Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Imagerie intravitale des lymphocytes intraépithéliales dans l'intestin grêle de Murine

8K vues

⸱

DOI :

10.3791/59853

⸱

24 juin 2019

 , 
1Center for Immunity and Inflammation, Department of Pathology, Immunology and Laboratory Medicine, Rutgers New Jersey Medical School

Dans cet article

Résumé

Nous décrivons une méthode pour visualiser gFP-étiquetée IELs utilisant l'imagerie intravitale de l'intestin grêle murine par microscopie confocale de disque de rotation inversée. Cette technique permet le suivi des cellules vivantes dans la muqueuse jusqu'à 4 h et peut être utilisée pour étudier une variété d'interactions intestinales immunisées-épithéliales.

Résumé

Les lymphocytes intraépithéliales exprimant le récepteur des lymphocytes T (IEL) jouent un rôle clé dans la surveillance immunitaire de l'épithélium intestinal. En partie à cause de l'absence d'un ligand définitif pour le récepteur des lymphocytes T, notre compréhension de la régulation de l'activation de l'IEL et de leur fonction in vivo reste limitée. Cela nécessite l'élaboration de stratégies alternatives pour interroger les voies de signalisation impliquées dans la régulation de la fonction IEL et la réactivité de ces cellules au microenvironnement local. Bien que les EI soient largement compris pour limiter la translocation des agents pathogènes, l'utilisation de l'imagerie intravitale a été essentielle pour comprendre la dynamique spatiotemporelle des interactions IEL/épithélial à l'état stable et en réponse aux agents pathogènes invasifs. Ici, nous présentons un protocole pour visualiser le comportement migratoire d'IEL dans la petite muqueuse intestinale d'une souris de journaliste de cellule T de GFP utilisant la microscopie focale focale de laser confocal de disque inversé. Bien que la profondeur maximale d'imagerie de cette approche soit limitée par rapport à l'utilisation de la microscopie à balayage laser à deux photons, la microscopie laser confocale du disque tournant offre l'avantage de l'acquisition d'images à haute vitesse avec un blanchiment de photoet et photodamage. À l'aide d'un logiciel d'analyse d'images 4D, le comportement de surveillance des lymphocytes T et leurs interactions avec les cellules voisines peuvent être analysés à la suite d'une manipulation expérimentale afin de fournir un aperçu supplémentaire de l'activation et de la fonction de l'IEL au sein de la muqueuse intestinale.

Introduction

Les lymphocytes intraépithéliales (IEL) sont situés dans l'épithélium intestinal, et se trouvent à la fois le long de la membrane du sous-sol et entre les cellules épithéliales adjacentes dans l'espace intercellulaire latéral1. Il y a approximativement un IEL pour chaque 5-10 cellules épithéliales ; ces IEL servent de sentinelles pour assurer la surveillance immunitaire de la grande étendue de la barrière épithéliale intestinale2. Les IEL exprimant le récepteur des lymphocytes T (TCR) représentent jusqu'à 60 % de la population totale d'IEL dans l'intestin grêle murine. Des études menées sur des souris déficientes en lymphocytes T démontrent un rôle largement protecteur de ces cellules en réponse à des lésions intestinales, à l'inflammation et à l'infection3,4,5. Malgré la génération de lasouris Kok6 Tcrd , notre compréhension de la biologie IEL reste limitée en partie en raison du fait que les ligands reconnus par le TCR n'ont pas encore été identifiés7. En conséquence, le manque d'outils pour étudier cette population cellulaire a rendu difficile d'étudier le rôle de l'activation et de la fonction de TCR dans des conditions physiologiques et pathologiques. Pour combler cette lacune, nous avons mis au point des techniques d'imagerie en direct pour visualiser le comportement migratoire et les interactions avec les entéroocytes voisins comme un moyen de fournir un aperçu supplémentaire de la fonction ETL et de la réactivité aux stimuli externes in vivo.

