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Article de méthode

Génération de peau 3D Organoïde de dérivés du sang de cordon induite par les cellules souches pluripotentes

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DOI :

10.3791/59297

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18 avril 2019

 , 
1CiSTEM Laboratory, Catholic Induced Pluripotent Stem Cell (iPSC) Research Center, College of Medicine, The Catholic University of Korea, 2Department of Biomedicine & Health Science, Seoul St. Mary's Hospital, College of Medicine, The Catholic University of Korea, 3Division of Rheumatology, Department of Internal Medicine, Seoul St. Mary's Hospital, College of Medicine, The Catholic University of Korea

Dans cet article

Résumé

Nous vous proposons un protocole qui montre comment différencier des fibroblastes et des kératinocytes de dérivés de cellules souches pluripotentes induites et générer un organoïde peau 3D, à l’aide de ces kératinocytes et des fibroblastes. Ce protocole comporte une étape supplémentaire de la génération d’un modèle de souris humanisées. La technique présentée ici permettra d’améliorer la recherche dermatologique.

Résumé

La peau est l’organe du plus grand et a de nombreuses fonctions. La peau agit comme une barrière physique et protecteur du corps et régule les fonctions corporelles. Biomimetics est l’imitation des modèles, systèmes et éléments de la nature dans le but de résoudre des problèmes complexes de l’homme1. Peau biomimetics est un outil utile pour la recherche sur les maladies in vitro et in vivo en médecine régénérative. Les cellules souches humaines pluripotentes induites (CISP) ont la particularité de la prolifération illimitée et la capacité de différenciation à trois couches de germe. CISP humaine est générés à partir des divers éléments primaires, telles que les cellules sanguines, les kératinocytes, fibroblastes, etc.. Parmi eux, les cellules mononucléaires de sang de cordon (CBMCs) ont émergé comme une source de cellules alternative du point de vue de la médecine régénérative allogénique. CBMCs sont utiles en médecine régénérative parce que human leucocyte antigen (HLA) tapant est essentielle à la cellule système bancaire. Nous fournissons une méthode pour la différenciation des CBMC-CISP en kératinocytes et des fibroblastes et génération d’une peau 3D organoïde. Fibroblastes et des kératinocytes CBMC iPSC-dérivés ont des caractéristiques semblables à une ligne de cellules primaires. Les organoids de peau 3D sont générés en superposant une couche épidermique sur une couche dermique. Par la transplantation de cette organoïde peau 3D, un modèle de souris humanisées est généré. Cette étude montre qu’un organoïde 3D peau humaine d’iPSC dérivé peut être un outil nouveau, alternatif pour la recherche dermatologique in vitro et in vivo.

Introduction

La peau recouvre la surface extérieur du corps et protège les organes internes. La peau a des fonctions diverses, y compris la protection contre les agents pathogènes, d’absorber et de stocker de l’eau, régulation de température du corps et excréter l’organisme des déchets2. Greffes de peau peuvent être classés selon la source de la peau ; greffes à l’aide de la peau d’un autre donneur sont appelés des allogreffes et greffes à l’aide de la peau du patient sont des autogreffes. Bien qu’une autogreffe est privilégiée dans le traitement en raison de ses risques de rejet faible, biopsies de la peau sont difficiles à effectuer sur des patients atteints de lésions graves ou un nombre insuffisant de cellules de la peau. Chez les patients atteints de graves brûlures, trois fois le nombre de cellules de peau est nécessaire pour couvrir de grandes surfaces. La disponibilité limitée des cellules de la peau du corps du patient se traduit dans les situations où les transplantations allogéniques sont nécessaire. Une allogreffe est utilisée temporairement jusqu'à ce que la greffe autologue est possible puisqu’il est généralement rejeté par le système immunitaire de l’hôte après environ 1 semaine3. Pour surmonter le rejet par le système immunitaire du patient, greffes doivent provenir d’une source avec la même identité immunitaire comme le patient4.

