Article de méthode

Évaluation hémodynamique invasive pour le système ventriculaire droit et l'hypertension artérielle pulmonaire induite par l'hypoxie chez les souris

8.8K vues

⸱

DOI :

10.3791/60090

⸱

24 octobre 2019

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Beijing Key Laboratory of Pre-clinical Research and Evaluation for Cardiovascular Implant Materials, State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Centre for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College, 2Laboratory Animal Center, Peking University, 3Center of Cardiac Surgery for Adults, State Key Laboratory of Cardiovascular Disease, Fuwai Hospital, National Centre for Cardiovascular Diseases, Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College

Dans cet article

Résumé

Ici, nous présentons un protocole pour effectuer une évaluation hémodynamique invasive du ventricule droit et de l'artère pulmonaire chez les souris utilisant une approche de chirurgie à coffre ouvert.

Résumé

L'hypertension artérielle pulmonaire (HAP) est un trouble cardio-pulmonaire chronique et grave. Les souris sont un modèle animal populaire utilisé pour imiter cette maladie. Cependant, l'évaluation de la pression ventriculaire droite (RVP) et de la pression d'artère pulmonaire (PAP) demeure techniquement provocante chez les souris. RVP et PAP sont plus difficiles à mesurer que la pression ventriculaire gauche en raison des différences anatomiques entre les systèmes cardiaques gauche et droit. Dans cet article, nous décrivons une méthode de mesure hémodynamique de coeur droit stable et sa validation utilisant des souris saines et de PAH. Cette méthode est basée sur la chirurgie à poitrine ouverte et le soutien de la ventilation mécanique. Il s'agit d'une procédure compliquée par rapport aux procédures thoraciques fermées. Tandis qu'un chirurgien bien formé est exigé pour cette chirurgie, l'avantage de cette procédure est qu'elle peut produire des paramètres de RVP et de PAP en même temps, ainsi c'est une procédure préférable pour l'évaluation des modèles de PAH.

Introduction

L'hypertension artérielle pulmonaire (HAP) est un trouble cardio-pulmonaire chronique et grave avec élévation de la pression artérielle pulmonaire (PAP) et de la pression ventriculaire droite (RVP) qui est causée par la prolifération cellulaire et la fibrose des petites artères pulmonaires 1. Les cathéters pulmonaires d'artère, également appelés cathéters de cygne-Ganz2,sont couramment employés dans la surveillance clinique de RVP et de PAP. En outre, un système de surveillance sans fil PAP a été utilisé cliniquement3,4,5. Pour imiter la maladie pour l'étude chez la souris, un environnement hypoxique est employé pour simuler des manifestations cliniques humaines de PAH6. Dans l'évaluation du PAP chez les animaux, les grands animaux sont relativement faciles à surveiller à travers les cathéters d'artère pulmonaire utilisant la même technique que pour les sujets humains, mais les petits animaux tels que les rats et les souris sont difficiles à évaluer en raison de leur petite taille du corps. La mesure hémodynamique du système ventriculaire droit chez la souris est possible avec un cathéter de taille ultrasmall 1 Fr7. Une méthode pour mesurer RVP et PAP chez les souris a été rapportée dans la littérature8,9, mais la méthodologie manque d'une description détaillée. RVP et PAP sont plus difficiles à mesurer que la pression ventriculaire gauche en raison des différences anatomiques entre les systèmes cardiaques gauche et droit.

Pour obtenir les paramètres PAP et RVP dans la même souris, nous décrivons une approche basée sur la chirurgie de la poitrine ouverte pour les mesures hémodynamiques du cœur droit, sa validation avec des souris saines et HAP, et comment éviter de générer des données artificielles pendant la poitrine ouverte compliquée chirurgie. Bien que cette technique soit mieux réalisée par un chirurgien bien formé, elle a l'avantage d'être en mesure d'évaluer PAP et RVP dans la même souris.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Le protocole animal a été examiné et approuvé par le Comité institutionnel de soins et d'utilisation des animaux de l'hôpital Fuwai, de l'Académie chinoise des sciences médicales, du Peking Union Medical College (NO.0000287). Les animaux expérimentaux ont été logés et nourris selon les lignes directrices du bien-être animal en Chine.