Au cours de la dernière décennie, l'imagerie intravitale a considérablement élargi notre compréhension des événements moléculaires impliqués dans de multiples facettes de la biologie intestinale, y compris l'excrétion épithéliale des cellules8, régulation de la fonction de barrière épithéliale9 ,10, échantillonnage de cellules myéloïdes du contenu luminal11,12, et les interactions hôte-microbe11,13,14,15,16 . Dans le contexte de la biologie IEL, l'utilisation de la microscopie intravitale a mis en lumière la dynamique spatiotemporale de la motilité IEL et les facteurs de médiation de leur comportement de surveillance13,14,15, 16. Le développement de souris reporter TcrdH2BeGFP (TcrdEGFP), qui étiquettes IELs par l'expression gFP nucléaire17, a révélé que les IEL sont très motiles dans l'épithélium et présentent un comportement de surveillance unique qui est sensible aux microbiens infection17,13,14. Récemment, une autre souris de journaliste de cellule T a été développée (Tcrd-GDL) qui exprime GFP dans le cytoplasme pour permettre la visualisation de la cellule entière18. Une méthodologie similaire a été utilisée pour étudier l'exigence de récepteurs spécifiques de chimiokine, tels que les récepteurs couplés aux protéines G (GPCR)-18 et -55, sur la dynamique de la motilité IEL19,20. En l'absence d'un journaliste spécifique à une cellule, des anticorps conjugués fluorescents contre cD8 ont été utilisés pour visualiser et suivre la motilité IEL in vivo19,20. Bien que la microscopie à balayage laser à deux photons soit couramment utilisée pour l'imagerie intravitale, l'utilisation de la microscopie laser confocale de disque tournant offre des avantages uniques pour capturer des images multicanaux à haute vitesse et à haute résolution avec un bruit de fond minimal. Cette technologie est idéale pour élucider la dynamique spatiotemporelle des interactions immunitaires/épithéliales dans le microenvironnement complexe de la muqueuse intestinale. En outre, grâce à l'utilisation de divers modèles transgéniques et/ou de souris knock-out, ces études peuvent fournir un aperçu de la régulation moléculaire de la fonction immunitaire intestinale et/ou épithéliale.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Toutes les études ont été menées dans une association de l'évaluation et de l'accréditation des soins aux animaux de laboratoire (AALAC) accrédité s'installation selon les protocoles approuvés par Rutgers New Jersey Medical School Comparative Medicine Resources.

1. Préparation de la souris

REMARQUE: La procédure suivante, y compris la préparation des animaux et la chirurgie, prendra 30 à 40 min. Avant la chirurgie, allumer le microscope et réchauffer l'incubateur fermé sur le microscope à 37 oC.

  1. Effectuer des expériences sur des souris TcrdEGFP de 8 à 10 semaines sur un fond C57BL/6, obtenues auprès de Bernard Malissen (INSERM, Paris, France). Selon la procédure approuvée par l'IACUC, anesthésier la souris par injection de kétamine (120 mg/kg) et de xylazine (10 mg/kg) en fonction du poids de l'animal. Évaluer le niveau d'anesthésie par le taux de respiration (55-65 respirations par minute)21, pincement d'orteil et réflexe palpebral.
  2. Une fois l'anesthésie chirurgicale de plan est atteinte, fixer les pattes postérieures de la souris utilisant le ruban adhésif à un coussin chauffant pour maintenir la température de corps, qui peut être surveillée par le thermomètre rectal. S'il y a des signes que l'anesthésie s'estompe (p. ex., augmentation du taux de respiration, clignotement et/ou réponse de contraction des muscles oculaires au réflexe palpébral), réadministrer 50 l de kétamine/xylazine à la fois jusqu'à ce que la souris soit entièrement sédative.
  3. Préparer le colorant nucléaire en diluant 50 ll de Hoechst 33342 (10 mg/mL) avec 315 l de 0,9 % salin; la concentration finale est de 37,5 mg/kg en fonction du poids de la souris (volume approximatif de 200 lL). Une fois que la souris est anesthésié, injectez lentement le Hoechst à l'aide d'une seringue de tubercumine à travers le sinus veineux rétro-orbital.
    REMARQUE: Attendez 1/2 min avant de passer à l'étape suivante pour permettre à la souris de s'acclimater au changement de volume circulant après l'injection rétro-orbitale.
  4. Placez une petite quantité de lubrifiant sur les yeux pour les empêcher de se dessécher.

