Les adipocytes existent dans des dépôts discrets et ont des rôles divers au sein de leurs microenvironnements uniques. Comme les différences régionales dans le caractère et la fonction des adipocytes sont découvertes, l'identification normalisée et l'isolement des dépôts sont cruciaux pour l'avancement du champ. Ici, nous présentons un protocole détaillé pour l'excision de divers dépôts adipeux de souris.
Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.
Article de méthode
Identification et dissection des dépôts d'adipose de souris diverses
Dans cet article
Résumé
Résumé
Les tissus adipeux sont des organes complexes avec un large éventail de fonctions, y compris le stockage et la mobilisation de l'énergie en réponse aux besoins locaux et mondiaux, le découplage du métabolisme pour générer de la chaleur, et la sécrétion d'adipokines pour réguler l'homéostasie du corps entier et réponses immunitaires. La recherche émergente identifie les différences régionales importantes dans les profils développementaux, moléculaires et fonctionnels des adipocytes situés dans des dépôts discrets dans tout le corps. Différentes propriétés des dépôts sont médicalement pertinentes puisque les maladies métaboliques démontrent souvent des effets spécifiques au dépôt. Ce protocole fournira aux chercheurs un atlas anatomique détaillé et un guide de dissection pour l'identification et l'excision reproductibles et précises de divers tissus adipeux de souris. La dissection normalisée des dépôts adipeux discrets permettra des comparaisons détaillées de leurs caractéristiques moléculaires et métaboliques et de leurs contributions aux états pathologiques locaux et systémiques dans diverses conditions nutritionnelles et environnementales.
Introduction
Les tissus adipeux jouent un rôle critique dans l'homéostasie du corps entier, y compris le stockage et la libération d'énergie en réponse aux besoins locaux et mondiaux, la thermorégulation et la sécrétion d'adipokines pour réguler l'équilibre énergétique, le métabolisme et les réponses immunitaires1 , 2. Les adipocytes sont distribués dans tout le corps dans des dépôts discrets, et dans certains cas servent des rôles spécialisés dans leurs microenvironnements3,4,5. Historiquement, l'étude du tissu adipeux a centré sur le tissu adipeux blanc (WAT), et son rôle dans le maintien de l'homéostasie de l'énergie. La plupart des adipocytes sont répartis dans tout le corps dans des dépôts WAT sous-cutanés et viscéraux. Les caractéristiques de ces dépôts sont importantes pour la susceptibilité différentielle aux maladies métaboliques. Les adipocytes sous-cutanés, situés sous la peau,ont été associés aux effets métaboliques protecteurs 5. Les adipocytes viscéraux, qui entourent les organes vitaux et sont contenus dans les dépôts gonadiques, périrénaux, rétropéritonés, omentaux et péricardiques, sont généralement liés à des troubles métaboliques, y compris le diabète de type 2 et les maladies cardiovasculaires2 . Les tissus adipeux bruns (BAT) ont également été étudiés en profondeur. Les adipocytes bruns et bruns expriment le découplage des protéines 1 (UCP1) et jouent un rôle important dans la thermogenèse adaptative et l'homéostasie du glucose6,7. Les adipocytes bruns classiques sont contenus dans le dépôt interscapulaire bat8. Des grappes d'adipocytes bruns se trouvent également dans d'autres endroits, y compris les dépôts supraclavaires, infra/subscapulaires, cervicaux, paravertébraux et périaortiques8,9.
En plus de leur emplacement dans les principaux dépôts WAT et BAT, les adipocytes existent dans des niches discrètes dans tout le corps4, où ils peuvent effectuer des fonctions spécialisées dans leurs microenvironnements respectifs. Par exemple, le tissu adipeux de moelle osseuse (BMAT) sert de réservoir lipidique, est une source importante d'adiponectin circulant, et interagit étroitement avec les ostéoblastes, les ostéoclastes et les cellules hématopoïétiques10,11. Les adipocytes dermiques contribuent aux processus répandus, y compris la cicatrisation des plaies, la réponse immunitaire, la thermorégulation et la croissance du follicule pileux12,13. En outre, les adipocytes épicardiaux peuvent produire plusieurs adipokines et chemokines qui exercent des effets locaux et systémiques sur le développement et la progression de la maladie coronarienne14. L'expansion du WAT inter/intramusculaire a été positivement corrélée avec l'adiposity accru, la résistance systémique d'insuline, et la force musculaire et la mobilité diminuées15. En outre, les adipocytes popliteal servent de réservoir lipidique pour l'expansion lymphatique pendant l'infection16. Alors que les rôles spécifiques des différents dépôts articulaires sont généralement inconnus, le dépôt de Hoffa (infrapatellar) dans le genou est maintenant pensé pour contribuer à des pathologies, y compris la douleur antérieure du genou et l'arthrose17.
