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Article de méthode

Microscopie de fluorescence à cellules vivantes pour étudier la localisation des protéines subcellulaires et les changements de morphologie cellulaire chez les bactéries

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DOI :

10.3791/59905

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23 novembre 2019

 ,  , 
1Department of Cell Biology, Microbiology and Molecular Biology, University of South Florida

Dans cet article

Résumé

Cet article fournit un guide étape par étape pour étudier la dynamique de localisation sous-cellulaire des protéines et pour surveiller les changements morphologiques à l'aide de la microscopie à haute résolution de fluorescence dans Bacillus subtilis et Staphylococcus aureus.

Résumé

Les études des facteurs influençant la division cellulaire et la forme cellulaire chez les bactéries sont couramment effectuées en conjonction avec la microscopie à haute résolution de fluorescence, car les observations faites au niveau de la population peuvent ne pas vraiment refléter ce qui se produit à un seul niveau cellulaire. La microscopie en accéléré en cellule vive permet aux chercheurs de surveiller les changements dans la division cellulaire ou la morphologie cellulaire qui fournissent des informations précieuses sur la localisation subcellulaire des protéines et le moment de l'expression des gènes, comme il arrive, pour potentiellement aider à répondre à d'importantes questions biologiques. Ici, nous décrivons notre protocole pour surveiller les changements phénotypiques dans Bacillus subtilis et Staphylococcus aureus utilisant un microscope de deconvolution à haute résolution. L'objectif de ce rapport est de fournir un protocole simple et clair qui peut être adopté par d'autres chercheurs intéressés à mener des expériences de microscopie à fluorescence pour étudier différents processus biologiques chez les bactéries ainsi que d'autres organismes.

Introduction

Le domaine de la biologie cellulaire bactérienne a été considérablement amélioré par les progrès récents dans les techniques de microscopie1,2. Entre autres instruments, les microscopes capables de mener des expériences de microscopie à fluorescence en timelapse demeurent un outil précieux. Les chercheurs peuvent surveiller divers événements physiologiques en temps réel à l'aide de protéines fluorescentes telles que les fusions transcriptionnelle et translationnelle de la protéine fluorescente verte (GFP), les acides fluorescents D-amino (FDAA)3, ou utiliser d'autres taches pour étiqueter la paroi cellulaire, la membrane et l'ADN. Il n'est donc pas surprenant que la microscopie par fluorescence demeure populaire chez les biologistes des cellules microbiennes. En plus de simplement montrer les phénotypes finaux, fournir des informations sur la façon dont les phénotypes observés surgissent à l'aide de la microscopie timelapse pourrait ajouter une valeur significative aux résultats et potentiellement offrir des indices quant à ce que les processus cellulaires sont ciblés par les candidats médicaments potentiels4.

Les protocoles d'imagerie à haute résolution à l'aide d'un microscope à fluorescence entièrement motorisé, inversé et à large champ (voir le Tableau des matériaux)sont fournis dans cet article. Ces protocoles pourraient être adaptés aux besoins d'autres microscopes à fluorescence capables de procéder à une microscopie en timelapse. Bien que le logiciel discuté ici corresponde au logiciel fourni par le fabricant spécifique comme indiqué dans le tableau des matériaux, logiciel couramment fourni par d'autres fabricants de microscope ou le libre disponible ImageJ5, ont des outils équivalents pour analyser les données de microscopie. Pour les conditions où le timelapse n'est pas propice, des expériences de cours dans le temps pourraient être menées comme décrit dans cet article. Les protocoles décrits ici fournissent un guide détaillé pour étudier les changements phénotypiques chez deux espèces bactériennes différentes : B. subtilis et S. aureus. Voir tableau 1 pour les souches utilisées.