2. Chirurgie de la souris: Laparotomie pour exposer muqueuse intestinale

  1. Faire une incision verticale de 2 cm à travers la peau et le péritoine le long de la ligne médiane du bas-ventre pour externaliser la région de l'intestin à être photographié.
  2. À l'aide de forceps inclinés, retirez soigneusement le cecum de la cavité péritonéale et identifiez la zone de l'intestin grêle à imager. Veillez à ne pas déchirer les vaisseaux sanguins mésentériques au cours de ce processus. Pour minimiser les dommages ou les saignements potentiels, évitez de saisir ou de pincer l'intestin avec les forceps.
  3. Localiser une région appropriée de l'intestin grêle (2 à 3 cm) pour l'imagerie qui contient un contenu fécal minimal. Retournez soigneusement le cecum et le reste de l'intestin grêle dans la cavité péritonéale, tout en laissant le segment d'intérêt externalisé.
    REMARQUE: Évitez de perforer le cecum ou de perturber la vascularisation mésentérique pendant cette étape.
  4. Placez deux paires de forceps de chaque côté de la mésenterie sous-jacente entre les vaisseaux sanguins, et frottez doucement les extrémités des forceps ensemble pour créer un trou dans la membrane (Figure 1)22. Cela permettra à l'aiguille de passer à travers la mésenterie lors de la fermeture de la cavité péritonéale sous l'intestin.
  5. Fermer l'incision tout en gardant la boucle de l'intestin externalisé. À l'aide de forceps inclinés et d'une aiguille à pointe s'effilochée fixée à une suture de 5 cm, pénétrer un côté du péritoine, passer par le trou fait dans l'étape précédente, et jusqu'à l'autre côté de la doublure péritonéale. Placez une suture en haut, et une autre près du fond de l'incision.
    REMARQUE: Évitez d'endommager la vascularisation pendant cette étape.
  6. Répétez ce processus pour fermer la peau sous la boucle intestinale, en plaçant une suture au milieu de l'incision, entre les sutures précédentes dans le péritoine sous-jacent.
    REMARQUE: Il est important de ne faire qu'extérioriser la zone qui doit être représentée; ceci réduira le mouvement d'extra-industrie pendant l'imagerie. Assurez-vous d'éviter de lier les artères mésentériques.
  7. Utilisez une électrocautérisation pour faire une ligne de perforation le long de la frontière anti-mésentérique. Immédiatement après la cautérisation, appliquez quelques gouttes d'eau à la surface de l'intestin pour éviter d'autres lésions tissulaires causées par la chaleur. Blot avec un Kimwipe pour enlever l'eau résiduelle.
  8. Couper une petite éliture horizontale au bord distal du tissu cautérisé à l'aide de ciseaux Vannas et procéder à la coupe le long de la ligne cautérisée vers l'extrémité proximale du segment des tissus externalisés (environ 1,5 cm de longueur) pour exposer le muquale surface.
    REMARQUE: Si nécessaire, utilisez des forceps pour enlever délicatement tout excès de matières fécales restant sur la surface muqueuse exposée.
  9. Couvrez l'abdomen de la souris d'un Kimwipe humide pour éviter que le tissu ne se déshydrate. Transportez la souris au microscope dans un récipient couvert.