Alors que les différences régionales dans le caractère et la fonction des adipocytes font l'objet d'études approfondies, le champ est actuellement limité par l'absence d'un protocole normalisé pour l'identification et la dissection de divers dépôts de souris. Les méthodes publiées antérieurement ont généralement décrit l'isolement d'un ou deux dépôts spécifiques et n'ont pas le niveau de détail requis pour l'excision uniforme18,19. Le protocole décrit dans ce manuscrit fournit un guide complet pour les emplacements anatomiques spécifiques et les étapes d'isolement de nombreux dépôts adipeux de souris différents. Bien que les dépôts wat soient au centre de ce manuscrit, l'excision de la BAT interscapulaire est également décrite en détail. Les tissus adipeux excisés à l'aide de ce protocole peuvent être utilisés pour une grande variété de critères d'évaluation expérimentaux, y compris des études d'explantation, l'histologie et des analyses d'expression génique.
L'objectif de ce manuscrit est de fournir aux enquêteurs un protocole détaillé pour identifier et isoler clairement et précisément les dépôts adipeux de souris en vue et moins étudiés (figure 1). Cette ressource facilitera une étude plus complète des caractéristiques développementales, moléculaires et fonctionnelles des adipocytes dans diverses niches.
Figure 1 : Représentation schématique des dépôts adipeux de souris disséqués dans ce protocole. Cette image a été adaptée de Bagchi et al., 20184. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Protocole
Toutes les procédures animales sont effectuées avec l'approbation du Comité institutionnel de soins et d'utilisation des animaux (IACUC) de l'Université du Michigan.
1. Euthanisation
REMARQUE: Aux fins de ce protocole vidéo, des souris C57BL/6J de 4 à 6 mois sont utilisées.
- Placez la souris dans une chambre de vaporisateur d'isoflurane et ajustez le débit d'isoflurane à 5% ou plus. Poursuivre l'exposition à l'isoflurane jusqu'à une minute après l'arrêt de la respiration. Retirez ensuite la souris de la chambre de vaporisateur et confirmez l'euthanasie à l'aide d'une mesure secondaire approuvée.
REMARQUE: Les mesures secondaires approuvées varient selon le protocole de l'établissement et du protocole animal et peuvent inclure la dislocation ou la décapitation cervicale. - Placez la souris euthanasiée sur la casserole de dissection. Stériliser les surfaces externes dorsales et ventrales de la souris à l'aide de 70 % d'éthanol. Assurez-vous que la surface externe de la souris est suffisamment humide pour minimiser la contamination par la fourrure pendant la dissection.
2. Identification et isolement des principaux dépôts d'adipose subcutanées (sous-cutané antérieurs, Dorsolumbar, Inguinal, Gluteal) et Interscapular Brown Aadipose Tissue
- Identifier et isoler les sous-cutanés antérieurs Wat (en)
REMARQUE: Wat sous-cutané antérieur est situé entre les omoplates, descendant de la nuque au cou aux axillae de la souris7. Ce dépôt a alternativement été décrit comme suprascapulaire8 ou interscapulaire20 WAT et se trouve directement au-dessus du dépôt interscapulaire BAT.- Pour isoler le dépôt sous-cutané antérieur, poser la souris sur son estomac dans une position encline. Fixer les membres supérieurs et inférieurs à la casserole de dissection avec des goupilles de dissection.
- Utilisez des forceps pour soulever la peau dorsale à la nuque. Utilisez des ciseaux d'iris pour faire une petite (1 mm) coupée dans la peau.
