., Hashimoto, J., Crawford, E., Manske, P., Lou, J. Engineered allogeneic mesenchymal stem cells repair femoral segmental defect in rats. Journal of Orthopaedic Research. 21 (1), 44-53 (2003).
- Jiang, H., et al. Novel standardized massive bone defect model in rats employing an internal eight-hole stainless steel plate for bone tissue engineering. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 12 (4), 2162-2171 (2018).
- Baltzer, A. W., et al. Genetic enhancement of fracture repair: Healing of an experimental segmental defect by adenoviral transfer of the BMP-2 gene. Gene Therapy. 7 (9), 734-739 (2000).
- Li, Y., et al. Bone defect animal models for testing efficacy of bone substitute biomaterials. Journal of Orthopaedic Translation. 3 (3), 95-104 (2015).
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Réimpressions et autorisations