CISP humaine est une source émergente de cellules des cellules souches thérapie5. CISP humaine est générés à partir des cellules somatiques, à l’aide de facteurs de reprogrammation comme OCT4, SOX2, Klf4 et c-Myc,6. À l’aide de CISP humaine permet de surmonter les enjeux éthiques et immunologiques des cellules souches embryonnaires (CSE)7,8. CISP humaine ont pluripotence et peut se différencier en trois couches de germe9. La présence de HLA, un facteur critique dans la médecine régénérative, détermine la réponse immunitaire et la possibilité de rejet10. L’utilisation de dérivés de patient CISP résout les problèmes de rejet de la limitation et le système immunitaire cellulaire-source. CBMCs ont également émergé comme une source de cellule de rechange pour la médecine régénérative,11. Obligatoire HLA typage, qui survient au cours d’opérations bancaires CBMC, peut facilement être utilisé pour la recherche et de la transplantation. En outre, homozygote de type HLA CISP peut largement applicable à divers patients12. Une banque de CBMC-iPSC est un roman et une stratégie efficace pour la thérapie cellulaire et médecine régénératrice allogénique12,13,14. Dans cette étude, nous utiliser CBMC-CISP, se différencient en kératinocytes et des fibroblastes et générer des couches stratifiées de peau 3D. Les résultats de cette étude suggèrent qu’un organoïde CBMC iPSC-dérivé de peau 3D est un nouvel outil de recherche dermatologique in vitro et in vivo.

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Protocole

Toutes les procédures impliquant des animaux ont été réalisés conformément à la loi sur la protection des animaux du laboratoire, le Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire, et les lignes directrices et des politiques pour l’expérimentation de rongeur fourni par l’animalier institutionnel et Use Committee (IACUC) de l’école de médecine de l’Université catholique de Corée. Le protocole de l’étude a été approuvé par la Commission de révision institutionnelle de l’Université catholique de Corée (CCEM-2018-0191-01). L’IACUC et le département de laboratoire animaux (DOLA) de l’Université catholique de Corée, Songeui Campus accrédités par le laboratoire de Corée Excellence Animal de la Korea Food and Drug Administration en 2017 et acquis de liaison pour l’évaluation et Accréditation d’accréditation International Laboratory Animal Care International (AAALAC) en 2018.

1. peau la différenciation cellulaire des cellules souches pluripotentes induites