REMARQUE : Des souris mâles de C57BL de huit à 12 semaines ont été logées dans un environnement avec un cycle de lumière foncé/12 h de 12 h. Les souris de PAH ont été logées pendant 4 semaines sous une concentration d'oxygène de 10%, maintenuepare par une chambre d'hypoxie oxygène-commandée pour induire l'hypertension pulmonaire, et les souris de contrôle ont été logées dans l'air de pièce (21% oxygène) dans des conditions identiques. Des mesures de RVP et de PAP ont été exécutées à la fin des 4 semaines du défi d'hypoxie.

1. Préparation préopératoire

  1. Faire tremper le cathéter transducteur de pression (taille: 1 Fr) dans 0,9% salin à température ambiante pendant au moins 30 minutes avant l'expérience hémodynamique.
  2. Filtrer la solution 2,2,2-Tribromoethanol avec un filtre de 0,22 m et le conserver dans un réfrigérateur à 4 degrés.
  3. Préparer des outils et des fournitures de chirurgie nettoyés tels que des gants pour la chirurgie.
  4. Préparer 10 ml de solution d'enzymes digestives de 1,0 % pour le nettoyage du cathéter.
  5. Connectez le cathéter transducteur de pression à un système de volume de pression.
  6. Calibrer le transducteur de pression avant d'obtenir des mesures de pression pour chaque souris.
    1. Tournez le bouton d'étalonnage à 0 mmHg et 25 mmHg pour envoyer un signal de pression de vérification au logiciel d'acquisition de données et configurer le réglage d'étalonnage dans le logiciel.
    2. Tournez le bouton vers Transducer et réglez le bouton Balance à zéro ligne de base.
  7. Mettre en place un stéréomicroscope standard et une table chirurgicale à température contrôlée pour le maintien de la température corporelle pendant la chirurgie.
  8. Mettre en place un système d'éclairage lumineux pour la microchirurgie pour fournir suffisamment de lumière sur la zone chirurgicale.

2. Chirurgie à poitrine ouverte et mesure hémodynamique

  1. Anesthésiez les souris avec 250 mg/kg de 2,2,2-Tribromoéthanol par injection intrapéritonéale (i.p.). Si nécessaire, répéter des doses supplémentaires à 1/3 à 1/2 de la dose originale au cours de la procédure.
  2. Enlever la fourrure de poitrine et de cou à l'aide d'un sehaver et d'une lotion d'épilation(figure 1A, 2A).
  3. Fixez chaque souris en position de supine sur une table chirurgicale de petit animal à température contrôlée pour aider à maintenir la température corporelle (37 oC) pendant la chirurgie.
  4. Nettoyer le site chirurgical avec 70% d'éthanal.
  5. Une fois l'anesthésie en vigueur, confirmer une induction adéquate de l'anesthésie à l'aide d'une pincée d'orteil.
  6. Faire une incision médiane sur la peau du cou (Figure 1A).
  7. Disséquer le muscle squelettique à l'aide de forceps incurvés et exposer la trachée (Figure 1B, 1C).
  8. Effectuer l'intubation par la bouche à l'aide d'un cathéter de gaine intraveineuse modifié de 22 G. Confirmer que le tube est dans la trachée à l'aide de forceps (Figure 1D).
  9. Connectez le tube à un petit ventilateur animal. Calculer et définir le taux de respiration et le volume des marées en fonction du poids corporel selon le manuel d'utilisation du ventilateur10. Par exemple, fixez le taux de respiration à 133/min et le volume des marées à 180 L pour une souris de 30 g en fonction du calcul décrit.
  10. Fixer le tube pour la ventilation à l'aide de ruban adhésif.
  11. Confirmer une induction adéquate de l'anesthésie à l'aide d'une pincée d'orteil.
  12. Faire une incision médiane sur la peau de la poitrine et disséquer soigneusement les muscles thoraciques à l'aide d'un outil de cautérisation (Figure 2B, 2C).
  13. Couper le sternum à l'aide de ciseaux au milieu et exposer la cavité thoracique (Figure 2D).
  14. Prévenir tout saignement à l'aide de l'outil de cautérisation pendant la procédure de chirurgie à poitrine ouverte.
  15. Exposer le ventricule droit avec les rétracteurs (Figure 2E).
  16. Insérez le cathéter transducteur à pression imbibé de saline à travers un petit tunnel créé avec une aiguille de 25 G dans le ventricule droit pour mesurer le RVP(figure 2F et figure 3A, 3C).
  17. Maintenez le câble du cathéter et traversez la valve pulmonaire d'une manière coaxiale avec l'artère pulmonaire. Observez la forme d'onde de pression et obtenez un signal PAP stable(figure 3B, 3D).
  18. Enregistrez les données hémodynamiques à l'aide du système d'acquisition de données et du logiciel.
  19. Après les mesures finales, euthanasiez les souris humainement par l'injection d'une dose excessive de 2,2,2-Tribromoethanol solution.
  20. Retirez soigneusement le cathéter du système cardiaque droit et placez-le dans une seringue de 1 ml contenant une solution d'enzymes digestives de 1 %.
  21. Utilisez de l'eau distillée pour rincer le cathéter en continu avec soin et entreposez-le dans la boîte d'origine.