- Insérez une lame des ciseaux d'iris dans la coupe initiale et faites une incision verticale de milieu de ligne (2-3 cm) par la peau, commençant à la nuque et descendant le long de la colonne vertébrale jusqu'au milieu du dos.
- Faire deux incisions horizontales (1 cm chacune) à l'aide des ciseaux à l'iris, s'étendant latéralement à partir de la ligne médiane, en haut et en bas de l'incision verticale initiale.
- Utilisez des forceps pour peler soigneusement la peau et exposer le dépôt sous-cutané antérieur.
- Utilisez des ciseaux d'iris pour enlever le dépôt en suivant les bordures naturelles du tissu.
REMARQUE: Cette méthode isole à la fois le WAT sous-cutané antérieur et le BAT interscapulaire. - Placez le dépôt disséqué sur la casserole de dissection et retirez soigneusement le BAT contaminant à l'aide de ciseaux d'iris.
- Identifier et isoler c BAT lassical
REMARQUE: Le BAT classique est situé sous le dépôt sous-cutané antérieur du WAT.- Pour isoler BAT, utilisez des ciseaux à l'iris pour couper horizontalement le long du bord inférieur du tissu sous-cutané antérieur, en suivant la bordure naturelle du dépôt.
- Ensuite, utilisez des ciseaux d'iris pour faire deux incisions verticales le long des bords latéraux du dépôt, en suivant les bordures naturelles du tissu.
- Utilisez des forceps pour retourner soigneusement le dépôt et révéler le BAT interscapulaire en forme de papillon intégré dans le WAT. Disséquez soigneusement le BAT hors du WAT environnant.
- Identifier et isoler sous-cutanée postérieure WAT,
- Poser la souris sur le dos en position de supine.
- Après avoir fixé les membres supérieurs et inférieurs avec des goupilles de dissection, utiliser des forceps pour soulever la peau à la base du sternum et faire une petite (1 mm) couper dans la peau.
- Insérez une lame des ciseaux d'iris dans la coupe initiale et faites une incision de milieu (4-5 cm) à travers la peau, commençant à la base du sternum et descendant à la base de la queue. Faites preuve de prudence lors de cette incision parce que la peau ventrale est très mince et est étroitement associée à la paroi sous-jacente de la cavité péritonéale.
- Faire deux incisions horizontales (1 cm chacune) à l'aide de ciseaux à l'iris, s'étendant latéralement à partir de la ligne médiane, au sommet de l'incision verticale initiale.
- Utilisez des forceps pour peler soigneusement la peau de la cavité péritonéale et de la jambe pour trouver le WAT sous-cutané postérieur, qui devrait rester associé à la peau. Sécurisez la peau tendue avec des goupilles de dissection pour faciliter l'excision complète du WAT.
REMARQUE: Bien que le WAT sous-cutané postérieur semble être continu, il est en fait composé de trois dépôts discrets: dorsolumbar, inguinal, et fessier1. Le dépôt de dorsolumbar s'étend de la colonne lombaire à la base de l'arrière-pays. Le dépôt inguinal triangulaire s'étend de la base de l'arrière-membre ventralement à travers l'aine et contient un ganglion lymphatique proéminent. Le dépôt fessier s'étend de façon inférieure de la base de l'aine et s'enroule autour de la jambe à la base de la queue.
3. Identification et isolement des dépôts adipeux viscéraux (Gonadal, Perirenal, Retroperitoneal, Omental, Pericardial)
- Identifier et isoler dépôts viscérales WAT
REMARQUE: Les dépôts wat, qui sont en grande partie contenus dans les cavités thoraciques et péritonéales, maintiennent la souris en position de supine. Fixer les membres supérieurs et inférieurs à la casserole de dissection avec des goupilles de dissection.- Utilisez des forceps pour soulever la paroi mince de la cavité péritonéale à la base du sternum et faire une petite coupe (1 mm) à l'aide de ciseaux à l'iris.
- Insérez une lame des ciseaux d'iris dans la coupe et faites une incision verticale descendante (4 à 5 cm) du haut de la cavité péritonéale (base du sternum) au rectum.
- Faire deux incisions horizontales (1 cm chacune) avec des ciseaux d'iris, s'étendant latéralement à partir de la ligne médiane, en haut et en bas de l'incision verticale.