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Protocole

1. Conditions générales de croissance

  1. Inoculer 2 ml de milieu de croissance approprié complété par des antibiotiques (si nécessaire) avec une seule colonie de la souche à imager. Incuber ces cultures de semences pendant la nuit à 22 oC dans un incubateur secouant.
    REMARQUE : Les conditions de croissance bactérienne spécifiques utilisées dans cet article sont fournies sous la section des résultats représentatifs.
  2. Diluer les cultures de nuit 1:20 dans les médias frais dans un flacon de 125 ml, compléter avec des antibiotiques (si nécessaire).
  3. Cultiver la culture (s) à 37 oC dans un incubateur secouant jusqu'à la phase mi-logarithmique (OD600 à 0,5).
    REMARQUE : L'inducteur ou l'inhibiteur pourrait être ajouté directement à la culture de croissance (s) à la phase de croissance appropriée.
  4. Cellules de récolte aux conditions de culture souhaitées pour la préparation de l'échantillon de microscopie comme décrit dans la section suivante.

2. Préparation de l'échantillon

  1. Préparer 1% agarose en combinant 0,25 g de qualité de biologie moléculaire, faible EEO, agarose avec soit 25 ml de milieu de croissance complété avec des antibiotiques appropriés (si nécessaire) pour la microscopie timelapse ou de l'eau stérile. Chauffer le mélange à l'aide d'un four à micro-ondes pendant environ 30 s et le verser dans un plat stérile de 100 mm x 15 mm Petri et le laisser solidifier.
  2. Prenez un aliquot de 5 à 50 L de la culture cellulaire en fonction des besoins et tachent les cellules. Cellules de tache avec les colorants appropriés à ce stade (p. ex., ajouter le colorant fluorescent FM4-64 (tache de membrane) pour une expérience (figure 1)).
    1. Pipette a 5 l'aliquot de l'échantillon de culture ou de l'échantillon taché pour être photographié sur le fond d'un plat de culture de fond de verre de 35 mm (avec un diamètre microwell de 14 mm et un bordereau non couché no 1.5; voir le tableau des matériaux).
      CAUTION: Ne pas utiliser poly-L-lysine enduits de couvertures en particulier pour la microscopie timelapse car ils pourraient induire différents modèles de croissance (nous avons observé cela avec la poly-D-lysine ainsi; données non montrées) et / ou affecter la dynamique des protéines6.
    2. Pour réduire au minimum l'utilisation des colorants, tachez la suspension cellulaire de 3 à 4 l (récoltée à600 OD et 0,5; environ 2,7 x 107 et 3,4 x 107 pour B. subtilis et S. aureus respectivement par culture de 1 ml) directement sur le plat en verre.
    3. Placer une dalle d'agarose prédécoupée (11 mm de diamètre ou de n'importe quelle taille désirée pour chevaucher la zone de la glissière; couper à l'extrémité ouverte d'un tube stérile ou d'une lame de rasoir) sur le dessus de l'échantillon et taper doucement pour s'assurer que la dalle d'agarose est couchée à plat contre la glissière.
  3. Après l'imagerie (voir la section suivante), si le nombre de cellules dans le champ de vision n'est pas souhaitable, ajuster la densité cellulaire de l'échantillon par dilution ou concentration par centrifugation et modifier le rapport des cellules dans l'échantillon en utilisant le milieu de croissance / tampon au besoin.
    REMARQUE : Pour minimiser l'autofluorescence émanant du milieu de culture, les cellules peuvent être lavées en tampon (par exemple dans la saline tampon de 1x phosphate standard) et remises en suspension dans la quantité appropriée de tampon avant l'imagerie. Il est possible que dans cette étape de plus petites cellules ou vésicules ne peuvent pas être conservés après centrifugation et seront donc perdus.
  4. Ajouter de l'eau à l'aide d'une pipette (5 gouttes ll) à l'espace à l'intérieur du plat de culture (autour de la couverture) pour empêcher le tampon d'agarose de sécher, et pour aider à maintenir l'humidité au cours de l'acquisition de l'image, en particulier pour les expériences timelapse.
  5. Laissez les plats de culture acquerquer à la température à l'intérieur de la chambre d'incubation, un compartiment opaque intégré fourni par le fabricant, du microscope pendant 15 à 20 min.
    REMARQUE : Allumez l'élément chauffant et fixez la chambre d'incubation à une température désirée plusieurs heures avant l'imagerie. Cela permettra de s'assurer que le matériel se stabilise à la nouvelle température. Pour l'imagerie en timelapse prolongée, placez un bécher ou un flacon avec de l'eau à l'intérieur de la chambre de microscope, loin de la zone de travail, pour maintenir l'humidité.