3. Analyse de données pour l'hémodynamique

REMARQUE : Les données hémodynamiques ont été enregistrées et analysées à l'aide du logicield'analyse 11 (Tableau des matériaux).

  1. Pour chaque souris, sélectionnez au moins 10 cycles de rythme cardiaque continus et stables sans bruit pour obtenir les données moyennes des données RVP ou PAP pour chaque paramètre.
  2. Utilisez le test t-testde l'étudiant pour comparer les groupes normaux de contrôle de l'air et d'hypoxie. REMARQUE : p 'lt; 0.05 a été considéré statistiquement significatif. Les données sont présentées comme la moyenne de SD.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Le cathéter transducteur de pression a été inséré dans le ventricule droit (figure 3A) à travers un tunnel élargi par une aiguille de 25 G, et une forme d'onde RVP typique (figure 3C) a été obtenue. Le cathéter a été continuellement ajusté et lentement avancé et maintenu dans le même axe que l'artère pulmonaire tout en passant par la valve pulmonaire (Figure 3B). Lorsque le capteur ...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

L'intubation trachéale est la première étape importante pour les chirurgies à poitrine ouverte. La méthode classique d'intubation trachéale pour les petits animaux, comme les rats ou les souris, consiste à faire une incision en forme de T sur la trachée et à insérer directement des tubes trachéaux de type Y dans la trachée. Dans la pratique, nous constatons que cette méthode n'est pas facile pendant le fonctionnement. Le tube trachéal de type Y est trop grand pour les petits animaux et forme un angle avec la trachée. Ain...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Remerciements

Cette recherche est soutenue par le Projet de réforme de l'enseignement supérieur de l'Union de Pékin (10023-2016-002-03), le Fonds pour la jeunesse de l'hôpital Fuwai (2018-F09) et le Fonds des directeurs du Laboratoire clé de recherche préclinique et Évaluation des matériaux d'implant cardio-vasculaire (2018-PT2-ZR05).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
2,2,2-tribromoéthanolSigma-AldrichT48402-5GPour l’anesthésie Contrôleur de
température animalePhysitemp Instruments, Inc.TCAT-2LVPour le contrôle de la température
Pince à dissectionFine Science Tools, Inc.11274-20Pour la chirurgie
Gemini Cautery SystemGeminiGEM 5917Pour la chirurgie
Cathéter intraveineux (22G)BD angiocath381123Pour l’intubation
LabChart 7.3ADInstrumentsPour l’analyse
Système d’éclairagelumineux OlympusPour la chirurgie
Cathéter Mikro-TipMillar Instruments, Houston, TXSPR-1000Pour la mesure de la pression
Millar Pressure-Volume SystemsMillar Instruments, Houston, TXMVPS-300Pour la mesure de la pression
Contrôleur O2 et chambre d’hypoxieBiospherixProOx 110Pour l’hypoxie chronique
Système d’acquisition de données PowerLabADInstrumentsPowerLab 16/30Pour l’enregistrement des données
CiseauxOutils de science fine, Inc.14084-08Pour
la chirurgie Ventilateur pour petits animauxHarvard ApparatusMini-Vent 845Pour la chirurgie
StéréomicroscopeOlympusSZ61Pour la chirurgie
Bande de chirurgie3MPour la chirurgie
Enzyme Terg-a-zyme Sigma-AldrichZ273287-1EAPour le nettoyage du cathéter
des données

