Modèle d'infarctus myocarde de Murine utilisant la ligation permanente de l'artère coronaire descendante antérieure gauche

Résumé

Ici nous décrivons une procédure chirurgicale montrant comment réaliser la ligature permanente de l'artère coronaire descendante gauche-antérieure chez les souris. Ce modèle est d'une grande pertinence pour étudier la pathophysiologie de l'infarctus du myocarde et les processus biologiques concomitants.

Résumé

L'infarctus du myocarde (IM) et les maladies coronariennes graves sont parmi les causes les plus importantes de décès dans la population ayant un mode de vie occidental. Les modèles murins de MI avec la ligature permanente de l'artère coronaire descendante gauche-antérieure (LAD) imite étroitement MI chez l'homme. Les modèles murines bénéficient de l'ingénierie génétique étendue disponible de nos jours. Ici nous proposons un modèle chirurgical murine reproductible de l'infarctus myocardial par la ligature coronaire permanente de LAD. Notre technique comprend l'anesthésie avec la kétamine/xylazine qui peut être rapidement inversée par l'administration d'un antagoniste, l'intubation sans trachéotomie pour la ventilation mécanique-assistée, ventilation avec application du positif extrinsèque pression d'expiration de fin (PEEP) pour éviter l'effondrement alvéolaire, une méthode de thoracotomy limitant aux lésions chirurgicales minimales faites aux muscles squelettiques, et à l'inflation de poumon sans thoracentesis. Cette méthode est peu invasive, reproductible et réduit la mortalité post-chirurgicale et les complications.

Introduction

L'infarctus aigu du myocarde (MI) est l'expression la plus grave des maladies cardiaques ischémiques (DSI). L'IHD est la principale cause de morbidités et de décès dans le monde, en particulier dans les pays occidentaux¹. Par conséquent, il a un impact économique énorme sur les systèmes de santé². MI est caractérisée par l'occlusion d'une artère coronaire par la plaque athérosclérotique et l'arrestation subséquente du flux sanguin dans de grandes parties du myocarde. Le manque d'oxygène dans le myocarde conduit à la mort ischémique des cardiomyocytes. Cette condition pathologique déclenche des réponses dans le tissu ventriculaire qui mène finalement auxinsuffisances dans des fonctions ventriculaires, remodelage et insuffisance cardiaque 3. L'IM est une condition pathophysiologique complexe qui implique des processus biologiques multiples et complexes comprenant la mort cellulaire réglementée, la réponse au stress oxydatif, l'inflammation, la cicatrisation des plaies, la fibrose et le remodelage ventriculaire. Certaines de ces réponses biologiques sont modélisées comme des processus individuels in vitro comme la libération induite par la nécrose de modèles moléculaires associés aux dommages et les réponses inflammatoires associées⁴. Ces modèles simplifiés sont essentiels à la compréhension de l'IM. Cependant, seul un modèle in vivo peut fournir une image réaliste de la complexité des processus biologiques engagés en réponse à l'IM.

Même si les modèles de MI chez les grands animaux comme les porcs peuvent plus étroitement se rapporter à la physiopathologie humaine de l'IM, la puissance des modèles murins réside dans les possibilités offertes par le génie génétique qui est plus avancé que dans toute autre espèce de mammifère. D'autres aspects non négligeables sont le coût relativement faible et la simplicité de la configuration chirurgicale.

Il convient de mentionner que les modèles d'ischémie-reperfusion du myocarde peuvent présenter des résultats différents des modèles permanents de MI. Les processus biologiques comme le type de mort cellulaire engagé, la qualité / amplitude ou la cinétique des réponses inflammatoires et de guérison des plaies dans le tissu myocardique pourrait varier selon le modèle^5,6,7. Cependant, ce protocole de l'occlusion coronaire permanente peut facilement être adapté pour obtenir un modèle d'ischémie-reperfusion.

Cette méthode est pertinente pour les études liées à la physiopathologie de l'IM sans réperfusion et permet de surveiller les processus pathologiques se produisant de l'occlusion coronaire (minutes) à l'insuffisance cardiaque à un stade avancé (semaines) au tissu cardiaque local et systémique Niveaux.

Protocole

Les expériences animales décrites dans ce protocole ont été examinées et approuvées par le Comité d'éthique animale du canton de Vaud.