3. Acquisition d'image par Spinning Disk Confocal Microscopy

  1. Pipette 150 l de 1 M AlexaFluor 633 en HBSS sur le fond en verre glissé du fond d'un plat de 35 mm. Placez la souris de sorte que la surface muqueuse ouverte entre directement en contact avec le bordereau.
  2. Inclinez la tête du microscope vers l'arrière et placez la souris sur le plat couvert sur la scène d'imagerie dans un incubateur pré-chauffé. Sinon, couvrez la souris d'une couverture chauffante pour maintenir la température corporelle.
  3. Lancer un logiciel d'imagerie. L'intensité d'excitation et le temps d'exposition de chaque laser ne doivent pas dépasser 10 à 15 mW ou 120 à 150 m, respectivement, afin d'éviter le photoblanchiment et de minimiser l'intervalle entre les points de temps. Ajustez la moyenne du cadre à « 2 » et activez la fonction de gain EM pour réduire le bruit de fond. Sélectionnez l'étalonnage objectif 63x pour assurer la mesure correcte de la taille des pixels.
    REMARQUE: Les paramètres détaillés ci-dessus sont destinés à fournir une référence initiale, mais varient en fonction des configurations de microscope individuels.
  4. À l'aide du laser 405 nm et de l'objectif d'air 20x, visualisez les noyaux pour localiser un champ de villosités qui n'ont pas de mouvement notable ou de dérive par les yeux. Évitez les zones de mouvement artifactual due à la respiration, péristaltisme ou le rythme cardiaque.
  5. À l'aide de l'analyse XY, enregistrez la coordonnées XY du champ d'intérêt et passez à l'objectif d'immersion de glycérol 63X.
  6. Confirmez que les villosités dans le champ sélectionné sont stables en acquérant une image en direct sur le canal de 405 nm jusqu'à 1 min.
  7. Tout en acquérant une image en direct sur le canal 405 nm, ajuster la mise au point pour trouver le plan orthogonal juste en dessous de la pointe villous. Acquérir des z-piles à partir de l'épithélium pointe villous bas de la villus jusqu'à ce qu'il soit difficile de résoudre les noyaux, environ 15-20 'm, en utilisant une étape de 1,5 m.
    REMARQUE: Lors de l'imagerie avec trois canaux (405, 488, 640 nm) en utilisant les temps d'exposition décrits ci-dessus, il est possible d'acquérir les trois canaux séquentiellement à environ 20 s intervalles.
  8. Ouvrez le logiciel en mode d'analyse, 3 à 5 min après le début de l'acquisition, afin de confirmer la stabilité de l'image et la motilité IEL. Continuer à acquérir des images pour 30 à 60 min pour chaque champ de villosité. Enregistrez 2 à 3 champs pour chaque souris. Pendant l'imagerie, surveillez la souris toutes les 5 min.
    REMARQUE: Si l'anesthésie commence à s'estomper, utilisez des forceps pour frotter doucement le cou de la souris afin d'administrer 50 ll de kétamine/xylazine à la fois. Continuer à surveiller les niveaux d'anesthésie et réadministrer si nécessaire.
  9. Il n'est pas conseillé d'imager une seule souris pendant plus de 4 h. Une fois l'acquisition d'image est complète, sacrifiez les souris par dislocation cervicale suivie du pneumothorax bilatéral.

4. Analyse 4D des images

  1. Importez directement des fichiers d'imagerie vers un logiciel de rendu 4D.
  2. Créez des surfaces individuelles pour les IEL et le lumen, puis suivez les surfaces au fil du temps en utilisant les paramètres décrits dans le tableau 1 comme référence initiale. Pour les IEL, activez le toucher fractionné d'objets à l'aide du diamètre du point de semence indiqué.
  3. Utilisez l'algorithme de suivi autorégressif pour déterminer la motilité IEL. Bien que l'algorithme de suivi soit relativement précis, il est impératif d'inspecter visuellement les pistes pour chaque IEL individuel. Si une piste est incorrecte, corrigez-la en utilisant les fonctions Déconnecter et connecter sous l'onglet Edit Tracks.
  4. Pour déterminer la distance entre chaque IEL et le lumen, sélectionnez la Surface lumen et effectuez la fonction de transformation de distance dans le menu Outil. Lorsque vous êtes invité, sélectionnez Surface extérieure. Une fois calculée, la transformation de distance s'affiche comme le 4ème canal.
  5. Filtrer la min d'intensité du 4ème canal pour sélectionner les IEL qui se trouvent dans l'espace intercellulaire latéral (LIS). Cette valeur doit être proche de 15 m, en fonction de la hauteur d'une cellule épithéliale colonneaire. Le pourcentage total d'EIL dans cette plage est signalé comme la fréquence des IEL dans le LIS.
  6. Pour une analyse plus approfondie, les données statistiques d'exportation, y compris : la vitesse de la voie IEL, le déplacement de la voie, la rectitude de la voie et la longueur de la voie. Vous pouvez également analyser les données à l'aide du module Vantage. Selon l'expérience, obtenir des mesures supplémentaires à partir des données acquises, y compris le temps d'habiter dans les interactions LIS ou IEL/épithélial.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

À l'aide de l'imagerie intravitale des souris reporter TcrdEGFP, nous avons déjà montré que les IEL présentent un comportement de surveillance dynamique, dans lequel ils patrouillent l'épithélium en migrant le long de la membrane du sous-sol et dans l'espace intercellulaire latéral (LIS) à stable état (Figure 2, Film 1).

