Article de méthode

Palatable Western-style Cafeteria Diet as a Reliable Method for Modeling Diet-induced Obesity in Rodents

DOI :

10.3791/60262

⸱

1 novembre 2019

 ,  , 
1Department of Pharmacology, School of Medical Sciences, UNSW Sydney

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce protocole décrit l'utilisation d'un régime de cafétéria très appétissant de style occidental pour modéliser la suralimentation et l'obésité chez les rongeurs. Ici, nous fournissons un aperçu détaillé de la sélection, de la préparation et de la mesure des aliments, et expliquons les facteurs méthodologiques qui aident à générer un phénotype robuste et reproductible.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L'obésité augmente rapidement dans les pays développés et en développement et est connue pour induire ou exacerber de nombreuses maladies. Le fardeau sanitaire de l'obésité et de ses affections comorbides soulignent la nécessité d'une meilleure compréhension de sa pathogénie, mais les contraintes éthiques limitent les études chez l'homme. À cette fin, des modèles externes valides de l'obésité chez les animaux de laboratoire sont essentiels pour la compréhension de l'embonpoint et l'obésité. Alors que de nombreuses espèces ont été utilisées pour modéliser l'éventail des changements qui accompagnent l'obésité chez l'homme, les rongeurs sont le plus couramment utilisés. Notre laboratoire a développé un régime de cafétéria de style occidental qui conduit constamment à un gain de poids considérable et des marqueurs de maladies métaboliques chez les rongeurs. Le régime expose les rongeurs à une variété d'aliments très appétissants pour induire l'hyperphagie, la modélisation de l'environnement alimentaire occidental moderne. Ce régime induit rapidement le gain de poids et l'accumulation de graisse corporelle chez les rats permettant l'étude des effets de la suralimentation et l'obésité. Bien que le régime de cafétéria ne puisse pas fournir le même contrôle sur le profil de macronutriments et de micronutriments que les régimes purifiés à haute teneur en matières grasses ou à haute teneur en matières grasses et en sucre, le régime de cafétéria induit typiquement un phénotype métabolique plus grave que celui observé avec purifié régimes alimentaires et est plus en ligne avec les perturbations métaboliques observées dans la population humaine en surpoids et obèses.

Introduction

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L'obésité et ses comorbidités connexes contribuent énormément au fardeau sanitaire mondial1 et représentent 7 % de la charge de morbidité en Australie2. Un facteur de risque principal pour l'obésité est la consommation des régimes malsains qui sont riches en graisses saturées et hydrates de carbone raffinés, et bas dans la fibre et les micronutriments3. L'identification de cibles d'intervention thérapeutique pour l'obésité nécessite des modèles qui peuvent évaluer systématiquement les effets sur de multiples systèmes biochimiques et physiologiques. Notre compréhension de l'étiologie de l'obésité a été avancée considérablement par le travail utilisant des modèles de rongeurs, où les effets comportementaux, métaboliques et moléculaires peuvent être étudiés à travers le temps dans des conditions contrôlées où les facteurs environnementaux peuvent être facilement Manipulé.

Le modèle de régime de cafétéria (CAF) de l'obésité diète induite par le régime consiste à compléter le régime standard de chow des rongeurs avec une variété d'aliments appétissants qui sont riches en graisses saturées, glucides raffinés, ou les deux. Des exemples de ces aliments comprennent les gâteaux, les biscuits sucrés et les collations salées riches en matières grasses (comme les viandes transformées, le fromage et les croustilles). Il favorise de façon fiable l'hyperphagie et le gain de poids rapide chez les rongeurs. Les principales caractéristiques du modèle sont la fourniture d'une variété d'aliments très appétissants, conçus pour simuler l'environnement alimentaire moderne. L'accès à la variété augmente l'apport alimentaire chez les rats à court terme4 et chez l'homme5, même lorsque les aliments sont appariés pour la palatabilité et varient uniquement en saveur et les indices olfactifs4,6. Cependant, une étude a montré que la fourniture de régimes purifiés assortis d'énergie et de macronutriments qui variaient en saveur et en texture n'avait aucun effet sur le gain de poids corporel à long terme chez les rats7, suggérant que la composition nutritive et les effets post-oraux distincts de différents aliments peuvent également contribuer à la suralimentation. L'exposition à de multiples goûts et textures surmonte la satiété sensorielle spécifique, qui décrit la diminution du désir de manger un aliment récemment mangé par rapport à une alternative5. Dans de nombreuses cohortes de notre laboratoire, nous avons également observé que l'utilisation d'aliments hautement appétissants amplifie davantage la suralimentation.