Références

  1. Humbert, M., et al. Advances in therapeutic interventions for patients with pulmonary arterial hypertension. Circulation. 130 (24), 2189-2208 (2014).
  2. Chatterjee, K. The Swan-Ganz catheters: past, present, and future: a viewpoint. Circulation. 119 (1), 147-152 (2009).
  3. Adamson, P. B., et al. CHAMPION trial rationale and design: the long-term safety and clinical efficacy of a wireless pulmonary artery pressure monitoring system. Journal of Cardiac Failure. 17 (1), 3-10 (2011).
  4. Abraham, W. T., et al. Wireless pulmonary artery haemodynamic monitoring in chronic heart failure: a randomised controlled trial. The Lancet. 377 (9766), 658-666 (2011).
  5. Adamson, P. B., et al. Wireless pulmonary artery pressure monitoring guides management to reduce decompensation in heart failure with preserved ejection fraction. Circulation: Heart Failure. 7 (6), 935-944 (2014).
  6. Shatat, M. A., et al. Endothelial Kruppel-like Factor 4 modulates pulmonary arterial hypertension. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 50 (3), 647-653 (2014).
  7. SPR-1000 Mouse Pressure Catheter. , Available from: https://millar.com/products/research/pressure/single-pressure-no-lumen/spr-1000 (2019).
  8. Tabima, D. M., Hacker, T. A., Chesler, N. C. Measuring right ventricular function in the normal and hypertensive mouse hearts using admittance-derived pressure-volume loops. American Journal of Physiology Heart and Circulatory Physiology. 299 (6), 2069-2075 (2010).
  9. Skuli, N., et al. Endothelial deletion of hypoxia-inducible factor-2alpha (HIF-2alpha) alters vascular function and tumor angiogenesis. Blood. 114 (2), 469-477 (2009).
  10. Harvard Inspira Advanced Safety Ventilator User's Manual. , Available from: http://www.harvardapparatus.com/media/harvard/pdf/Inspira_557058_9.pdf. (2019).
  11. LabChart. , Available from: https://www.adinstruments.com/products/labchart?creative=290739105773_keyword=labchart_matchtype=e_network=g_device=_gclid=CjwKCAjwxrzoBRBBEiwAbtX1n42I2S06KmccVncUHkmExU8KKOXXREyzx8bvTrxYMSze-ooE0atcbRoCliwQAvD_BwE (2019).
  12. Marius, M. H., et al. Definitions and diagnosis of pulmonary hypertension. Journal of the American College of Cardiology. 62 (25), 42-50 (2013).
  13. Ciuclan, L., et al. A novel murine model of severe pulmonary arterial hypertension. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 184 (10), 1171-1182 (2011).
  14. Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).
  15. Chen, W. C., et al. Right ventricular systolic pressure measurements in combination with harvest of lung and immune tissue samples in mice. Journal of Visualized Experiments. (71), 50023(2013).
  16. Ma, Z., Mao, L., Rajagopal, S. Hemodynamic characterization of rodent models of pulmonary arterial hypertension. Journal of Visualized Experiments. (110), 53335(2016).
  17. Chen, M. Berberine attenuates hypoxia-induced pulmonary arterial hypertension via bone morphogenetic protein and transforming growth factor-β signaling. Journal of Cellular Physiology. , (2019).
  18. Bueno-Beti, C., Hadri, L., Hajjar, R. J., Sassi, Y. The Sugen 5416/Hypoxia mouse model of pulmonary arterial hypertension. Experimental Models of Cardiovascular Diseases. Methods in Molecular Biology. vol 1816. Ishikawa, K. , Humana Press. New York, NY. (2018).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

Pression ventriculaire droitePression art rielle pulmonaireChirurgie thorax ouvertCath ter transducteur de pressionSupport de ventilation m caniqueAcquisition de donn es h modynamiquesMod le d hypoxie chroniqueVentilateur pour petits animauxConfiguration de microscope st r oscopiqueCorrections de l analyse des donn es

Articles connexes