REMARQUE : Pour ces expériences, nous avons utilisé des souris mâles C57Bl/6J pesant entre 25 g et 30 g et un âge de 8-12 semaines. Les souris ont été nourries des granulés de chow et de l'eau ad libitum et élevées dans des conditions conventionnelles. L'équipement chirurgical a été précédemment stérilisé. L'expérimentateur doit porter des gants chirurgicaux stériles et un masque chirurgical pour limiter la contamination et les infections postopératoires.

1. Anesthésie et cannulation trachéal.

1. Peser la souris pour déterminer la posologie des médicaments anesthésiques, des analgésiques postopératoires et le volume des marées du ventilateur. Préchauffer le coussin chauffant à 37 oC. La configuration chirurgicale est représentée dans la figure 1.
2. Injecter la souris par voie intrapéritone avec un mélange de kétamine et de xylazine à une dose de 80 mg/kg et 10 mg/kg respectivement.
3. Raser rapidement la fourrure de souris sur la gorge et le côté gauche de la cage thoracique à l'aide d'un rasoir électrique.
4. Vérifiez la profondeur de l'anesthésie en pinçant la queue et/ou les pieds postérieurs et installez l'animal en position de supine sur le coussin chauffant. Placez une petite compresse de gaze sous la tête de l'animal pour éviter la surchauffe des yeux. Appliquer un gel oculaire pour éviter la sécheresse oculaire.
5. Fixer les quatre membres avec du ruban adhésif sur la surface du coussin chauffant. Passer une boucle de 5-0 suture de soie sous les incisives supérieures et coller l'extrémité de la boucle avec du ruban adhésif sur le coussin chauffant. Cela permettra de garder la bouche de l'animal ouvert et de faciliter le cannulation.
6. Appliquer la crème d'épilation sur les zones pré-rasées et masser délicatement avec un coton-tige pendant 1 min. Essuyez l'excès de fourrure et de crème avec une gaze. Utilisez des gouttes de solution saline de 0,9 % et de la gaze pour nettoyer les zones d'incision. Appliquer des morceaux de gaze stérile sur la gorge rasée et le thorax et les tremper dans de l'iodopovidone.
   REMARQUE : Nous recommandons l'application d'un médicament anesthésique local (lidocaïne ou bupivacain) aux emplacements d'incision.
7. Fixez le ventilateur à un volume de marée de 7 ml/kg et un taux de ventilation de 140 coups/min.
   REMARQUE : À partir de maintenant, vous travaillez sous un microscope stéréochirurgical microchirurgical.
8. Tenez la peau au centre de la gorge et effectuez une incision de 0,5 cm en suivant une ligne caudale/céphalique à l'aide de petits ciseaux. Séparer les lobes de la glande salivaire, puis séparer doucement le fascia du muscle sternohyoid avec des forceps de disséquement courbés jusqu'à ce que le larynx et la trachée soient visibles. Fixez les bords de l'ouverture avec des rétracteurs attachés à des bandes élastiques.
   REMARQUE: Faites cette étape sans incision des muscles. Un opérateur formé sera en mesure d'intuber l'animal par la cavité buccale sans visualisation de la trachée rendant cette étape facultative.
9. Tenez délicatement la langue latéralement. Avec les forceps, insérez l'aiguille intérieure émoussée d'une canule de 16 G dans la trachée. Visualisez l'insertion correcte dans la trachée par l'incision de gorge.
10. Connectez la canule au ventilateur et assurez-vous une ventilation correcte en plaçant le tube d'échappement dans l'eau. La présence de bulles indique une intubation correcte.
    REMARQUE : Afin de garder les tissus humides pendant l'opération placez la gaze stérile imbibée de la solution saline de 0.9% et de l'iodopovidone sur l'incision de gorge. Contrôler l'humidité pendant la procédure.