  1. Moyenne préparation
    NOTE : Stocker tous les moyen à 4 ° C dans l’obscurité pendant 3 mois. Filtrer tous les moyens en utilisant un système de filtre de 0,22 μm polyéthersulfone avant de l’utiliser pour la stérilisation. Tous les moyen n’était disponible dans un volume total de 500 mL.
    1. Préparer KDM1 (moyen de différenciation des kératinocytes 1). Moyenne (DMEM de l’aigle de la modification de mix Dulbecco) / F12 moyen (3:1) avec 2 % sérum fœtal (SVF), 0,3 mmol/L d’acide L-ascorbique, 5 μg/mL d’insuline et 24 adénine µg/mL.
    2. Préparer KDM2 (moyen de différenciation des kératinocytes 2). Mix définis sans sérum moyen des kératinocytes (voir la Table des matières) avec 0,3 mmol/l d’acide L-ascorbique, 5 μg/mL d’insuline et adénine de 10 μg/mL.
      Remarque : Des kératinocytes défini un milieu sans sérum est optimisé pour soutenir la croissance et l’expansion des kératinocytes.
    3. Préparer KDM3 (moyen de différenciation des kératinocytes 3). Mix défini un milieu sans sérum kératinocytes et kératinocytes milieu sans sérum (1:1) voir la Table des matières pour plus de détails.
      Remarque : Un milieu sans sérum kératinocytes est optimisé pour la croissance et l’entretien des kératinocytes.
    4. Préparer FDM1 (moyen de différenciation fibroblastique 1). Mix DMEM/F12 moyen (3:1) avec 5 % FBS, 5 μg/mL d’insuline, adénine 0,18 mM et 10 ng/mL facteur de croissance épidermique (EGF).
    5. Préparer FDM2 (moyen de différenciation fibroblastique 2). Mix DMEM/F12 moyen (1:1) avec 5 % SVF et 1 % acides aminés non essentiels.
    6. Préparer l’EP1 (épithélial moyen 1). Mix DMEM/F12 (3:1) avec 4 mM de L-glutamine, 40 adénine μM, 10 la transferrine μg/mL, 10 μg/mL d’insuline et 0,1 % FBS.
    7. Préparer EP2 (épithélial moyen 2). Mélanger EP1 et chlorure de calcium de 1,8 mM.
    8. Préparer EP3 (épithélial medium 3, moyen de kératinisation). F12 mix moyen avec 4 mM de L-glutamine, 40 μM adénine, 10 transferrine μg/mL, 10 μg/mL d’insuline, 2 % FBS et chlorure de calcium de 1,8 mM.
  2. Génération de corps embryonnaire
    1. Générer des CBMC-CISP en utilisant le protocole indiqué dans une précédente étude12.
    2. Manteau pétri, à l’aide de la vitronectine. Préparation de 5 mL pour recouvrir un plat de 100 mm.
      1. Décongeler et remettre en suspension dans 50 μl de la vitronectine 0,5 mg/mL (concentration finale : 5 µg/mL) avec 5 mL de sérum physiologique tamponnée au phosphate (PBS). Ajouter la solution aux plats et incuber à température ambiante (RT) pendant 1 h. aspirer le produit avant utilisation (pour ne pas dessécher).
    3. Maintenir le CISP CBMC dérivé à la vitronectine enduit 100 mm plaque et modifier le milieu de l’iPSC (E8) tous les jours à 37 ° C, avec 10 % de CO2.
    4. Générer des organes embryonnaires (EBs) en utilisant le protocole indiqué dans la précédente étude15 (décrit brièvement comme suit). Développez CISP en changeant le support jusqu'à ce que les cellules ont atteint 80 % confluence. Au confluent de 80 %, enlevez le milieu et laver avec du PBS.
    5. Traiter les cellules avec 1 mL de l’acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA) de 1 mM. Incuber à 37 ° C, avec 5 % de CO2 pendant 2 min et récolter les cellules à l’aide de 3 mL de milieu de E8. Centrifuger les cellules à 250 x g pendant 2 min.