Cette approche peut également être utilisée pour évaluer comment l'inhibition de voies de signalisation cellulaire sédentaires s...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Le développement de techniques de microscopie intravitale a fourni une occasion sans précédent d'observer la réorganisation des structures subcellulaires8,9,22, interactions cellule-cellule12, 25 et le comportement migratoire cellulaire13,14,15,16

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Remerciements

Ce travail est soutenu par NIH R21 AI143892, New Jersey Health Foundation Grant, Busch Biomedical Grant (KLE). Nous remercions Madeleine Hu pour son aide dans l'édition du manuscrit et la fourniture des données présentées dans les résultats représentatifs.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Antenne de 35 mm, n° 1.5 CoverslipMatTekP35G-1.5-14-C
Alexa Fluor 633 HydrazideInvitrogenA30634
BD PrecisionGlide Aiguilles hypodermiques - 27 GThermo Fisher Scientific14-826-48
BD Slip Tip Seringue stérile - 1 mLThermo Fisher Scientific14-823-434
BD Seringue à tuberculineThermo Fisher Scientific14-829-9
Ciseaux de dissectionThermo Fisher Scientific08-940
ÉlectrocautérisationThermo Fisher Scientific50822501
Chambre d’incubation ferméeOKOLAB
Aiguilles à œil de microscope, taille #3 ; 1/2 cercle, pointe conique, 12 mm Longueur de cordeRobozRS-7983-3
Hank’s Solution saline équilibréeSigma-Aldrich55037C
Hoechst 33342InvitrogenH3570
Imaris (v. 9.2.1) avec modules Start, Track, XTBitplaneSoftware
Inversé DMi8LeicaMicroscope
IQ3 (v. 3.6.3)AndorSoftware
KetaminePutneyAnesthésie
KimwipesVWR21905-026
McPherson-Vannas ciseaux 3" (7,5 cm) Long 5 x 0,15 mm droit SharpRobozRS-5600
Suture chirurgicale non résorbable, bobine de soie, tressé noirFisher ScientificNC0798934
Nugent Forceps 4,25" (11 cm) Pointe longue et lisse de 1,2 mmRobozRS-5228
Puralube Vet OintementDechraLubrificateur pour les yeux
Disque rotatif Yokogawa CSU-W1 avec un objectif d’immersion glycérol 63x 1,3 N.A. HC PLAN APO, caméra iXon Life 888 EMCCD, laser à diode 405 nm, laser DPSS 488 nm, laser à diode 640 nmAndorSystème confocal
XylazineAkornAnesthésie