2. Ligation de l'artère coronaire laJ

1. Relâchez la patte antérieure gauche du ruban adhésif et déplacez soigneusement la souris vers la position decubitus du côté droit. Fixer le membre antérieur gauche une fois que l'animal est dans la bonne position.
2. Identifiez la ligne entre les pectoralis gauches mineurs et les principaux muscles et faites une incision oblique de peau sur 1 cm avec des ciseaux suivant la ligne. Avec disséquer les micro ciseaux émoussés, fascia séparé des muscles pectoralis sans incision. Maintenir les muscles pectoralis séparés avec des rétracteurs attachés à des bandes élastiques.
3. Définir le ventilateur avec une pression d'expiration de fin positive (PEEP) de 3 cm H₂O.
4. Ouvrez la cavité thoracique en utilisant des forceps émoussés au 3e espace intercostal entre les côtes de la 3e et de la 4e côte. Évitez de toucher l'artère thoracique interne car il y a danger de saignement. Ne touchez pas le cœur ou le poumon. Appliquer deux rétracteurs dans la cage thoracique, un sur chaque côte (figure 2A).
5. À l'adresse des forceps fins incurvés, retirez soigneusement le péricarde et démontez-le sans nuire au cœur et aux poumons.
6. Localiser l'artère coronaire antérieure gauche descendante (LAD). L'artère de LAD apparaît comme ligne rouge lumineuse lumineuse superficielle fonctionnant du bord de l'oreillette gauche vers l'apex.
7. Utilisez un porte-aiguille pour passer une suture de soie 7-0 sous le LAD 2 à 3 mm en dessous des atria gauches. Tirez la soie lentement pour éviter une déchirure du tissu cardiaque. Attachez la ligature avec trois noeuds. La partie inférieure gauche du ventricule gauche pâlit instantanément à la ligature (Figure 2B-E).
   REMARQUE : Il est important de ne pas aller trop profondément dans la cavité ventriculaire ou de rester trop superficiel. Pour les animaux opérés par une fausse témérité, tirez la soie de suture sous le LAD et retirez-la lentement en évitant les déchirures tissulaires.
8. Relâchez les rétracteurs de côtes, tenez la 3e côte avec des forceps et faites deux passes avec une suture de soie 6-0 sous les côtes 3^rd et 4^e.
   CAUTION: Ne pas le cœur perforé ou le poumon. Ne serrez pas encore les noeuds.
9. Placez trois gouttes de solution saline de 37 oC 0,9 % sur l'ouverture et fermez le tube d'échappement d'expiration pendant 2 ou 3 cycles respiratoires pour gonfler correctement les poumons. Resserrer la suture et fixer avec deux lancers.
10. Relâchez les rétracteurs tenant les muscles et aidez-les à récupérer leur place correcte.
11. Fermer la peau thoracique avec deux points de soie de suture 5-0 et fixer avec deux lancers. Fermer la peau de la gorge avec un point de soie de suture 5-0 et fixer avec deux lancers.

3. Procédures postopératoires et suivi.

1. Retirer les bandes de ruban adhésif des membres. Placez une compresse sur le coussin chauffant du côté droit de l'animal.
   REMARQUE : La procédure globale de l'anesthésie à ce point ne devrait pas prendre plus longtemps que 40-45 min. Injecter en option IP 0,2 ml d'atipamezole à une concentration de 0,1 mg/mL pour accélérer le processus de réveil.
2. Injecter intraperitoneally 0,3 ml de solution de glucose de 5 % réchauffée à 37 oC.
3. Tourner soigneusement l'animal sur le décubitus ventral sur le tampon de compresse.
4. Arrêter le ventilateur; si la souris respire spontanément, retirez prudemment la canule.
5. Injecter de la buprénorphine sous-cutanée (SC) 0,1 mg/kg et mettre les souris dans une cage préchauffée chauffée à 30 oC et ventilée d'un O₂ à 100 % pendant un minimum de 1 h. Surveillez les souris pour toute affection potentiellement mortelle comme une dyspnée ou une hémorragie excessive.
6. Pendant les deux premiers jours suivant la chirurgie, surveillez la souris deux fois par jour. Injecter de la buprénorphine SC 0,1 mg/kg deux fois par jour. Injectez intraperitoneally 0,3 mL 0 de la solution de glucose de 5% deux fois par jour. Fournir aux souris un régime alimentaire doux et de l'eau ad libitum. Réchauffer l'animal si nécessaire.
   REMARQUE : En plus des opioïdes, les animaux devraient être fournis avec des anti-inflammatoires non stéroïdiens mélangés dans l'alimentation ou dilués dans l'eau potable.
7. Dès le troisième jour, injectez de la buprénorphine SC 0,1 mg/kg deux fois par jour si l'animal présente des signes inhabituels concernant l'apparence générale, la respiration ou le comportement. Injectez par voie intrapéritone 0,3 ml de solution de glucose de 5 % deux fois par jour si l'animal perd encore du poids. Réchauffer l'animal si nécessaire.
   REMARQUE : Appliquer strictement des critères d'interruption prédéfinis si nécessaire pour éviter des souffrances excessives. Habituellement, les souris perdent du poids jusqu'au jour 3 et 4, puis prennent du poids. Après sept jours, les souris récupèrent habituellement le poids de pré-opération.