    6. Aspirer le surnageant et appliquer 5 mL de milieu de E8 aux cellules. Compter les cellules à l’aide d’un hémocytomètre et 1 x 106 cellules de transfert dans un nouveau tube conique de 15 mL. Centrifuger les cellules à 250 x g pendant 2 min.
    7. Remettre en suspension les cellules transférés avec 2,5 mL de milieu de formation EB avec inhibiteur de kinase associée à Rho (ROCK) 10 μM. Déposez 1 x 104 cellules (25 µL/drop) sur un couvercle de plaque de culture noncoated à l’aide d’une pipette multicanaux de 10 à 100 μL. Formulaire 100 EBs de 1 x 106 cellules (1 x 104 cellules/1 EB). Retournez le plat et accrocher sur la goutte sur le couvercle.
      NOTE : Inhibiteur de la roche est nécessaire au cours de l’étape de pièces jointes dans le processus de maintenance et de la différenciation. Ajouter l’inhibiteur ROCK qu’au stade de l’agrégation de EB.
    8. Incuber les gouttelettes à 37 ° C, avec 5 % de CO2 pendant 1 nuit.
    9. Le lendemain, récolter les 100 EBs et utilisez-les pour la différenciation. Nettoyez le couvercle de plaque avec iPSC milieu (milieu de E8) ou PBS et récolter son contenu dans un tube conique de 50 mL. Maintenir l’EBs à ta pendant 1 min à eux s’installent. Aspirer le surnageant et remettre en suspension l’EBs avec E8 moyen les maintenir dans une boîte de pétri de 90 mm jusqu'à la différenciation.
  3. Différenciation des CBMC-CISP en kératinocytes
    Remarque : Pour un schéma de la différenciation des kératinocytes de CBMC-CISP, voir Figure 1A.
    1. Récolte du 100 EBs dans un tube conique de 50 mL avec support iPSC ou PBS. Maintenir à ta pendant 1 min à l’EBs s’installent. Veillez à ce qu’ils s’installent au fond du tube conique. Aspirer le surnageant et remettre en suspension l’EBs avec E8 moyen avec 1 protéine morphogénétique de l’OS ng/mL 4 (BMP4). Transférer l’EBs vers un 90 mm boîte de Pétri et maintenir à 37 ° C, avec 5 % de CO2 pendant 1 nuit.
    2. Enrober les récipients de culture, à l’aide de collagène de type IV. Préparer 5 mL de collagène de type IV pour enduire un plat de 100 mm.
      1. Décongeler et remettre en suspension le type de solution de collagène IV (concentration finale : 50 µg/mL) avec 0,05 N HCl. Ajoutez la solution aux plats et incuber à RT pendant 1 h. aspirer le produit avant utilisation (pour ne pas dessécher).
        Remarque : Avant d’utiliser les plaques, laver la vaisselle 3 x avec PBS pour éliminer n’importe quel acide.
    3. Récolter l’EBs (étape 1.3.1) dans un tube conique de 50 mL et de les entretenir à ta pendant 1 min à eux s’installent. S’assurer qu’ils s’installent au fond du tube conique, aspirer le surnageant et remettre en suspension l’EBs dans 6 mL de KDM1 avec inhibiteur de ROCK 10 µM. Transférer l’EBs dans le type IV collagène-enduit 100 mm plat.
      NOTE : Ajouter l’inhibiteur ROCK qu’à l’étape de fixation EB.
    4. Entre 0 – 8 jours, changer le support de tous les autres jours à KDM1 par l’acide rétinoïque 3 µM (RA) et 25 ng/mL chacune de BMP4 et EGF. Maintenir l’EBs à 37 ° C, avec 5 % de CO2.
    5. Entre les jours de 9 à 12, remplacez le milieu alternats KDM2 avec 3 µM RA, 25 ng/mL BMP4 et 20 ng/mL EGF.
    6. Entre les jours de 13 à 30, modifier le milieu tous les deux jours KDM3 avec 10 ng/mL BMP4 et 20 ng/mL EGF.
  4. Différenciation des CBMC-iPSC en fibroblastes
    Remarque : Pour un schéma de la différenciation des fibroblastes de CBMC-CISP, voir Figure 2A.
