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Article de méthode

Implantation d'une mini-pompe isoprotéréendale pour induire une insuffisance cardiaque chez la souris

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DOI :

10.3791/59646

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3 octobre 2019

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1Department of Anesthesiology, University of California, 2Department of Medicine, University of California, 3Department of Microbiology, Immunology & Molecular Genetics, University of California, 4Department of Molecular, Cell, and Developmental Biology, University of California

Dans cet article

Résumé

L'administration chronique de l'isoproterenol par l'intermédiaire d'une pompe osmotique implantée a été employée largement pour imiter l'insuffisance cardiaque avancée chez les souris. Ici, nous décrivons des méthodes détaillées dans l'implantation chirurgicale de mini-pompe pour l'administration isoproterenol continue sur 3 semaines, aussi bien que, évaluation échocardiographique pour la création réussie de modèle.

Résumé

Isoproterenol (ISO), est un agoniste bêta-adrénergique non sélectif, qui est largement utilisé pour induire des lésions cardiaques chez la souris. Tandis que le modèle aigu imite la cardiomyopathie stress-induite, le modèle chronique, administré par une pompe osmotique, imite l'arrêt du coeur avancé chez l'homme. Le but du protocole décrit est de créer le modèle chronique d'insuffisance cardiaque induit e par l'ISO chez les souris à l'aide d'une mini-pompe implantée. Ce protocole a été utilisé pour induire une insuffisance cardiaque chez plus de 100 souches de souris consanguines. Les techniques sur l'implantation chirurgicale de pompe sont décrites en détail et peuvent être pertinentes à n'importe qui intéressé à créer un modèle d'insuffisance cardiaque chez les souris. En outre, les changements hebdomadaires de remodelage cardiaque basés sur des paramètres échocardiographiques pour chaque souche et le temps prévu pour le développement de modèle sont présentés. En résumé, la méthode est simple et reproductible. L'ISO continue administrée par l'intermédiaire de la mini-pompe implantée sur 3 à 4 semaines est suffisante pour induire le remodelage cardiaque. Enfin, le succès de la création du modèle ISO peut être évalué in vivo par échocardiographie sérielle démontrant l'hypertrophie, la dilatation ventriculaire et le dysfonctionnement.

Introduction

L'insuffisance cardiaque avec la fraction réduite d'éjection (HFrEF) est accompagnée d'une réponse compensatoire bien reconnue du système nerveux sympathique pour maintenir l'homéostasie cardio-vasculaire1. Le stress hémodynamique et les effets délétères sur le coeur et la circulation ont été observés avec l'activation chronique. Ceux-ci sont devenus la pierre angulaire de la pharmacothérapie contemporaine pour l'insuffisance cardiaque et sont des mécanismes importants dans la progression de l'insuffisance cardiaque et l'antagonisme thérapeutique des systèmes neurohormonaux1.

Plusieurs modèles de souris sont disponibles pour les enquêtes de base de l'insuffisance cardiaque. Les modèles génétiques sont attrayants pour explorer les thérapies moléculaires et étudier les voies de signalisation. Cependant, ces modèles peuvent ne pas être pertinents pour les formes courantes d'insuffisance cardiaque. D'autres modèles communs incluent la ligature antérieure gauche descendante (LAD) d'artère, la constriction transaortique (TAC), et l'isoproterenol (ISO), chacun visant à une étiologie pathologique différente2,3,4,5 ,6. La ligature d'artère de LAD induit un infarctus myocardique antérieur de mur créant ainsi un modèle spécifique pour la cardiomyopathie ischémique. LE TAC induit une surcharge de pression aigue pour créer un modèle hypertensif d'insuffisance cardiaque. Bien que le gradient de pression puisse être mesuré, permettant la stratification de l'hypertrophie, l'initialisme aigu de l'hypertension manque de pertinence clinique directe4. Les modèles LAD et TAC nécessitent un haut niveau d'expertise chirurgicale à exécuter. Le modèle aigu d'ISO de l'arrêt du coeur imite la cardiomyopathie stress-induite, également connue sous le nom de maladie de Takotsubo, qui est caractérisée par une augmentation marquée des catécholamines et de l'activité dans le ventricule gauche qui imite l'infarctus aigu de myocarde7, 8. En revanche, les modèles chroniques d'ISO de l'insuffisance cardiaque présentent des caractéristiques de symptômes de l'insuffisance cardiaque avancée, avec des niveaux chroniquement élevés de catécholamines1. Les avantages du modèle isO chronique sont qu'il fournit une stimulation adrénergique chronique qui imite l'insuffisance cardiaque avancée et qu'il est relativement facile à créer. L'enquêteur doit choisir un modèle qui récapitule le mieux sa pathologie d'intérêt.