Résultats

Les souris ont été euthanasiées sept jours après chirurgie. Les animaux ont été anesthésiés avec 80 mg/kg de kétamine et 10 mg/kg de xylazine. Sous anesthésie, le sang a été prélevé à partir de vena cava et le cœur a été échantillonné. Les Atria ont été enlevés, le myocarde a été lavé dans le PBS glacé. Pour les mesures des zones ischémiques, les cœurs ont été congelés à -20 oC pendant 40 min, puis tranchés et tachés pendant 20 min à 37 oC en PBS contenant 2 % de chlorure triphenyltetrazolium (TTC). Des tranches de coeur ont été fixées pendant la nuit dans la solution tampondehyde de 4% à température ambiante. Les zones ischémiques sont restées intactes tandis que le tissu vivant a été souillé en rouge en raison de la présence des déshydrogénases. Les zones ischémiques ont été calculées en pourcentage de la zone blanche du ventricule gauche (LV) avec un logiciel d'imagerie (figure3A, B). Pour les analyses biochimiques et moléculaires de biologie, les coeurs ont été congelés dans l'azote liquide. Après avoir broyé des coeurs sur l'azote liquide la poudre d'organe a été employée pour l'extraction de protéine et d'ARNm. L'étendue de la fibrose dans le tissu myocardique des cœurs infarctus a été évaluée par l'analyse de tache occidentale de l'actine alpha lisse-muscle (SMA) et de la phosphorylation SMAD2, qui sont respectivement des suites majeures des myofibroblastes et de l'activation de signalisation de TGF ( Figure 3C). l'expression de l'ARNm de Tgfb, et les cibles en aval Ctgf, Postn et Il11 sont tous des indicateurs de la fibrose myocardique. Cela a été démontré par l'analyse en temps réel de la réaction en chaîne de polymérase (PCR) (Figure 3D).

Des voies pro-inflammatoires de signalisation et l'expression des gènes pro-inflammatoires ont été typiquement trouvées activées dans la première semaine suivant l'infarctus du myocarde. La phosphorylation du facteur de transcription NF-B p65 est une caractéristique de l'inflammation et a été observée dans des extraits entiers de myocarde des souris MI (Figure 3E). l'expression de l'ARNm des gènes pro-inflammatoires Il1b, Il6 et Cxcl10 (Figure 3F) et des marqueurs de monocytes/macrophages Cd14 et Mertk ont été analysés par PCR en temps réel (Figure 3G). Il est à noter qu'il y avait une variabilité dans l'étendue de la phosphorylation NF-B p65 et SMAD2 (figure3C,E, voies 4-7). Cette variabilité dépend en grande partie de la taille de l'infarctus.

Figure 1 : Description de la configuration chirurgicale. (A) La configuration chirurgicale comprend un coussin chauffant modifié, un ventilateur et des rétracteurs attachés à des bandes élastiques. (B) Ensemble de ciseaux, de forceps et de porte-aiguilles utilisés pendant la chirurgie. (C) Gros plan des mini-rétracteurs. Non montré: microscope stéréo chirurgical. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 2 : Images représentatives de la chirurgie et de la ligature LAD. (A) Poitrine ouverte avec des rétracteurs. Le ventricule gauche était apparent. Les rétracteurs supérieurs, gauches et inférieurs tenaient la cage thoracique et le rétracteur droit tenait le muscle pectoral. (B) L'aiguille a été passée sous le LAD. (C) La soie de suture a été passée sous le LAD, dans le ventricule gauche. (D) Point unique sur le LAD. (E) Fin de la procédure de ligature, la suture a été fixée avec trois noeuds. (F) Représentation d'une vue antérieure du cœur. La position de la ligature de LAD était 2-3 mm au-dessous des atria gauches et au-dessus de la branche diagonale du LAD. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 3 : Fibrose et inflammation dans des extraits entiers de myocarde sept jours après la chirurgie. (A) Images représentatives de la coloration TTC d'un cœur infarctus tranché sept jours après la chirurgie. Les secteurs ischémiques pâles sont restés intacts et blancs tandis que le tissu vivant était souillé rouge. La ligature était visible sur la troisième tranche à partir de la gauche. (B) La taille des zones ischémiques de cinq coeurs infarctus a été mesurée à l'aide de la technique de coloration TTC. Les résultats étaient le pourcentage de la zone blanche du ventricule gauche (LV). (C) Analyse de tache occidentale de la phosphorylation de SMAD2 et de l'expression d'alpha-SMA dans le myocarde entier comme indicateurs de la fibrose. (D) expression arnde de Tgfb, Ctgf, Postn et Il11 dans des extraits entiers de myocarde. (E) Tache occidentale de phosphorylation NF-B p65 dans des extraits entiers de myocarde. (F) expression de l'ARNm des gènes pro-inflammatoires Il1b, Il6 et Cxcl10 dans des extraits entiers de myocarde. (G) expression de l'ARNm de Cd14 et Mertk comme indicateurs de la présence dans le myocarde des monocytes/macrophages et des macrophages phagocytiques respectivement. N 3 en faux et N 4 dans le groupe MI. Pour l'analyse de l'expression de l'ARNm, l'expression était relative au contrôle endogène Rps18 et les comparaisons de groupe étaient des tests T non appariés de l'étudiant, 'p '0,05, 'p '0,01, 'p ' 0,001. Dans les panneaux B, D, F et G, les barres d'erreur représentent des écarts types.  Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Discussion