    1. Manteau pétri, à l’aide de la matrice de la membrane basale. Préparation de 5 mL pour recouvrir un plat de 100 mm.
      1. Décongeler la matrice de la membrane basale (concentration finale : 600 ng/mL) et le diluer avec milieu DMEM/F12. Ajoutez la solution aux plats et incuber à 37 ° C pendant 30 min. aspirer le produit avant utilisation (pour ne pas dessécher).
    2. Récolte du 100 EBs dans un tube conique de 50 mL avec une pipette avec la moyenne de l’iPSC ou PBS. Maintenir à ta pendant 1 min à l’EBs s’installent. S’assurer qu'ils s’installent au fond du tube conique. Retirez le surnageant.
    3. Remettre en suspension l’EBs à l’aide d’une pipette 1 000 de µL dans 6 mL de FDM1 avec inhibiteur de ROCK 10 µM. Transfert de l’EBs (avec support) dans un plat enduit de matrice de 100 mm à membrane basale et incuber à 37 ° C, avec 5 % de CO2. Actualiser le FDM1 tous les deux jours pendant 3 jours.
      Remarque : Ajouter seulement l’inhibiteur ROCK au stade de la fixation de EB.
    4. Ajouter 0,5 protéine morphogénétique de l’OS nM 4 (BMP 4) à la FDM1 entre 4 et 6 jours.
    5. Au jour 7, remplacez le milieu FDM2 tous les deux jours pendant 1 semaine.
    6. Au jour 14, ajouter 1 mL d’EDTA 1 mM et incuber à 37 ° C, avec 5 % de CO2 pendant 2 min. récolter les cellules avec 3 mL de FDM2 et centrifuger à 250 g pour 2 min. Retirez le surnageant et remettre en suspension les cellules dans 5 mL de FDM1.
    7. Compter les cellules à l’aide d’un hémocytomètre resuspendre 2 x 106 cellules avec support FDM1 et transférer les cellules dans le plat de noncoated. Maintenir les cellules à 37 ° C, avec 5 % de CO2 et changer le support de tous les autres jours.
    8. Pétri de manteau, à l’aide de collagène de type I. Préparation de 5 mL pour recouvrir un plat de 100 mm. Diluer la solution de collagène de type I (concentration finale : 50 µg/mL) dans l’acide acétique 0,02 N. Ajouter la solution aux plats et incuber à RT pendant 1 h. aspirer le produit avant utilisation (pour ne pas dessécher).
      Remarque : Avant d’utiliser les plaques, laver la vaisselle 3 x avec PBS pour enlever l’acide.
    9. Au jour 21, ajouter 1 mL d’EDTA 1 mM et incuber à 37 ° C, avec 5 % de CO2 pendant 2 min. récolter les cellules avec 3 mL de FDM1 et centrifuger à 250 g pour 2 min. Retirez le surnageant et remettre en suspension les cellules dans 5 mL de FDM1. Compter les cellules à l’aide d’un hémocytomètre et transfert 2 x 106 cellules au type j’ai plat enduit de collagène 100 mm avec support FDM1. Maintenir les cellules à 37 ° C, avec 5 % de CO2 et changer le support de tous les autres jours.
    10. Le 28e jour, ajouter 1 mL d’EDTA 1 mM et incuber à 37 ° C, avec 5 % de CO2 pendant 2 min. récolter les cellules avec 3 mL de FDM1 et centrifuger à 250 g pour 2 min. Retirez le surnageant et remettre en suspension les cellules dans 5 mL de FDM1. Compter les cellules à l’aide d’un hémocytomètre et 2 x 106 cellules de transfert dans un plat de noncoated avec le FDM1 moyen. Maintenir les cellules à 37 ° C, avec 5 % de CO2 et changer le support de tous les autres jours.
      NOTE : dérivés iPSC fibroblastes prolifèrent comme une lignée de cellules de fibroblaste primaire et le passage jusqu'à 10 passages. Dans cette étude, nous avons utilisé des fibroblastes iPSC-dérivé de deux à cinq passages pour une analyse ultérieure.