L'objectif global de cette méthode est d'induire l'insuffisance cardiaque chez les souris à l'aide d'une mini pompe implantée qui libère ISO en permanence pour imiter l'activation sympathique chronique trouvée chez les patients souffrant d'insuffisance cardiaque1. La méthode est simple et reproductible. Bien qu'il y ait une variation claire entre les souches de souris, ISO administré sur 3 à 4 semaines à 30 mg/kg/jour est suffisant pour induire le remodelage cardiaque chez la plupart des souris. Plus précisément, l'ISO conduit à une phase compensatoire pro-hypertrophique au cours de la semaine 1 suivie de l'amincissement des murs, la dilatation ventriculaire et la diminution de la fonction systolique par semaine 2 et 32. Le succès de la création du modèle ISO peut être évalué in vivo par échocardiographie sérielle démontrant l'hypertrophie, la dilatation et le dysfonctionnement ventriculaire, ainsi que par l'ex vivo par l'évaluation histologique et moléculaire du tissu cardiaque récolté pour l'intramyocardial l'accumulation lipidique, la fibrose, le stress aux urgences, l'apoptose et l'expression génique9,10,11,12.

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Protocole

Ce protocole respecte les directives de soins aux animaux de l'Université de Californie à Los Angeles (protocole ARC #2010-075). Les lecteurs sont invités à adhérer à leur propre protocole approuvé par l'IACUC, car les soins de souris péri-procédures et la gestion de l'analgésie peuvent être spécifiques à l'institution.

1. Préparation de la pompe osmotique isoprotéréentiel

REMARQUE : Cette procédure a été appliquée avec succès sur des souris femelles de plus de 9 semaines pesant 18 g à partir de plus de 100 souches de souris consanguines, ainsi que, chez des souris mâles dans un sous-ensemble de souches. Il n'y a pas de limite de poids corporel maximale pour cette procédure. Toujours inclure des contrôles assortis d'âge, car on ne sait pas si l'âge du traitement affecte la susceptibilité induite par l'isoproténol au développement de l'insuffisance cardiaque.

  1. Peser et enregistrer le poids corporel de chaque souris.
  2. Calculer la quantité et la concentration appropriées d'isoprotérénol pour chaque souris (voir tableau 1; Fichier supplémentaire).
    REMARQUE : Les pompes osmotiques utilisées dans cette expérience (Table of Materials) ont un volume de réservoir de 100 L et sont conçues pour livrer des médicaments à des débits continus jusqu'à 28 jours. Préparer une solution supplémentaire de 20 l d'isoproténol par pompe pour tenir compte de la perte de volume dans le tube de remplissage pendant le chargement de la pompe.
  3. Peser la quantité appropriée d'isoproténol (tableau 1) à l'aide d'un équilibre analytique et le dissoudre dans 120 l de solution stérile 0,9% NaCl. Pipette vigoureusement ou vortex pendant 1 min pour solubilité complètement isoproterenol.
    REMARQUE : Préparer les pompes osmotiques dans une armoire de biosécurité de laboratoire. Les pompes doivent être manipulées avec des gants chirurgicaux. La technique stérile est recommandée tout au long de la préparation des pompes osmotiques et pendant la procédure d'implantation chirurgicale.
  4. Peser et enregistrer la pompe osmotique vide avec son modérateur de flux, puis retirer le modérateur de flux.
  5. Aspirez 120 l de solution isoprotéinale dans une seringue de 1,0 ml et attachez le tube de remplissage à pointe émoussée de 27 calibres fourni avec les pompes osmotiques.
    REMARQUE : Assurez-vous que la seringue et le tube de remplissage sont exempts de bulles d'air.
  6. Tout en maintenant la pompe en position verticale, insérez le tube de remplissage par l'ouverture de la pompe en haut jusqu'à ce que la pointe du tube de remplissage se trouve près du fond du réservoir de la pompe.
  7. Chargez la pompe osmotique en poussant le piston de seringue lentement jusqu'à ce que la solution isoproterenol se remplit jusqu'à l'ouverture de la pompe.
  8. Retirez soigneusement le tube de remplissage et essuyez la solution excédentaire.
  9. Insérez le modérateur de débit pour fermer la pompe et essuyez toute solution excédentaire.
  10. Confirmez que plus de 90 % du volume du réservoir a été rempli en pesant la pompe osmotique.
    REMARQUE : Les pompes de commande sont préparées de la même manière en remplissant le réservoir de pompe avec la solution stérile de 0.9% de NaCl.