La première étape critique de cette procédure est certainement l'intubation. Nous utilisons l'aiguille intérieure émoussée d'un cathéter de 16 G comme tube trachéal. Nous ne recommandons pas d'utiliser cette configuration avec des souris qui pèsent moins de 22 g. Avec cette configuration, il peut être difficile d'intuber les souris correctement avec un poids corporel plus petit sans endommager la trachée. Un autre point critique est de limiter les incisions faites au muscle tout en exposant la trachée et la cage thoracique. La réduction des lésions tissulaires est d'une importance majeure, en particulier lors de l'étude des processus inflammatoires après l'IM. C'est pourquoi nous préférons la propagation douce des muscles et des côtes avec des forceps et des rétracteurs^8,9. Nous n'utilisons pas de cautérisateur électrique pour contrôler les saignements¹⁰. Cela peut causer des brûlures iatrogènes et favoriser les infections. Les traumatismes et les infections peuvent biaiser les suites inflammatoires. L'application d'un PEEP extrinsèque de 3 cm H₂O en plongeant l'échappement de ventilation dans un tube d'eau limite l'effondrement alvéolaire expiratoire final pendant la thoracotomie. La localisation de la LAD est une autre étape critique et il faut garder à l'esprit que l'anatomie des artères coronaires peut varier en fonction de la souche et le génotype de la souris¹¹. Il faut une certaine expérience pour visualiser le LAD, cependant placer la suture directement 2-3 mm au-dessous de l'atria gauche comme décrit dans la procédure doit permettre le positionnement correct de la ligature. La décoloration instantanée de grandes parties du ventricule gauche sous la suture confirme la précision. Enfin, l'application artificielle de l'auto-PEEP en bloquant les gaz d'échappement de ventilation pour 2-3 cycles respiratoires pendant la fermeture de la poitrine permet une hyperinflation transitoire du poumon qui aidera à chasser l'air de la cavité thoracique¹². Nous exécutons délibérément une thoracentesis comme indiqué dans ^9,10. De cette façon, nous limitons le risque de lésions pulmonaires et cardiaques et évitons des lésions tissulaires excessives ou une perforation.

L'ischémie-réperfusion myocardique (I/R) est un modèle chirurgical connexe qui imite la restauration du flux sanguin coronaire qui est fait aux patients de MI dans les cliniques. Pendant le modèle I/R une occlusion transitoire de l'artère coronaire se fait en serrant un morceau de tube sur le LAD pour une durée de 20 à 45 min^8,13. Ensuite, l'occlusion est libérée pour permettre la reperfusion du myocarde pour la durée désirée. Cette simple modification appliquée à notre protocole peut facilement le transformer en un modèle I/R^4,8,14,15. L'infarctus peut être confirmé par un test sanguin pour la troponine cardiaque T^8,10 ou par échocardiographie¹⁵.

MI diffère du modèle I/R parce que la reperfusion en elle-même induit une blessure. MI induit plus de nécrose tissulaire et l'apoptose est plus prononcée dans le myocarde réperfutilisé⁵. La cinétique de l'infiltration inflammatoire de cellules est également différente entre dansMI et IR avec une infiltration myocardique retardée des cellules immunitaires dans MI 7. La taille et la position de la zone infarctus varieront également entre les modèles de ligature permanente et les modèles I/R¹⁵. En gardant cela à l'esprit, il faut être prudent pour choisir un modèle pertinent puisque i /R et les modèles permanents MI ne sont pas équivalents. Un autre modèle murine de l'infarctus du myocarde est le modèle cryoinfarction. L'application d'une sonde cryogénique sur la paroi antérieure de LV induit la congélation du tissu ventriculaire et l'arrêt de flux sanguin dans l'artère de LAD. Cette technique diffère cependant des techniques MI et I/R en ce qui concerne le moment et l'amplitude du remodelage et des réponses inflammatoires^16,17.