3. Imagerie

  1. Le jour de l'expérience, allumez le système de microscope. Démarrez le logiciel d'imagerie (voir Tableau des matériaux) en cliquant sur l'icône appropriée sur le bureau. Initialisez le microscope en cliquant sur l'option Microscope Initialize (bouton représenté avec un microscope dessus) sur la boîte de dialogue de démarrage du logiciel. Assurez-vous que l'objectif est entièrement abaissé à l'aide du microscope ajustement grossier avant l'initialisation.
    REMARQUE : Après l'initialisation, trois boîtes de dialogue supplémentaires devraient apparaître en plus du menu de démarrage : resolve3D, collecte de données et moniteur de filtre.
  2. Placez une baisse de 1.517 (indice réfractif) d'huile sur l'objectif d'immersion d'huile 100x fourni par le fabricant (Ouverture numérique 1,4, Distance de travail 0,12 mm; voir Tableau des matériaux).
    REMARQUE : Il est important de choisir l'huile d'immersion appropriée pour la température à laquelle l'imagerie est effectuée.
  3. Chargez le plat en verre contenant de l'échantillon dans le boîtier métallique (cercueil) et glissez doucement dans la pince de scène.
  4. Utilisez le bouton d'ajustement grossier pour augmenter l'objectif jusqu'à ce que l'huile entre en contact avec le fond de verre du plat. Utilisez le morceau d'oeil et le bouton d'ajustement fin pour mettre l'échantillon au point. Une fois que les cellules sont au point tourner le bouton de la pièce de l'œil en mode caméra en déplaçant l'interrupteur de sélecteur situé sur l'avant du corps du microscope vers la gauche.
  5. Commencez l'expérience à l'aide du logiciel d'imagerie. Sur la fenêtre resolve3D, sélectionnez l'icône d'expérience Design/run représentée par un flacon. Une nouvelle boîte de dialogue doit apparaître intitulée conception /expérience d'exécution.
    1. Définir le nombre de z-stacks et l'épaisseur de l'échantillon à l'aide de la conception, puis la section de l'onglet sur la conception / exécuter la boîte de dialogue expérience.
      REMARQUE : Pour les expériences dans la section des résultats représentatifs, 17 z-stacks à 200 nm d'intervalle pour les images fixes et quatre z-stacks à 200 nm d'intervalle pour la microscopie timelapse ont été utilisés.
    2. Pour mesurer l'épaisseur des cellules de l'échantillon, ajustez manuellement le plan Z progressivement en utilisant les flèches de haut en bas sur la boîte de dialogue resolve3D. Marquez l'endroit où les cellules ne sont plus pointées comme la limite supérieure et inférieure pour l'acquisition d'images. Importer ces informations avant d'exécuter l'expérience.
    3. Pour aider à minimiser la phototoxicité et le photoblanchiment pendant l'imagerie en timelapse, réduisez le nombre de piles Z et choisissez le milieu du plan des cellules pour l'acquisition d'images.
  6. Sélectionnez l'ensemble de filtre approprié pour l'expérience à l'aide de la conception, puis canalise l'onglet sur la boîte de dialogue d'expérience de conception/exécution (TRITC : EX 542/27 ; EM 597/45; FITC/GFP: EX 475/28; EM 525/48; mCherry: EX 575/25; EM 632/60; Cy5: EX 632/22; EM 676/34).
    1. En outre, sélectionnez une référence pour la collecte d'informations POL/DIC. Ajuster la transmission en pourcentage (intensité lumineuse) et la durée d'exposition pour les différents canaux sélectionnés avant l'imagerie en sélectionnant les options appropriées sur la boîte de dialogue resolve3D.
      REMARQUE : Dans un champ de vision d'essai qui n'est pas pris en compte pour le test d'expérience, ces paramètres identifient si les paramètres sélectionnés obtiennent des données significatives de fluorescence sans manquer de signal faible ou de sursaurisation. Ensuite, importer ces paramètres pour la mise en place expérimentale.
  7. Ouvrez la liste de points en sélectionnant le bouton liste de points sur la boîte de dialogue resolve3D. Une nouvelle boîte de dialogue doit apparaître intitulée liste de points. Marquez plusieurs champs de vision à utiliser dans l'expérience en trouvant des champs de vision appropriés à l'aide des contrôles d'étape au microscope et en sélectionnant l'option point de marque sur la boîte de dialogue de liste de points.
    REMARQUE : Un point de remplacement devra être sélectionné chaque fois que le microscope est recentré sur un point de la liste de points. Cela peut être fait en concentrant le microscope sur le point approprié dans la liste, puis en sélectionnant le bouton de point de remplacement. Il est important de ne pas toucher le bouton d'ajustement analogique grossier/fin lors du recentrage; utiliser uniquement le logiciel pour ajuster la mise au point.
  8. Définiz les paramètres timelapse en sélectionnant d'abord la conception, puis l'onglet timelapse sur la boîte de dialogue d'expérience de conception/exécution. Sélectionnez la case à cocher timelapse. Entrez les paramètres de timelapse appropriés en termes d'images timelapse/temps total.
  9. Définir les points à être représentés à partir de la liste de points en sélectionnant d'abord la conception, puis les points onglet sur la boîte de dialogue d'expérience de conception /exécution. Sélectionnez l'option liste de points de visite et entrez les points à imager dans la boîte de texte séparée par des virgules ou des traits d'union s'il s'agit d'une séquence complète.
  10. Avant de commencer une expérience, modifiez les noms de fichiers et les emplacements de fichiers à l'aide de l'onglet exécuter sur la boîte de dialogue de conception/exécution. L'emplacement du fichier peut être modifié en sélectionnant le bouton Paramètres, en sélectionnant le dossier de données, puis en sélectionnant le dossier approprié ou en créant un nouveau. Modifier les noms de fichiers en entrant dans le nouveau nom de fichier dans la boîte de texte de nom de fichier d'image.
  11. Commencez l'expérience en sélectionnant le bouton de lecture sur la boîte de dialogue d'expérience de début.
    REMARQUE : Pour le timelapse, vérifiez continuellement l'attention à chaque champ de vision tout au long de l'expérience en utilisant le paramètre DIC (pour éviter le photoblanchiment inutile) et recentrez et mettez à jour l'information dans la liste des points, car les cellules ont tendance à se concentrer au fil du temps.