2. Préparation d'instruments chirurgicaux

  1. Nettoyer tous les instruments chirurgicaux, y compris la fibre optique O-anneau lumière microscope illuminaur, 2 forceps, porte-aiguille, stérilisateurs de perles chaudes, perles de verre, et ciseaux (Table des matériaux).
  2. Instruments chirurgicaux autoclaves à 121 oC pendant 30 min pour stériliser les instruments avant la chirurgie.

3. Implantation chirurgicale osmotique de pompe osmotique d'isoproterenol

  1. Induire l'anesthésie en plaçant la souris dans une chambre d'induction avec 3% d'isoflurane en 95% O2 et 5% de CO2. Maintenir l'anesthésie avec 2% isoflurane via un cône de nez.
  2. Administrer 5 mg/kg de carprofène s.c. à la éraflure du cou entre les omoplates pour l'analgésie.
  3. Placez l'onduleur ophtalmique sur les yeux pour prévenir la déshydratation cornéenne.
  4. Vérifiez la profondeur de l'anesthésie en surveillant le taux de respiration, réflexe de pincement des orteils et la couleur de la muqueuse.
  5. Placez la souris en position de supine sur un coussinet chauffé. Retirer les poils du bas-ventre et désinfecter la peau avec de la bétadine ou de la chlorhexidine.
    REMARQUE : Pour minimiser l'infection postopératoire, assurez-vous que le champ chirurgical est exempt de poils incidents.
  6. Utilisez une paire de ciseaux chirurgicaux pour couper une incision de 1 cm de long de la peau médiane. Utilisez une paire de ciseaux émoussés pour disséquer soigneusement la peau des parois péritonéales sous-jacentes.
    REMARQUE : Une livraison intrapéritonéale est préférable pour tenir compte de la taille de la pompe.
  7. Retirez les parois péritonéales de l'intestin sous-jacent avec des forceps et coupez un trou de 0,8 cm dans les parois péritonéales à l'aide de ciseaux chirurgicaux fins.
  8. Insérez la pompe osmotique dans la cavité péritonéale avec l'extrémité du modérateur d'écoulement en premier.
  9. Fermez la cale dans les parois péritonéales en utilisant 5.0 sutures absorbables d'une manière interrompue. Utilisez 6.0 sutures non absorbables pour fermer l'incision cutanée d'une manière interrompue.
  10. Placez la souris dans un incubateur dédié pour la garder au chaud et au sec pendant la récupération. Évaluer le rétablissement de l'anesthésie en surveillant la souris toutes les 30 mins dans les deux premières heures pour le retour de la respiration normale et le mouvement.
  11. Une fois que la souris a complètement récupéré de l'anesthésie, retournez-la au logement de routine. Continuer à surveiller l'animal pour les complications quotidiennes jusqu'à 3 jours, puis tous les 2 à 3 jours par la suite jusqu'à la fin de l'expérience.
    REMARQUE : Les animaux doivent être surveillés pour déceler des signes de douleur ou d'infection postopératoires, des signes de perte de poids, un manque de mobilité, une posture anormale, un défaut de toilettage et un léchage ou une mordre excessif de la zone d'incision.
  12. Administrer le carprofène 5mg/kg s.c. tous les 24 h jusqu'à 48 h et par la suite au besoin.
  13. Administrer 0,25 mg/mL d'amoxicilline dans l'eau potable pendant 5 jours pour prévenir les infections du site chirurgical.
  14. Enlever les sutures non absorbables après 7 à 10 jours.