Ce régime CAF a été utilisé pendant plus de 40 ans, depuis Sclafani8 a signalé que les rats femelles exposées à un assortiment de «aliments de supermarché» (guimauves, chocolat, beurre d'arachide, biscuits, salami et fromage parmi eux) ont montré un gain de poids accéléré par rapport aux contrôles. Ceci et d'autres études tôt ont noté que les régimes de CAF-modèle ont semblé accélérer le gain de poids plus efficacement que les régimes à haute teneur en graisses ou à haute teneur en glucides purs 8,9. Le travail dans les années 1980 a caractérisé les profils de macronutriments10 et les modèles de repas11 des rats ont alimenté des régimes de CAF, et a montré des changements profonds à la masse grasse et aux niveaux d'insuline9,10 et thermogenèse12. Notre groupe a utilisé le régime CAF pour modéliser l'obésité depuis plus de deux décennies13,14 et pendant ce temps, nous avons utilisé plusieurs variantes de l'alimentation. Les rats sont présentés avec au moins deux aliments sucrés et deux aliments salés chaque jour, en plus de chow régulière et de l'eau. Ces dernières années, nous avons commencé à compléter les aliments solides CAF avec 10% solution de saccharose. La capacité d'adapter le régime CAF à différentes conceptions expérimentales est une force du modèle.

Les régimes de CAF favorisent l'hyperphagie immédiate (c.-à-d., dans les 24 premiers h) et des gains réguliers dans le poids corporel et la masse grasse. Cependant, une conséquence de la maximisation de la variété est que l'apport en macronutriments et en micronutriments n'est pas contrôlé, un point que certains considèrent comme un défaut insurmontable15. Les études sur l'obésité induite par l'alimentation utilisent plus couramment des régimes purifiés à haute teneur en matières grasses (HF) ou combinés à haute teneur en matières grasses et en sucre (HFHS), qui offrent un contrôle précis sur le contenu nutritionnel et sont moins exigeants en main-d'œuvre que le modèle CAF, qui nécessite une surveillance quotidienne et planification et exécution minutieuses du calendrier. La pertinence translationnelle des régimes purifiés de HF disponibles commercialement est un sujet de débat continu, car leur profil d'acide gras et les proportions de graisse et de saccharose peuvent ne pas s'aligner avec la prise diététique humaine16. Bien que le régime ALIMENTAIRE des FAC n'offre pas le même degré de contrôle sur la composition nutritive que les régimes purifiés, il vise à modéliser la palatabilité et la variété qui caractérise les options alimentaires dans la plupart des sociétés modernes.

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Protocole

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Le protocole décrit ici a été optimisé pour une utilisation chez les rats. Alors que nous avons utilisé le régime CAF avec succès chez les souris17,18, broyage des aliments mous peut introduire d'autres erreurs réduisant la fiabilité des mesures d'apport alimentaire19. Ce protocole est approuvé par le Comité des soins et de l'éthique des animaux de l'Université de Nouvelle-Galles du Sud et est conforme aux lignes directrices australiennes pour l'utilisation et le soin des animaux à des fins scientifiques (8e édition) fournies par l'Australian National Health and Conseil de recherches médicales.

REMARQUE: Très peu d'effets indésirables ont été observés dans nos études à court terme (c.-à-d. lt;10 semaines ad libitum accès aux FAC); il n'y a aucune preuve de changements au bien-être général, à l'activité, à la sociabilité ou au comportement anxieux chez les rats sur le régime de CAF20. Après des intervalles plus longs (16 semaines), des incidents cardiovasculaires très occasionnels ont été observés chez les rats nourris aux FAC.

1. Acclimatation et logement des animaux

  1. Acclimater les rats à l'installation pendant 5 à 7 jours après l'arrivée avec un accès gratuit à l'alimentation et à l'eau. Manipuler les rats tous les jours à partir de 24 h après l'arrivée; Le régime de CAF implique l'interaction quotidienne avec la cage ainsi la manipulation régulière est importante.
  2. Veiller à ce que l'enrichissement environnemental soit fourni à toutes les cages. Une cage standard contient une boîte de méthacrylate polyméthyle rouge, du matériel de nidifage et un bâton net en bois, ce qui est important parce que les aliments mous fournis dans le régime caf peuvent entraîner des rats développer la malocclusion sans accès à des articles plus difficiles à mâcher.
  3. Avant de commencer le régime des FAC, assignez des cages aux CAF ou aux groupes de chow et assurez-vous qu'elles sont appariées pour le poids corporel de départ en comparant la moyenne et la gamme de poids corporel entre les groupes et en réallouant au besoin. Comme l'exposition à l'éclairage peut affecter les rythmes circadiens, l'apport alimentaire et l'activité, assurez-vous que les cages CAF et chow sont réparties uniformément dans la salle de la colonie.
    REMARQUE: Les rongeurs forment des hiérarchies sociales lorsqu'ils sont logés en groupe (surtout les mâles). Les effets du stress social sont partiellement contrôlés en veillant à ce que les rats soient logés avec d'autres d'un poids corporel similaire (pour réduire l'intimidation dans une cage). En outre, le régime de cafétéria devrait être uniformément distribué autour de la cage de sorte que tous les rats aient accès au régime.