4. Traitement d'image

  1. Ouvrez les fichiers d'images brutes (R3D) souhaités pour la génération de chiffres.
    REMARQUE : Les fichiers récemment enregistrés peuvent être localisés à l'aide du bouton de dossier de données sur la boîte de dialogue de démarrage du logiciel d'imagerie.
  2. Exécuter le programme de déconvolution, pour supprimer la lumière de fluorescence hors foyer7,8, afin de produire un fichier d'image D3D déconvolved. Sélectionnez l'onglet processus sur la boîte de dialogue de démarrage, puis sélectionnez déconvolve. Une nouvelle boîte de dialogue apparaîtra intitulée déconvolve.
    1. Définiz les paramètres de déconvolution en faisant glisser le numéro d'image approprié (situé dans le coin supérieur gauche de chaque fichier d'image) à l'entrée sur la boîte de dialogue de déconvolution. Sur la boîte de dialogue de déconvolution, sélectionnez le bouton plus d'options, et désélectionnez le rolloff de la frontière de culture après le traitement de la case à cocher (sinon les images ne peuvent pas être superposées sur le fichier DIC correspondant).
    2. Cliquez sur le bouton do it sur la boîte de dialogue deconvolution pour décongestionner le fichier d'image brute.
      REMARQUE : Les paramètres de déconvolution pourraient être ajustés comme indiqué par le manuel d'orientation du fabricant du logiciel pour les résultats souhaités.
  3. Si nécessaire, effectuez une soustraction manuelle de bruit de fond et un réglage de luminosité/contraste dans n'importe quel ou tous les canaux de longueur d'onde (couleur). Pour ce faire, en sélectionnant le bouton d'ajustement de contraste sur le fichier d'image déconvolved.
  4. Enregistrez l'image en tant que fichier TIFF en sélectionnant d'abord l'option de fichier en haut de la boîte de dialogue D3D. Sélectionnez ensuite enregistrer comme TIFF, identifier et sélectionner les z-piles appropriées (qui sont au point), sélectionnez ou déssélectionnez les ensembles de filtres souhaités.
  5. Effectuer la quantification des données à l'aide de tout logiciel fourni par le fabricant ou de programmes librement disponibles tels que ImageJ5.
    1. Pour la quantification de la taille des cellules, cliquez sur l'onglet outil sur le fichier d'image D3D approprié, puis sélectionnez l'option distances de mesure. Mesurez les distances en sélectionnant les points de départ et d'extrémité sur le fichier d'image désiré à l'aide de la souris par clics gauches.
      REMARQUE : Il est préférable de zoomer sur l'image pendant la quantification de la taille de la cellule.
    2. Pour la quantification du signal de fluorescence, utilisez l'option inspecteur de données sous l'onglet outil sur le fichier d'image D3D approprié.
      REMARQUE : Il est préférable de zoomer sur l'image et d'avoir uniquement des filtres pertinents sélectionnés lors de la réalisation de la quantification du signal de fluorescence.
    3. Pour quantifier le signal de fluorescence, dessinez une boîte avec une option colonne/ligne fixée à une dimension spécifique. Sélectionnez une zone avec signal à quantifier et enregistrez la valeur. Mesurez le signal d'arrière-plan en utilisant la même boîte de taille pour sélectionner une zone immédiatement à l'extérieur des cellules. Soustrayez la valeur de fond de la valeur enregistrée du signal de fluorescence obtenu dans la cellule.