- Utilisez des forceps pour éplucher le péritoine et exposer le contenu de la cavité abdominale. Épingler le péritoine tendu à la casserole de dissection.
- Identifier et isoler g (en) onadal (onadal) Wat (en)
REMARQUE: Gonadal WAT entoure l'utérus et les ovaires chez les femelles (ovaire ou paramétrial) et l'épididyme et les testicules chez les mâles (épididymal). Le WAT ovarien entoure les ovaires, l'utérus et la vessie. Chez les animaux obèses, le WAT gonadal et perifluré peut sembler continu — dans ce cas, séparer les dépôts à la corne utérine et aux ovaires. Le WAT épididymal est trouvé lié à l'épididyme, aux testicules, et au vaisseau sanguin épididymal proéminent.- Localiser les gonades (testicules ou ovaires) et utiliser des forceps pour soulever le WAT gonadal associé.
- Utilisez des ciseaux d'iris pour exciser soigneusement le WAT des gonades.
- Identifier et isoler p (en) erirenal Wat (en)
REMARQUE: Perirenal WAT entoure les reins bilatéralement. Chez les animaux obèses, ce dépôt peut sembler s'étendre de façon inférieure au sommet de la corne utérine et des ovaires. Bien que le WAT periré ait traditionnellement été classé comme dépôt viscéral21, plusieurs groupes l'ont identifié comme dépôt brun basé sur le traçage de lignée et les études radiolabeled d'absorption de glucose8,9, 20. Histologiquement il est composé d'un mélange d'adipocytes blancs et bruns.- Pour exciser le dépôt periré, localisez le rein et utilisez des forceps pour le soulever et tirez-le vers le haut pour voir une division claire entre les dépôts perirés et rétropéritonéaux.
- Accise le WAT directement associé aux reins. Assurez-vous que les glandes surrénales, situées au-dessus des reins, sont retirées du WAT.
- Identifier et isoler r (en) etroperitoneal Wat (en)
REMARQUE: Le WAT rétropéritonéen est situé dans une position paravertébralebral, le long de la frontière entre la paroi abdominale postérieure et la moelle épinière.- Pour exciser ce dépôt, utilisez des forceps pour soulever le rein vers le haut et vers la ligne médiane pour voir clairement la frontière entre les dépôts périréens et rétropéritonéaux.
REMARQUE: Chez les animaux obèses, il peut être difficile d'identifier cette frontière. - Ensuite, utilisez des ciseaux d'iris pour disséquer soigneusement le WAT rétropéritonéional de la paroi péritonéale postérieure.
- Pour exciser ce dépôt, utilisez des forceps pour soulever le rein vers le haut et vers la ligne médiane pour voir clairement la frontière entre les dépôts périréens et rétropéritonéaux.
- Identification et isolation de l'omental WAT
REMARQUE: Omental WAT est situé le long de la plus grande courbure de l'estomac. Bien que l'adipose omental soit un dépôt important chez l'homme, il est généralement présent seulement dans les souris morbide obèses.- Pour identifier le WAT mental viscéral, utilisez des forceps pour soulever l'estomac. Utilisez des ciseaux d'iris pour enlever le tissu adipeux associé le long de la bordure inférieure de l'estomac. Ne confondez pas l'omental WAT avec le pancréas.
- Identifier et isoler le mésentérique Wat (en)
REMARQUE: Mesenteric WAT est une structure web-like entourant et associée aux petits et grands intestins.- Pour exciser ce dépôt, retirer les intestins du reste du tube digestif en coupant à la base de l'estomac et du rectum. Utilisez des forceps pour soulever les intestins hors de la cavité viscérale et les démêler.
- Utilisez des ciseaux d'iris pour disséquer soigneusement le WAT mésentérique loin des intestins, en commençant par le duodénum et en continuant jusqu'à la fin du côlon. Enlevez soigneusement les ganglions lymphatiques qui sont étroitement associés au dépôt mésentérique.
- Identifier et isoler le WAT péricardique
REMARQUE: Pericardial WAT est situé à l'extérieur du péricarde viscéral et sur la surface externe du péricarde pariétal, souvent le long de l'aspect inférieur du cœur14.- Pour accéder à la cavité thoracique, gardez la souris en position de supine. Fixer les membres supérieurs et inférieurs à la casserole de dissection avec des goupilles de dissection.