La variabilité est une limitation comme pour toute intervention chirurgicale. Cette variabilité repose sur des différences biologiques. Un bon exemple est la variation de l'arrangement artériel coronaire chez les souris¹¹. Il s'appuie également sur les compétences des expérimentateur. Il convient de mentionner qu'une formation adéquate des expérimentateurs est obligatoire afin d'atteindre des résultats stables avec ce modèle. Un expérimentateur bien formé peut facilement produire des tailles infarctus qui sont reproductibles (Figure 3A-B). La mortalité du modèle dépend de la position du LAD, de la durée des expériences (jours, semaines), de la souche de souris et des génotypes. Les types de médicaments anesthésiques et analgésiques peuvent également affecter les résultats des expériences avec des effets cardioprotecteurs ou cardiodépresseurs putatifs. Entre nos mains, ce modèle a un taux de mortalité global de 25-30%. Ce taux de mortalité comprend les décès spontanés et les sacrifices avant la fin de l'expérience, quelles que soient les souches et la durée de l'expérience. La plupart des décès ou des sacrifices se font entre le deuxième et le quatrième jour après la chirurgie. L'application d'une gestion stricte de la douleur et le suivi des animaux peuvent réduire la mortalité.

Nous présentons ici des résultats représentatifs de la taille des infarctus analysés à l'aide de la coloration tTC et de l'expression de protéines et de gènes impliqués dans des processus inflammatoires ou fibrotiques dans le LV par la tache occidentale et le PCR en temps réel respectivement (Figure 3C-G). Il est également possible de mesurer un grand nombre de ces paramètres par des analyses immunosorbent liées à des enzymes (ELISA) ou des essais enzymatiques. Bien sûr, conformément à l'hypothèse qui doit être testée, cette méthode peut être suivie de toute analyse fonctionnelle par ultrasons, IRM ou par cathéter intraventriculaire de la pression et du volume. Il est également possible d'extraire le cœur et d'étudier davantage la biologie des cellules cardiaques sur les cellules isolées. Dans l'ensemble, le modèle MI avec ligature permanente de l'artère coronaire LAD est particulièrement utile pour évaluer les processus inflammatoires et fibrotiques, la cicatrisation des plaies et les changements dans la fonction cardiaque à la suite de l'infarctus du myocarde.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
1 CC Seringue, Omnifix-F	B. Braun	9161406V
30G- Aiguille	BD Microlance 3	304000
70 % Éthanol
Bétadine 60 ml	MundiPharma
Écarteurs Blunt	Outils Scientifiques Fins	18200-09
Castroviejo Porte-aiguille droit avec serrure	Roboz	RS-6416
Cotons-tiges	Applimed SA	6001109
Ciseaux de dissection, incurvé	Aesculap	BC603R
Rasoir électrique	Remington	HC720
Glucose 5 % B.Braun	B. Braun	531032
Crème dépilatoire, Veet	Silk & Des technologies fraîches.
Pince à dissection de l’iris entièrement incurvée	Aesculap	; OC022R
Ketasol 100 (100 mg/ml)	Dr. E. Graeub AG	QN01AX03
Micro Ciseaux, Émoussé Courbé/Équerau émoussé	;	FM013R
NaCl 0.9 % B. Braun	B. Braun	534534
Fixateur Court	Outils Scientifiques Fins	18200-01
Suture Soie 5-0, BB	Ethicon	K880H
Suture Soie 6-0, P-1	Ethicon	639H
Suture Soie 7-0,BV-1	Ethicon	K804
Étudiant Dumont #7 Forceps	Fine Outils scientifiques	91197-00
Pince fine pour étudiant	scientifiques fins	91110-10
Gants chirurgicaux	Weitacare	834301
Coussin chauffant chirurgical	Réglage
Temgesic  ; sol 0,3 mg/ml  ; Buprénorphine	Indivior Schweiz AG	N02AE01
Aiguille interne du tube trachéal d’un chat 16G i.v.	Abbocath-T	G714-A01
Microscope universel S3, Ventilateur OMPIMD	Zeizz
, MiniVent Modèle 845	Appareil Harvard	73-0043
Viscodéchirures	Alcon	1551535
Xylasol (1mg/ml)	Dr. E. Graeub AG	QN05CM92