2. demande des cellules différenciées dérivées hiPSC

  1. Génération de peau 3D organoïde
    1. Préparer neutralisée type j’ai collagène sur la glace, suite aux recommandations du fabricant. Comme la concentration finale, utilisez 3 mg/mL de collagène de type I (stock concentration de type j’ai collagène est 3,47 mg/mL) et assurez-vous que le volume final du mélange est de 5 mL. Calculer le volume de 10 x PBS (volume final/10 = 0,5 mL). Calculer le volume de collagène pour servir de type I (volume final x concentration finale de collagène / concentration de collagène de stock = 5 mL x 3 mg / mL / 3,47 mg / mL = 4,32 mL). Calculer le volume de NaOH N 1 (volume de collagène à utiliser x 0,023 mL = 0,1 mL). Calculer le volume de dH2O (volume final - volume de collagène - volume de 10 x PBS - volume de NaOH N 1 = 5 et 4,32 mL-0,5 mL à 0,1 mL = 0,08 mL). Mélanger le contenu du tube et le maintenir sur la glace jusqu'à utilisation.
    2. Ajouter 1 mL d’EDTA dans les fibroblastes iPSC-dérivé de l’étape 1.4.10 et incuber à 37 ° C, avec 5 % de CO2 pendant 2 min. récolter les cellules individuelles, compter les cellules à l’aide d’un hémocytomètre et 2 x 105 cellules de transfert dans un nouveau tube conique de 15 mL. Centrifuger à 250 x g pendant 2 min et retirez le surnageant. Remettre en suspension les cellules des fibroblastes dérivés iPSC dans 1,5 mL de FDM1 et neutralisé le type j’ai solution de collagène (1:1).
      NOTE : Mélanger la solution doucement pour éviter les bulles.
    3. Placer l’insertion de la membrane sur une microplaque de 6 puits, transvaser le mélange dans l’insert et incuber 30 min à RT.
      Remarque : Ne pas déplacer les plaques.
    4. Après avoir confirmé la gélification, ajouter 2 mL de milieu vers le haut de l’insert et 3 mL jusqu’au fond du puits. Incuber la matrice de fibroblastes et de collagène à 37 ° C, avec 5 % de CO2 pendant 5 à 7 jours, jusqu'à ce que la gélification est complète et non plus de contrats.
    5. Après la congélation complète, détacher les kératinocytes iPSC-dérivé (de l’étape 1.3.6) sur EDTA. Ajouter 1 mL d’EDTA et incuber à 37 ° C, avec 5 % de CO2 pendant 2 min. récolter les cellules individuelles, les compter à l’aide d’un hémocytomètre et 1 x 106 cellules de transfert dans un nouveau tube conique de 15 mL. Centrifuger à 250 x g pendant 2 min.
    6. Retirez le surnageant et remettre en suspension de 1 x 106 cellules pour 50-100 µL de milieu épithéliales de faible teneur en calcium 1 (EP1).
    7. Aspirer toutes les moyennes dans la matrice (voir étape 2.1.5) et 1 x 106 cellules de kératinocytes iPSC dérivé sur chaque couche de fibroblastes de graines. Incuber les plaques à 37 ° C, avec 5 % de CO2 pendant 30 min.
      Remarque : Ne pas déplacer la plaque et n’ajoutez pas de n’importe quel support pour la fixation de kératinocytes.
    8. Ajouter 2 mL de EP1 à la partie supérieure de l’insert et 3 mL de EP1 jusqu’au fond du puits.
    9. Après 2 jours, aspirer tous les moyen de la plaque d’insert membrane et changer le milieu au calcium normal EP2 durant 2 jours.
    10. Après 2 jours, aspirer tous les moyen et ajouter 3 mL de milieu kératinisation seulement vers le bas pour générer une interface air-liquide.
    11. Maintenir la peau 3D organoïde jusqu'à 14 jours à 37 ° C, avec 5 % de CO2 et changer le support de tous les autres jours. Récolter l’organoïde peau 3D en coupant le bord de l’insert et utilisez-le pour un complément d’étude de la souillure et de la greffe de peau.
  2. Greffe de peau
    1. Réaliser l’anesthésie par inhalation sur souris NOD/scid (mâles, 6 semaines), à l’aide d’une méthode standard, approuvée sur le plan institutionnel. Pour greffe de peau, raser la fourrure de la peau du dos de la souris.
    2. Supprimer une section de 1 cm sur 2 cm de peau de la souris, à l’aide de ciseaux courbes avec une pince.
    3. Placez l’organoïde CBMC iPSC-dérivé de peau 3D sur le site de défaut et la suture utilisant une méthode de pansement sur cravate soie suturer.
    4. Observer les souris pendant 2 semaines et les sacrifier pour faire une analyse histologique. Le protocole de coloration a été vérifié dans précédentes études16.