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Résultats

Phénotypes GpsB
Précédemment nous avons montré que Sa-GpsB est une protéine essentielle comme épuisement du GpsB utilisant un ARN antisens a comme conséquence la lyse cellulaire9. Ici nous décrivons comment l'émergence de divers phénotypes de division cellulaire et des changements dans la localisation de protéine pourraient être capturés utilisant le protocole de microscopie de timelapse décrit dans cet article. À cette fin, S. aureus souches RB143 [SH1000 hébergeant p...

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Discussion

La microscopie est restée un pilier dans les études relatives aux organismes microbiens. Compte tenu de la taille des cellules à l'échelle du micron, les études sur le niveau d'une seule cellule ont traditionnellement été utilisées sur la microscopie électronique (EM). Bien que l'EM soit devenue une technique assez puissante ces dernières années, elle a ses propres limites intrinsèques en plus de l'accès limité des utilisateurs16. Les améliorations apportées aux techniques de microscopie à fluores...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Remerciements

Nous remercions les membres de notre laboratoire pour leurs commentaires sur cet article. Ces travaux ont été financés par une subvention de démarrage de l'Université de Floride du Sud (PE).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
AgaroseFisher BioReagentsBP160-100Biologie moléculaire Qualité - Low EEO
DAPIInvitrogenD3571Microscopie
FM4-64InvitrogenT3166Microscopie
Plat à fond en verreMatTekP35G-1.5-14-CMicroscopie
IPTGFisher BioReagentsBP1755-10Sans
MicroscopeGEDeltaVision EliteCustomized Olympus IX-71 Support de microscope inversé ; Tour d’éclairage personnalisée et module d’éclairage à lumière transmise. Objectifs : PLAPON 60X (N.A. 1.42, WD 0.15 mm) ; HUILE OLY 100X (N.A. 1,4, WD 0,12 mm) ; Prisme DIC Nomarski pour objectif 100X ; Appareil photo CoolSnap HQ2 ; Assemblage SSI 7 couleurs ; Chambre de contrôle de l’environnement - opaque.
PC190723MilliporeSigma3445805MGInhibiteur de FtsZ
SoftWorxGELogiciel d’imagerie fourni par le fabricant
dioxane