- Utilisez des forceps pour soulever le processus de xyphoïde (cartilage à la base du sternum) et faire une petite (1 mm) couper dans la paroi thoracique de la cavité.
- Insérez une lame des ciseaux d'iris dans la coupe et faites deux incisions horizontales (1 cm chacune) s'étendant latéralement de la base du sternum. Ceci exposera le diaphragme et la bordure inférieure de la cavité thoracique.
- Utilisez des ciseaux disséquants pour faire deux incisions verticales ascendantes (3 à 4 cm) à travers la cage thoracique, s'étendant de façon supérieure des bordures latérales de la cavité thoracique à la clavicule.
- Utilisez des forceps pour soulever la moitié ventrale de la cage thoracique. Utilisez des ciseaux disséquants pour faire une coupe finale (2 cm) le long de la longueur inférieure de la clavicule pour enlever la cage thoracique et exposer le contenu de la cavité thoracique.
- S'il est présent, disséquez soigneusement l'adipose péricardique de la surface extérieure du péricarde.
4. Identification et isolement d'autres dépôts adipeux
- Identifier et isoler le WAT épicardique
REMARQUE: Le WAT épicardique est contenu dans le péricarde viscéral et est directement associé à la surface du myocarde.- Si présent, les adipocytes épicardiaux peuvent être observés histologiquement après isolement et fixation du coeur perfusé dans la formaline tamponnée neutre de 10% pendant 24 h.
- Identifier et isoler p (en) opliteal Wat (en)
REMARQUE: Popliteal WAT est situé dans la fossa popliteal dans le genou postérieur et contient un grand ganglion lymphatique. Ce dépôt n'est généralement pas visible chez les jeunes animaux.- Pour isoler le WAT popliteal, utilisez des ciseaux d'iris pour enlever soigneusement la peau de la base du membre postérieur au pied.
- Placez la rotule contre la casserole de dissection et fixez la jambe tendue avec une épingle dans le pied. Assurez-vous que la fossa popliteal à l'arrière du genou est orientée vers le haut.
- Utilisez des ciseaux d'iris pour faire une coupe à la bordure inférieure des têtes médiales et latérales du muscle gastrocnemius. Utilisez des forceps pour soulever le muscle et révéler le dépôt popliteal triangulaire.
- Utilisez des ciseaux d'iris pour exciser le dépôt le long des bordures naturelles des tissus.
- Identifier et isoler le WAT dermique
REMARQUE: Dermal WAT est une fine couche d'adipocytes situés entre le derme réticulaire et la couche musculaire panniculus carnosus.- Pour identifier les adipocytes dermiques par des méthodes histologiques, placez la souris sur son estomac dans une position encline. Après avoir fixé les membres supérieurs et inférieurs avec des goupilles de dissection, vaporiser la surface externe de la souris avec 70% d'éthanol pour mouiller la peau.
- Utilisez un scalpel pour enlever la fourrure mouillée d'une partie carrée de la peau sur le dos de la souris.
- Utilisez des ciseaux d'iris pour exciser soigneusement la partie rasée de la peau, qui comprendra le derme réticulaire, WAT dermique, carnosus panniculus, et certains WAT sous-cutané.
- Utilisez un scalpel pour couper la peau excisée en fines lanières verticales.
- Placez les fines bandes verticales avec la couche WAT sous-cutanée collante vers le bas.
- À partir d'une extrémité, rouler la bande sur elle-même pour former une spirale. La couche de WAT sous-cutanée collante à l'extérieur de la spirale permettra au rouleau de maintenir sa forme pendant la fixation.
- Placer la spirale dans un puits d'une plaque de 24 puits contenant 10% de formaline tamponneutre neutre pendant 24 h avant le traitement histologique22.