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Résultats

La peau est composée, pour l’essentiel, de l’épiderme et le derme. Les kératinocytes sont le type de cellule principale de l’épiderme, et fibroblastes sont le type de cellule principale du derme. Le schéma de la différenciation des kératinocytes est montré dans la Figure 1A. CBMC-iPCSc ont été maintenus dans un plat enduit de vitronectine (Figure 1B). Dans cette étude, nous avons différencié CBMC-CISP en kératinocytes et des fib...

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Discussion

CISP humaine ont été suggérés comme une nouvelle alternative pour la médecine régénérative personnalisée17. CISP personnalisé dérivé de patient reflète les caractéristiques du patient qui peuvent être utilisés pour la modélisation de maladies, dépistage de drogue et autogreffe18,19. L’utilisation de dérivés de patient CISP peut aussi surmonter les problèmes relatifs aux éléments primaires, un manque d’un nombre adéquat de cellules et des r...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par une subvention du Corée Healthcare Technology R & D Project, ministère de santé, de bien-être et d’affaires de la famille, République de Corée (H16C2177, H18C1178).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
AdénineSigmaA2786Composant du milieu de différenciation pour fibroblaste
Milieu AggreWell (milieu de formation EB)STEMCELL05893Formation EB
Anticorps anti-fibronectineabcamab23750Marqueur de fibroblaste
Anticorps anti-KRT14abcamab7800Marqueur kératinocytaire
Anticorps anti-loricrineabcamab85679Marqueur de la couche cornée
Anticorps anti-p63abcamab124762Marqueur kératinocytaire
Anticorps anti-vimentineSanta cruzsc-7558Marqueur de fibroblaste
BAND AID TISSU FLEXIBLEJohnson & Johnson-Bandage
Matrice de membrane basale (Matrigel)BD354277Composant du milieu de différenciation pour fibroblaste
SUTURE BLACK SILKAILEEESK617Greffe de peau
CaCl2SigmaC5670Composant du milieu épithélial pour organoïde cutané 3D
Collagène de type IBD354236organoïde
cutané 3DCollagène de type IVSanta-cruzsc-29010Composant du milieu de différenciation pour les kératinocytes
Milieu libre de kératinocytes-sériques définisGibco10744-019Composant du milieu de différenciation pour les kératinocytes
DMEM, à haute teneuren glucose Gibco11995065Composant du milieu de différenciation
DMEM/F12 MilieuGibco11330-032Composant de milieu de différenciation
Essential 8 mediumGibcoA1517001milieu iPSC
FBS, qualifiéCorning35-015-CVComposant du milieu de différenciation pour fibroblastes et kératinocytes
Glutamax Supplement  ;Gibco35050061Composant du milieu de différenciation pour fibroblaste
InsulineInvtrogen12585-014Composant du milieu de différenciation pour fibroblaste et kératinocyte
Iris ciseaux courbés standardProfessionalPC-02.10Instrument chirurgical
Kératinocyte Serum Free MediumGibco17005-042Composant du milieu de différenciation pour kératinocyte
Acide L-ascorbique 2-phosphata sesquisel de magnésium hydratéSigmaA8960Composant du milieu de différenciation pour kératinocyte
MEM Acide aminé non essentielGibco1140050Composant du milieu de différenciation pour fibroblaste
Meriam Forceps Pouce 16 cmHIROSEHC 2265-1Instrument chirurgical
NOD. CB17-Prkdc SCID/JThe Jackson Laboratory001303Souris souche pour greffe de peau
Boîte de Pétri 90 mmHyundai MicroH10090Plastic ware
Recombinant Human BMP-4R& D314-BPComposant du milieu de différenciation pour la
protéine EGF humaine recombinanteR& D236-EGComposant du milieu de différenciation pour kératinocytes
Acide rétinoïqueSigmaR2625Composant du milieu de différenciation pour kératinocytes
T/C Pétridure 100 mm, 240/bxTPP93100Récipient en plastique
TransferrinSigmaT3705Composant du milieu épithélial pour organoïde cutané 3D
Inserts de membrane recouverts de collagène Transwell-COL nbsp ;CorningCLS3492Vaisselle en plastique pour organoïde de peau 3D  ;
VitronectinLife technologiesA14700Culture iPSC
Y-27632 Dichlorhydratepeprotech1293823culture iPSC
kératinocyte