Références

  1. Coltharp, C., Xiao, J. Superresolution microscopy for microbiology. Cellular Microbiology. 14 (12), 1808-1818 (2012).
  2. Holden, S. Probing the mechanistic principles of bacterial cell division with super-resolution microscopy. Current Opinion in Microbiology. 43, 84-91 (2018).
  3. Hsu, Y. P., et al. Full color palette of fluorescent d-amino acids for in situ labeling of bacterial cell walls. Chemical Science. 8 (9), 6313-6321 (2017).
  4. Nonejuie, P., Burkart, M., Pogliano, K., Pogliano, J. Bacterial cytological profiling rapidly identifies the cellular pathways targeted by antibacterial molecules. Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. 110 (40), 16169-16174 (2013).
  5. Rueden, C. T., et al. ImageJ2: ImageJ for the next generation of scientific image data. BioMed Central Bioinformatics. 18 (1), 529(2017).
  6. Colville, K., Tompkins, N., Rutenberg, A. D., Jericho, M. H. Effects of poly(L-lysine) substrates on attached Escherichia coli bacteria. Langmuir. 26 (4), 2639-2644 (2010).
  7. McNally, J. G., Karpova, T., Cooper, J., Conchello, J. A. Three-dimensional imaging by deconvolution microscopy. Methods. 19 (3), 373-385 (1999).
  8. Wallace, W., Schaefer, L. H., Swedlow, J. R. A workingperson's guide to deconvolution in light microscopy. Biotechniques. 31 (5), 1076-1082 (2001).
  9. Eswara, P. J., et al. An essential Staphylococcus aureus cell division protein directly regulates FtsZ dynamics. Elife. 7, (2018).
  10. Haeusser, D. P., Margolin, W. Splitsville: structural and functional insights into the dynamic bacterial Z ring. Nature Reviews Microbiology. 14 (5), 305-319 (2016).
  11. Du, S., Lutkenhaus, J. At the Heart of Bacterial Cytokinesis: The Z Ring. Trends in microbiology. , (2019).
  12. Haranahalli, K., Tong, S., Ojima, I. Recent advances in the discovery and development of antibacterial agents targeting the cell-division protein FtsZ. Bioorganic and Medicinal Chemistry. 24 (24), 6354-6369 (2016).
  13. Brzozowski, R. S., et al. Deciphering the Role of a SLOG Superfamily Protein YpsA in Gram-Positive Bacteria. Frontiers in Microbiology. 10, 623(2019).
  14. Elsen, N. L., et al. Mechanism of action of the cell-division inhibitor PC190723: modulation of FtsZ assembly cooperativity. Journal of the American Chemical Society. 134 (30), 12342-12345 (2012).
  15. Haydon, D. J., et al. An inhibitor of FtsZ with potent and selective anti-staphylococcal activity. Science. 321 (5896), 1673-1675 (2008).
  16. Pilhofer, M., Ladinsky, M. S., McDowall, A. W., Jensen, G. J. Bacterial TEM: new insights from cryo-microscopy. Methods in Cell Biology. 96, 21-45 (2010).
  17. Ni, Q., Mehta, S., Zhang, J. Live-cell imaging of cell signaling using genetically encoded fluorescent reporters. Federation of European Biochemical Societies Journal. 285 (2), 203-219 (2018).
  18. Weiss, C. A., Hoberg, J. A., Liu, K., Tu, B. P., Winkler, W. C. Single-Cell Microscopy Reveals That Levels of Cyclic di-GMP Vary among Bacillus subtilis Subpopulations. Journal of Bacteriology. 201 (16), (2019).
  19. Schneider, J. P., Basler, M. Shedding light on biology of bacterial cells. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 371 (1707), (2016).
  20. Yao, Z., Carballido-Lopez, R. Fluorescence imaging for bacterial cell biology: from localization to dynamics, from ensembles to single molecules. Annual review of microbiology. 68, 459-476 (2014).
  21. Ettinger, A., Wittmann, T. Fluorescence live cell imaging. Methods in Cell Biology. 123, 77-94 (2014).
  22. Fredborg, M., et al. Automated image analysis for quantification of filamentous bacteria. BioMed Central Microbiology. 15, 255(2015).
  23. Ursell, T., et al. precise quantification of bacterial cellular dimensions across a genomic-scale knockout library. BioMed Central Biology. 15 (1), 17(2017).

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