2. Sélection et configuration de régime

  1. Planification
    1. Assurez-vous que le chow et l'eau sont toujours disponibles et sont complétés par un minimum de deux articles sucrés et deux plats salés chaque jour (un exemple d'horaire hebdomadaire est indiqué dans le tableau 1; options alimentaires pour 3 jours indiquées à la figure 1). Les extras optionnels sont riches en matières grasses, à haute teneur en sucre et 10% de saccharose solution.
    2. Choisissez des aliments dans chaque catégorie qui sont similaires dans les proportions de macronutriments: tous les aliments sucrés sont relativement plus riches en glucides que les graisses et tous les éléments salés sont plus riches en matières grasses que les glucides. Visez à fournir des proportions similaires de matières grasses, de glucides, de sucre et de protéines dans chaque ensemble quotidien d'aliments CAF.
    3. Surveiller régulièrement la consommation tout au long de l'expérience afin que le menu puisse être adapté, si nécessaire, pour soutenir l'hyperphagie. Le tableau 2 fournit de l'information sur la densité énergétique et les macronutriments pour plusieurs aliments par exemple, et suggère des quantités de départ pour 200 g de rats mâles Sprague Dawley.
    4. Évitez de nourrir un seul aliment les jours consécutifs ou trop souvent dans une semaine, car cela peut diminuer la consommation de cet aliment. Si cela se produit, omettez les aliments de l'horaire pendant quelques jours avant de les réintégrer.
      REMARQUE: Les rats peuvent présenter une néophobie et la plupart des nouveaux aliments nécessitent des expositions répétées pour déterminer s'ils seront consommés. Les rats ne préfèrent généralement pas les aliments contenant de la levure (pains, pizza, etc.) ou ceux qui ont des saveurs d'agrumes ou de café.
  2. Aliments humides
    1. Envisagez de présenter des aliments plus riches en humidité dans un contenant comme une boîte de thon, afin d'éviter de salir la litière. Des conteneurs vides devraient également être fournis pour contrôler les cages si cela est fait.
  3. Approvisionnement en alimentation
    1. Assurez-vous que les aliments DES FAC utilisés sont des aliments de base ou qu'ils obtiennent suffisamment pour toute l'expérience afin que les aliments restent uniformes et qu'ils n'aient pas besoin d'être remplacés.
  4. Stockage de régime
    1. Conserver les aliments indiqués sur l'emballage ou à -20 oC et décongeler la veille de l'utilisation. Conserver les marchandises sèches (biscuits) dans un contenant hermétique.
  5. Solution Sucrose (facultatif)
    1. Préparer la solution de saccharose, généralement 10 % (w/v) en vrac (2 à 5 L) et conserver à 4 oC lorsqu'il n'est pas utilisé.
    2. Remplacer les bouteilles de saccharose chaque semaine (au minimum) pour prévenir la croissance bactérienne ou fongique. Inspectez les bouteilles tous les jours et remplacez-les si des signes de croissance sont observés.
      REMARQUE: Le saccharose est fourni en plus de l'eau, qui est toujours disponible.