Références

  1. Vincent, J. F., Bogatyreva, O. A., Bogatyrev, N. R., Bowyer, A., Pahl, A. K. Biomimetics: its practice and theory. Journal of The Royal Society Interface. 3 (9), 471-482 (2006).
  2. Madison, K. C. Barrier function of the skin: "la raison d'etre" of the epidermis. Journal of Investigative Dermatology. 121 (2), 231-241 (2003).
  3. Chen, M., Przyborowski, M., Berthiaume, F. Stem cells for skin tissue engineering and wound healing. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 37 (4-5), 399-421 (2009).
  4. Dixit, S., et al. Immunological challenges associated with artificial skin grafts: available solutions and stem cells in future design of synthetic skin. Journal of Biological Engineering. 11, 49(2017).
  5. Yamanaka, S. Induced pluripotent stem cells: past, present, and future. Cell Stem Cell. 10 (6), 678-684 (2012).
  6. Yamanaka, S. Pluripotency and nuclear reprogramming. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 363 (1500), 2079-2087 (2008).
  7. Scheiner, Z. S., Talib, S., Feigal, E. G. The potential for immunogenicity of autologous induced pluripotent stem cell-derived therapies. Journal of Biological Chemistry. 289 (8), 4571-4577 (2014).
  8. Zimmermann, A., Preynat-Seauve, O., Tiercy, J. M., Krause, K. H., Villard, J. Haplotype-based banking of human pluripotent stem cells for transplantation: potential and limitations. Stem Cells and Development. 21 (13), 2364-2373 (2012).
  9. Takahashi, K., Yamanaka, S. Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors. Cell. 126 (4), 663-676 (2006).
  10. Terasaki, P. I. A brief history of HLA. Immunologic Research. 38 (1-3), 139-148 (2007).
  11. Haase, A., et al. Generation of induced pluripotent stem cells from human cord blood. Cell Stem Cell. 5 (4), 434-441 (2009).
  12. Rim, Y. A., et al. Recent progress of national banking project on homozygous HLA-typed induced pluripotent stem cells in South Korea. Journal of Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 12 (3), 1531-1536 (2018).
  13. Nakatsuji, N., Nakajima, F., Tokunaga, K. HLA-haplotype banking and iPS cells. Nature Biotechnology. 26 (7), 739-740 (2008).
  14. Pappas, D. J., et al. Proceedings: human leukocyte antigen haplo-homozygous induced pluripotent stem cell haplobank modeled after the california population: evaluating matching in a multiethnic and admixed population. Stem Cells Translational Medicine. 4 (5), 413-418 (2015).
  15. Lin, Y., Chen, G. Embryoid body formation from human pluripotent stem cells in chemically defined E8 media. StemBook. , Available from: https://www.stembook.org/node/6632 (2008).
  16. Kim, Y., et al. Establishment of a complex skin structure via layered co-culture of keratinocytes and fibroblasts derived from induced pluripotent stem cells. Stem Cell Research & Therapy. 9 (1), 217(2018).
  17. Diecke, S., Jung, S. M., Lee, J., Ju, J. H. Recent technological updates and clinical applications of induced pluripotent stem cells. The Korean Journal of Internal Medicine. 29 (5), 547-557 (2014).
  18. Shi, Y., Inoue, H., Wu, J. C., Yamanaka, S. Induced pluripotent stem cell technology: a decade of progress. Nature Reviews Drug Discovery. 16 (2), 115-130 (2017).
  19. Yoshida, Y., Yamanaka, S. Recent stem cell advances: induced pluripotent stem cells for disease modeling and stem cell-based regeneration. Circulation. 122 (1), 80-87 (2010).
  20. Pham, T. L., Nguyen, T. T., Van Bui, A., Nguyen, M. T., Van Pham, P. Fetal heart extract facilitates the differentiation of human umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells into heart muscle precursor cells. Cytotechnology. 68 (4), 645-658 (2016).
  21. Stecklum, M., et al. Cell differentiation mediated by co-culture of human umbilical cord blood stem cells with murine hepatic cells. In Vitro Cellular & Developmental Biology - Animal. 51 (2), 183-191 (2015).
  22. Nam, Y., Rim, Y. A., Ju, J. H. Chondrogenic Pellet Formation from Cord Blood-derived Induced Pluripotent Stem Cells. Journal of Visualized Experiments. (124), e55988(2017).
  23. Rim, Y. A., Nam, Y., Ju, J. H. Application of Cord Blood and Cord Blood-derived Induced Pluripotent Stem Cells for Cartilage Regeneration. Cell Transplantation. , (2018).
  24. Shevde, N. K., Mael, A. A. Techniques in embryoid body formation from human pluripotent stem cells. Methods in Molecular Biology. 946, 535-546 (2013).
  25. Shamis, Y., et al. iPSC-derived fibroblasts demonstrate augmented production and assembly of extracellular matrix proteins. In Vitro Cellular & Developmental Biology - Animal. 48 (2), 112-122 (2012).
  26. Bikle, D. D., Xie, Z., Tu, C. L. Calcium regulation of keratinocyte differentiation. Expert Review of Endocrinology & Metabolism. 7 (4), 461-472 (2012).
  27. Bernstam, L. I., Vaughan, F. L., Bernstein, I. A. Keratinocytes grown at the air-liquid interface. In Vitro Cellular & Developmental Biology. 22 (12), 695-705 (1986).
  28. Prunieras, M., Regnier, M., Woodley, D. Methods for cultivation of keratinocytes with an air-liquid interface. Journal of Investigative Dermatology. 81, 1 Suppl 28-33 (1983).
  29. Steven, A. C., Bisher, M. E., Roop, D. R., Steinert, P. M. Biosynthetic pathways of filaggrin and loricrin--two major proteins expressed by terminally differentiated epidermal keratinocytes. Journal of Structural Biology. 104 (1-3), 150-162 (1990).
  30. Hohl, D., et al. Characterization of human loricrin. Structure and function of a new class of epidermal cell envelope proteins. Journal of Biological Chemistry. 266 (10), 6626-6636 (1991).
  31. Bern, R., et al. Original and modified technique of tie-over dressing: Method and application in burn patients. Burns. 44 (5), 1357-1360 (2018).
  32. Joyce, C. W., Joyce, K. M., Kennedy, A. M., Kelly, J. L. The Running Barbed Tie-over Dressing. Plastic and Reconstructive Surgery - Global Open. 2 (4), 137(2014).
  33. Wang, C. K., Nelson, C. F., Brinkman, A. M., Miller, A. C., Hoeffler, W. K. Spontaneous cell sorting of fibroblasts and keratinocytes creates an organotypic human skin equivalent. Journal of Investigative Dermatology. 114 (4), 674-680 (2000).
  34. Yang, R., et al. Generation of folliculogenic human epithelial stem cells from induced pluripotent stem cells. Nature Communications. 5, 3071(2014).

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