- Identifier et isoler le WAT intermusculaire
REMARQUE: Le WAT intermusculaire est largement défini comme des adipocytes situés sous le fascia profond des muscles. Ce terme inclut les adipocytes entrecoupés entre les fibres musculaires du muscle squelettique, également connu sous le nom de WAT intramusculaire, et les adipocytes situés dans les faisceaux musculaires eux-mêmes. Les souris de type sauvage n'ont généralement pas un grand nombre d'adipocytes intermusculaires. Cependant, il est possible dans certaines conditions d'identifier le WAT intermusculaire par des méthodes histologiques. Dans certaines conditions, les adipocytes intermusculaires peuvent également être trouvés dans les muscles lisses, tels que le diaphragme.- Pour isoler le muscle antérieur de tibialis (TA), par exemple, placez la souris sur son dos dans une position de supine et fixez les membres inférieurs à la casserole de dissection utilisant des goupilles de dissection. Mouillez la peau avec 70% d'éthanol pour minimiser la contamination par la fourrure.
- Utilisez des ciseaux d'iris pour enlever soigneusement la peau de la jambe et exposer le groupe musculaire quadriceps, situé au-dessus du genou sur l'arbre du fémur, et le TA situé sous le genou sur la surface ventrale du tibia.
REMARQUE: Le TA est épais près de l'extrémité proximale du tibia et plus tendineux près de l'extrémité distale. - Utilisez des ciseaux d'iris pour exciser un morceau du muscle et fixer dans 10% neutre formalintampone pendant 24 h avant le traitement histologique22.
- Identifier et isoler les dépôts WAT intra-articulaires
REMARQUE: Les dépôts WAT intra-articulaires sont situés dans des joints synovials.- Pour identifier le WAT infrapatellar, par exemple, par des méthodes histologiques, récoltez les os des jambes comme détaillé dans la section BMAT.
- Après l'enlèvement du complexe fémur-tibial, utilisez des ciseaux d'iris et des garnitures de gaze pour enlever autant de muscle et de tissu conjonctif que possible. Ne cassez pas l'articulation tibiofemoral.
- Fixer le complexe fémur-tibial dans la formaline tamponnée neutre de 10% pendant 24 h avant la décalcification et le traitement histologique (décrit ci-dessous, étape 4.6.8).
- Identifier et isoler le tissu adipeux de moelle osseuse
REMARQUE: Le tissu adipeux de moelle osseuse (BMAT) est contenu dans les os, entrecoupés de cellules hématopoïétiques. Anatomiquement, le BMAT peut être classé comme constitutif (tibia distal et vertèbres caudales) ou régulé (tibia mi-proximal, fémur, et vertèbres lombaires)10,11. L'isolement pur des adipocytes de moelle pour des analyses d'ARN et de protéine est provocant chez les souris. Cependant, les os de souris peuvent facilement être récoltés, fixés, décalcifiés et paraffines pour des analyses histologiques.- Pour récolter les os des jambes, par exemple, retirez d'abord les pattes de la souris. Utilisez des ciseaux de dissection pour couper l'articulation acetabulofemoral, en gardant la tête fémorale intacte.
- Utilisez des ciseaux d'iris pour enlever soigneusement la peau de la jambe, révélant les muscles des jambes.
- Disséquez soigneusement les muscles principaux du fémur et du tibia à l'aide de ciseaux à l'iris et de tampons de gaze.
- Lorsque le fémur est exposé, suivre le bord de l'os à l'articulation du bassin et du fémur et libérer soigneusement la tête fémorale de l'articulation acetabulofemoral. Utilisez de la gaze pour nettoyer les tissus restants du fémur.
- Suivez la bordure du tibia jusqu'à l'articulation de la cheville. Libérez soigneusement le malleolus médial, situé à l'extrémité du tibia, de l'articulation de la cheville.
- Une fois que le complexe fémur-tibial a été isolé, enlevez autant de muscle et de tissu conjonctif que possible en utilisant des ciseaux d'iris et/ou de la gaze.
- Séparez le tibia du fémur en insérant une lame des ciseaux d'iris dans l'articulation tibiofémoral et coupez doucement à travers les ligaments collatéraux médials et latéraux et les ligaments croisés antérieurs et postérieurs. N'enlevez pas la capsule de l'articulation du genou pour vous assurer que le tibia reste intact. Utilisez de la gaze pour nettoyer les tissus restants du tibia.