4. Évaluation échocardiographique sous anesthésie

REMARQUE : L'évaluation échocardiographique peut être exécutée à plusieurs reprises pour surveiller le remodelage cardiaque en série pendant plusieurs semaines. Nous avons exécuté des mesures échocardiographiques à des intervalles hebdomadaires sur 3 semaines.

  1. Induire l'anesthésie dans une chambre d'induction à 1,25% à 1,5% de l'isoflurane. Une fois sous sédatif sédatif, fixez la souris sur la plate-forme d'échocardiographie avec du ruban adhésif permettant à la souris de continuer à recevoir une anesthésie à travers un cône nasal.
  2. Diminuer l'isoflurane à une dose d'entretien de 1% pour minimiser les effets chronotropes négatifs et inotropes de la sursédation. Prenez note de la fréquence respiratoire et cardiaque tout au long de l'étude et ajuster la dose d'isoflurane au besoin.
  3. Enlever les poils de la poitrine avec une lotion dépilatoire et essuyer la poitrine sans poils.
  4. Placez le gel à ultrasons sur la poitrine et placez la sonde à ultrasons pour imager le cœur.
  5. En mode B, imagez le ventricule gauche (LV) dans la vue à long axe parasternal. Ajuster la plate-forme d'échocardiographie pour aligner la valve aortique et l'apex LV dans le plan du faisceau d'ultrasons.
  6. Inclinez la plate-forme d'échocardiographie pour placer l'axe Long LV à 90 degrés du faisceau d'ultrasonet et du diamètre maximum LV au centre de l'image.
  7. Imagez l'axe court LV en tournant la sonde à ultrasons de 90 degrés.
  8. En mode M mesurent l'épaisseur du mur LV et les dimensions internes.
  9. Remettre la souris dans la cage. Surveillez le retour de la respiration normale et les mouvements spontanés du corps.

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Résultats

Dans notre étude publiée précédemment, nous avons administré une dose ISO de 30 mg/kg/j sur 21 jours via la pompe osmotique à travers 105 souches Hybrid Mouse Diversity Panel (HMDP)2,13. Nous avons évalué les résultats à l'aide d'échocardiographie réalisée à la ligne de base, semaine 1, 2 et 3 du traitement ISO (figure 1). Semblable à une étude antérieure où les auteurs ont étudié l'impact de l'isoproterenol parmi 23 souches de souri...

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Discussion

Nous avons appliqué cette méthode à plus de 100 souches de souris consanguines pour évaluer les résultats cardiaques dus à la stimulation bêta-adrénergique chronique2,13. Des différences significatives de susceptibilité à l'isoprotérénol sont connues pour exister parmi les souches de souris et peuvent être personnalisées à la souche d'intérêt au besoin16. Cela peut être dû à la variation de la fonction des récepteurs bêta-adrénergiques ent...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Remerciements

Les auteurs reconnaissent le NIH K08 HL133491 pour son soutien financier.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Système de pompe micro-osmotique avec modérateur de débit en placeAlzetModèle 1004Comprend un tube de remplissage, un modérateur de débit et un corps de pompe
(-)-Chlorhydrate d’isoprotérénolSigma-Aldrich16504-1G(-)-Le chlorhydrate d’isoprotérénol est une poudre qui doit être stockée à -20° ;C.
Seringue stérile de 1 mlVWRBD309602
30 W LED Fibre optique Joint torique Illuminateur de microscope optiqueAmScopeSKU : LED-30WR
5-0 VICRYL COATED (polyglactin 910) SutureEthiconJ303H5-0, résorbable
Ciseaux fins - SharpFST14060-09
Perles de verreFST18000-46
Perle chaude stérilisateursFST18000-50
Pince à irisWPI15915
Look Sharpoint 6-0, 18" Suture monofilament en nylon noirLOOKAA-21766-0, non résorbable Porte-aiguille
WPI15926
Saline normale, 0,9 % NaClFisher89167-772

Références

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