Références

  1. Cheroutre, H., Lambolez, F., Mucida, D. The light and dark sides of intestinal intraepithelial lymphocytes. Nature Reviews Immunology. 11 (7), 445-456 (2011).
  2. Hu, M. D., Edelblum, K. L. Sentinels at the frontline: the role of intraepithelial lymphocytes in inflammatory bowel disease. Current Pharmacology Reports. 3 (6), 321-334 (2017).
  3. Chen, Y., Chou, K., Fuchs, E., Havran, W. L., Boismenu, R. Protection of the intestinal mucosa by intraepithelial gamma delta T cells. Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 99 (22), 14338-14343 (2002).
  4. Swamy, M., et al. Intestinal intraepithelial lymphocyte activation promotes innate antiviral resistance. Nature Communications. 6, 7090(2015).
  5. Dalton, J. E., et al. Intraepithelial gammadelta+ lymphocytes maintain the integrity of intestinal epithelial tight junctions in response to infection. Gastroenterology. 131 (3), 818-829 (2006).
  6. Mombaerts, P., et al. Spontaneous development of inflammatory bowel disease in T cell receptor mutant mice. Cell. 75 (2), 274-282 (1993).
  7. Willcox, B. E., Willcox, C. R. gammadelta TCR ligands: the quest to solve a 500-million-year-old mystery. Nature Immunology. 20 (2), 121-128 (2019).
  8. Marchiando, A. M., et al. The epithelial barrier is maintained by in vivo tight junction expansion during pathologic intestinal epithelial shedding. Gastroenterology. 140 (4), e1201-e1202 (2011).
  9. Marchiando, A. M., et al. Caveolin-1-dependent occludin endocytosis is required for TNF-induced tight junction regulation in vivo. Journal of Cell Biology. 189 (1), 111-126 (2010).
  10. Yu, D., et al. MLCK-dependent exchange and actin binding region-dependent anchoring of ZO-1 regulate tight junction barrier function. Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 107 (18), 8237-8241 (2010).
  11. Chieppa, M., Rescigno, M., Huang, A. Y., Germain, R. N. Dynamic imaging of dendritic cell extension into the small bowel lumen in response to epithelial cell TLR engagement. Journal of Experimental Medicine. 203 (13), 2841-2852 (2006).
  12. McDole, J. R., et al. Goblet cells deliver luminal antigen to CD103+ dendritic cells in the small intestine. Nature. 483 (7389), 345-349 (2012).
  13. Edelblum, K. L., et al. Dynamic migration of gammadelta intraepithelial lymphocytes requires occludin. Proceedings of the National Academy of Sciences U S A. 109 (18), 7097-7102 (2012).
  14. Edelblum, K. L., et al. gammadelta Intraepithelial Lymphocyte Migration Limits Transepithelial Pathogen Invasion and Systemic Disease in Mice. Gastroenterology. 148 (7), 1417-1426 (2015).
  15. Hu, M. D., et al. Epithelial IL-15 Is a Critical Regulator of gammadelta Intraepithelial Lymphocyte Motility within the Intestinal Mucosa. Journal of Immunology. 201 (2), 747-756 (2018).
  16. Hoytema van Konijnenburg, D. P., et al. Intestinal Epithelial and Intraepithelial T Cell Crosstalk Mediates a Dynamic Response to Infection. Cell. 171 (4), 783-794 (2017).
  17. Prinz, I., et al. Visualization of the earliest steps of gammadelta T cell development in the adult thymus. Nature Immunology. 7 (9), 995-1003 (2006).
  18. Sandrock, I., et al. Genetic models reveal origin, persistence and non-redundant functions of IL-17-producing gammadelta T cells. Journal of Experimental Medicine. 215 (12), 3006-3018 (2018).
  19. Wang, X., Sumida, H., Cyster, J. G. GPR18 is required for a normal CD8alphaalpha intestinal intraepithelial lymphocyte compartment. Journal of Experimental Medicine. 211 (12), 2351-2359 (2014).
  20. Sumida, H., et al. GPR55 regulates intraepithelial lymphocyte migration dynamics and susceptibility to intestinal damage. Sci Immunol. 2 (18), (2017).
  21. Ewald, A. J., Werb, Z., Egeblad, M. Monitoring of vital signs for long-term survival of mice under anesthesia. Cold Spring Harbor Protocols. 2 (2), (2011).
  22. Watson, A. J., et al. Epithelial barrier function in vivo is sustained despite gaps in epithelial layers. Gastroenterology. 129 (3), 902-912 (2005).
  23. Lodolce, J. P., et al. IL-15 receptor maintains lymphoid homeostasis by supporting lymphocyte homing and proliferation. Immunity. 9 (5), 669-676 (1998).
  24. Ma, L. J., Acero, L. F., Zal, T., Schluns, K. S. Trans-presentation of IL-15 by intestinal epithelial cells drives development of CD8alphaalpha IELs. Journal of Immunology. 183 (2), 1044-1054 (2009).
  25. Knoop, K. A., et al. Antibiotics promote the sampling of luminal antigens and bacteria via colonic goblet cell associated antigen passages. Gut Microbes. 8 (4), 400-411 (2017).
  26. Sujino, T., et al. Tissue adaptation of regulatory and intraepithelial CD4(+) T cells controls gut inflammation. Science. 352 (6293), 1581-1586 (2016).
  27. Zhang, B., et al. Differential Requirements of TCR Signaling in Homeostatic Maintenance and Function of Dendritic Epidermal T Cells. Journal of Immunology. 195 (9), 4282-4291 (2015).
  28. Chennupati, V., et al. Intra- and intercompartmental movement of gammadelta T cells: intestinal intraepithelial and peripheral gammadelta T cells represent exclusive nonoverlapping populations with distinct migration characteristics. Journal of Immunology. 185 (9), 5160-5168 (2010).
  29. Kolesnikov, M., Farache, J., Shakhar, G. Intravital two-photon imaging of the gastrointestinal tract. Journal of Immunological Methods. 421, 73-80 (2015).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Mots-clés

IEL gamma deltaConfocal disque rotatifSuivi cellulaireMicroscopie de fluorescenceLymphocyte T gamma deltaImmunit muqueuseImagerie de cellules vivantes
Imagerie intravitale des lymphocytes intraépithéliales dans l'intestin grêle de Murine
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d'utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.