- Fixer les os dans 10% de formaline tamponnée neutre pendant 24 h à température ambiante, puis laver et stocker en fonction des besoins futurs.
- Pour analyser les paramètres osseux à l'aide de la tomographie microcomputée, entreposez les os dans le tampon de phosphate de Sorensen, pH 7,423.
- Pour la quantification de BMAT et les analyses histologiques, décalcifient des os dans 14% EDTA, pH 7.4, pendant 10-14 jours.
- Après la décalcification, utiliser la coloration du tétroxyde d'osmium et l'analyse cT pour quantifier le BMAT24. Sinon, traiter et paraffiner les os pour l'histologie23.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Résultats
L'identification et l'isolement réussis de divers dépôts adipeux de souris peuvent être réalisés utilisant le protocole décrit ci-dessus. Les emplacements anatomiques bruts des dépôts sous-cutanés (A, E-F), bruns (B), viscéraux (C, D, G-J) et popliteal (K) sont indiqués dans la figure 2.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Discussion
Comme l'importance des diverses caractéristiques moléculaires et fonctionnelles des amas d'adipocytes discrets est de plus en plus reconnue, il est crucial que les chercheurs sur le terrain identifient uniformément et excisient les dépôts adipeux pour d'autres analyses. À ce jour, il existe peu de protocoles pour la localisation normalisée et l'isolement de la vaste gamme de dépôts adipeux de souris. Les méthodes publiées précédemment sont axées principalement sur un ou deux dépôts et n'ont pas les détails nécessaires po...
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Déclarations de divulgation
Les auteurs n'ont rien à révéler.
Remerciements
O.A.M. est soutenu par les subventions des NIH DK062876 et DK092759; D.P.B. est soutenu par le University of Michigan Medical Scientist Training Program (T32GM007863), le University of Michigan Training Program in Organogenesis (T32HD007605), l'University of Michigan Rackham Merit Fellowship et le Tylenol Future Care Fellowship.
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Formol tamponné neutre à 10 % | Fisher Scientific | 22-110-869 | |
| Plaques à 24 puits, non traitées | Sigma-Aldrich | CLS3738 | |
| 70 % d’éthanol (dilué à partir de 95 %) | Fisher Scientific | 04-355-226 | |
| Pince à dissection à pointes incurvées | VWR | 89259-946 | |
| Poêle à dissection | Carolina Biological Supply Company | ||
| Ciseaux de dissection (pointe pointue/émoussée) | VWR | 82027-588 | |
| Éponges de gaze | Vitality Medical | 2634 | Curity 4 pouces x 4 pouces éponge de gaze, 12 plis |
| Handi-Pins pour dissection | Carolina Biological Supply Company | 629132 | |
| Ciseaux à iris (droits) | VWR | 470018-890 | |
| Isoflurane | VetOne | ||
| Scalpel | VWR | 100499-578 | Manche de scalpel en plumes avec lame, jetable |
Références
- Cinti, S. The adipose organ at a glance. Disease Models & Mechanisms. 5 (5), 588-594 (2012).
- Rosen, E. D., Spiegelman, B. M. What we talk about when we talk about fat. Cell. 156 (1-2), 20-44 (2014).
- Sanchez-Gurmaches, J., Guertin, D. A. Adipocyte lineages: tracing back the origins of fat. Biochimica et Biophysica Acta. 1842 (3), 340-351 (2014).
- Bagchi, D. P., Forss, I., Mandrup, S., MacDougald, O. A. SnapShot: Niche Determines Adipocyte Character I. Cell Metabolism. 27 (1), 264-264 (2018).
- Tchkonia, T., et al. Mechanisms and metabolic implications of regional differences among fat depots. Cell Metabolism. 17 (5), 644-656 (2013).
- Kajimura, S., Spiegelman, B. M., Seale, P. Brown and Beige Fat: Physiological Roles beyond Heat Generation. Cell Metabolism. 22 (4), 546-559 (2015).
- Frontini, A., Cinti, S. Distribution and development of brown adipocytes in the murine and human adipose organ. Cell Metabolism. 11 (4), 253-256 (2010).
- Zhang, F., et al. An Adipose Tissue Atlas: An Image-Guided Identification of Human-like BAT and Beige Depots in Rodents. Cell Metabolism. 27, 252-262 (2018).
- Sanchez-Gurmaches, J., Guertin, D. A. Adipocytes arise from multiple lineages that are heterogeneously and dynamically distributed. Nature Communications. 5, 4099(2014).
- Li, Z., Hardij, J., Bagchi, D. P., Scheller, E. L., MacDougald, O. A. Development, regulation, metabolism and function of bone marrow adipose tissues. Bone. 110, 134-140 (2018).
- Scheller, E. L., Cawthorn, W. P., Burr, A. A., Horowitz, M. C., MacDougald, O. A. Marrow Adipose Tissue: Trimming the Fat. Trends in Endocrinology & Metabolism. 27 (6), 392-403 (2016).
- Alexander, C. M., et al. Dermal white adipose tissue: a new component of the thermogenic response. The Journal of Lipid Research. 56 (11), 2061-2069 (2015).
- Kruglikov, I. L., Scherer, P. E. Dermal Adipocytes: From Irrelevance to Metabolic Targets? Trends in Endocrinology & Metabolism. 27 (1), 1-10 (2016).
- Iacobellis, G. Local and systemic effects of the multifaceted epicardial adipose tissue depot. Nature Reviews Endocrinology. 11 (6), 363-371 (2015).
- Addison, O., Marcus, R. L., LaStayo, P. C., Ryan, A. S. Intermuscular Fat: A Review of the Consequences and Causes. International Journal of Endocrinology. 2014, 1-11 (2014).
- Pond, C. M. Adipose tissue and the immune system. Prostaglandins, Leukotrienes, and Essential Fatty Acids. 73 (1), 17-30 (2005).
- Kloppenburg, A. I. -F. M. An emerging player in knee osteoarthritis: the infrapatellar fat pad. Arthritis Research & Therapy. 15 (225), 1-9 (2013).
- Mann, A., Thompson, A., Robbins, N., Blomkalns, A. L. Localization, Identification, and Excision of Murine Adipose Depots. Journal of Visualized Experiments. (94), e52174(2014).
- Casteilla, L., Cousin, B., Calise, D. Choosing an adipose tissue depot for sampling: factors in selection and depot specificity. Methods in Molecular Biology. 155, 1-22 (2008).
- de Jong, J. M., Larsson, O., Cannon, B., Nedergaard, J. A stringent validation of mouse adipose tissue identity markers. American Journal of Physiology-Endocrinology and Metabolism. 308 (12), E1085-E1105 (2015).
- Cinti, S. The adipose organ. Prostaglandins, Leukotrienes, and Essential Fatty Acids. 73 (1), 9-15 (2005).
- Parlee, S. D., Lentz, S. I., Mori, H., MacDougald, O. A. Quantifying size and number of adipocytes in adipose tissue. Methods in Enzymology. 537, 93-122 (2014).
- Scheller, E. L., et al. Region-specific variation in the properties of skeletal adipocytes reveals regulated and constitutive marrow adipose tissues. Nature Communications. 6, 7808(2015).
- Scheller, E. L., et al. Use of osmium tetroxide staining with microcomputerized tomography to visualize and quantify bone marrow adipose tissue in vivo. Methods in Enzymology. 537, 123-139 (2014).
- Lukjanenko, L., Brachat, S., Pierrel, E., Lach-Trifilieff, E., Feige, J. N. Genomic profiling reveals that transient adipogenic activation is a hallmark of mouse models of skeletal muscle regeneration. PLoS One. 8 (8), e71084(2013).
- Pagano, A. F., et al. Muscle Regeneration with Intermuscular Adipose Tissue (IMAT) Accumulation Is Modulated by Mechanical Constraints. PLoS One. 10 (12), e0144230(2015).
- Khan, I. M., et al. Intermuscular and perimuscular fat expansion in obesity correlates with skeletal muscle T cell and macrophage infiltration and insulin resistance. International Journal of Obesity. 39 (11), 1607-1618 (2015).
- Sulston, R. J., et al. Increased Circulating Adiponectin in Response to Thiazolidinediones: Investigating the Role of Bone Marrow Adipose Tissue. Frontiers in Endocrinology. 7, 128(2016).
Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.
Réimpressions et autorisations