3. Préparation de régime de cafétéria

  1. décongeler
    1. Sortir les quantités appropriées d'aliments CAF à décongeler 24 h avant d'utiliser. Les aliments peuvent être décongelés à l'aide d'un four à micro-ondes, mais ne doivent pas être présentés lorsqu'ils sont chauds.
  2. Réapprovisionnement quotidien de l'alimentation des FAC
    1. Changer les aliments de régime de CAF quotidiennement assure que la variété est maximisée, et le salisement de cage est réduit au minimum. Comme les rats mangent la majeure partie de leur apport quotidien dans la première partie du cycle sombre, planifiez le réapprovisionnement des aliments des FAC près du début de l'horaire sombre afin que les aliments soient frais en ce moment. Réapprovisionnez le régime alimentaire des FAC un jour où l'apport alimentaire n'est pas mesuré.
    2. Nourrir les groupes de chow d'une manière qui assure que ce groupe a une expérience quotidienne similaire, comme suit.
      1. Tournez les bouteilles d'eau (spouts vers le haut), placez la cage sur l'espace de travail et retirez le couvercle.
      2. Déranger légèrement la literie pendant environ 20 s, pour simuler le processus de collecte des aliments dans la literie des cages des FAC.
      3. Placez une petite poignée de granulés de chow de la trémie dans la literie, pour assimiler l'exposition à la nourriture sur la literie de la cage.
      4. Retournez le couvercle de la cage et retournez à la grille, en remplaçant les bouteilles d'eau seulement lorsque la cage est réglée afin de minimiser les déversements.
    3. Nourrir les groupes de cafétéria
      1. Préparer les aliments CAF dans un contenant étiqueté pour chaque cage.
      2. Tournez les bouteilles d'eau (spouts vers le haut), placez la cage sur l'espace de travail et retirez le couvercle.
      3. Retirez autant que possible le régime de l'ancienne cafétéria de la literie.
      4. Placez le régime frais de cafétéria dans la cage.
      5. Fermer la cage et retourner à la grille.
      6. Remplacer les bouteilles d'eau et de saccharose.
        REMARQUE: Pour éviter d'exposer les rats de chow au régime de CAF, envisagez d'alimenter des cages de chow avant des cages de CAF, ou vice versa. Les gants doivent être changés entre la manipulation des rats de différents groupes de régime.
  3. Rechargez les bouteilles de chow, d'eau et de saccharose au besoin. Faire cela après d'autres procédures est plus efficace que les boîtes sont plus lourdes après le remplissage de la nourriture et de l'eau.
    REMARQUE: Les boîtes DE CAF s'aclenvent plus rapidement et doivent être changées plus souvent pour éviter le stress induit par l'exposition à la literie humide ainsi que par de fortes odeurs. Inspectez la literie tous les jours et changez le cas échéant.

4. Consommation alimentaire plus de 24 H

REMARQUE: Les mesures de l'apport alimentaire sont effectuées sur une période discrète de 24 heures plusieurs fois par semaine.

  1. En commençant le régime de CAF, mesurez le poids corporel et la prise de nourriture de 24 h au moins deux fois par semaine pour surveiller l'efficacité du régime. Commencez les mesures d'apport alimentaire près du début de la phase sombre. Viser à présenter le même ensemble d'aliments CAF sur les jours de mesure de l'apport alimentaire, car l'assiduité des densités de saveur et d'énergie permettra une surveillance précise des changements au fil du temps.
    REMARQUE: Cela peut ne pas être possible pour les études exigeant des mesures de l'apport alimentaire par semaine, car des expositions excessives aux mêmes aliments peuvent réduire l'hyperphagie au fil du temps.
  2. Mesures d'apport en matière de caf et de contrôle de l'alimentation
    1. Préparer le régime CAF et le placer dans un contenant étiqueté pour chaque cage, en pesant et en enregistrant chaque composant. La figure 1 montre un ensemble complet d'aliments CAF. Le tableau 3 se compose d'une feuille de surveillance de l'apport alimentaire par exemple.
    2. Remplissez les niveaux d'eau, de saccharose et de chow au besoin.
  3. Pour les cages chow (contrôle)
    1. Tournez les bouteilles d'eau (spouts vers le haut), placez la cage sur l'espace de travail et retirez le couvercle.
    2. Peser les rats, puis les transférer dans une cage avec de la literie fraîche, ainsi que l'enrichissement de l'environnement.
    3. Enregistrer le poids des bouteilles d'eau et de la chow.
    4. Remplacer le couvercle de la cage, remettre la cage en rack, puis retourner les bouteilles d'eau. De petits panneaux indiquant « FOOD INTAKE » peuvent être ajoutés à la cage pour aviser les préposés et les chercheurs de ne pas toucher les bouteilles et le chow.
  4. Pour les cages des FAC :
    1. Effectuez les mêmes étapes que dans l'étape 4.3. En outre, dispersez le contenant pré-pesé d'aliments CAF autour de la cage avec de la literie fraîche avant que les rats ne soient transférés.
    2. Laisser les rats pendant une période de 24 h avec un minimum de perturbation. Enregistrez toute perturbation imprévue (p. ex., arrivée de nouveaux rats dans la salle de la colonie ou changements dans le bruit ambiant).
  5. Mesure de l'apport alimentaire de finition
    1. Enregistrer le poids des bouteilles d'eau et de chow pour les cages de chow, soigneusement la recherche de la literie pour les morceaux de chow. Retirez le signe « prise de nourriture » des cages une fois terminé.
    2. Préparer un régime frais de la CAF pour les cages des FAC.
    3. Pour chaque cage de la CAF
      1. Enregistrez le poids de l'eau, du chow et du saccharose.
      2. Enlever le couvercle de la cage et l'enrichissement de l'environnement.
      3. Retirez soigneusement les fragments de CAF de la literie et placez-les dans des contenants séparés. Retirez d'abord les plus grosses pièces, puis tamisez systématiquement toute la literie de la cage d'un bout à l'autre à l'aide de mouvements de balayage doux.
        REMARQUE: Appliquez le même degré de soin à chaque cage lors de la collecte des aliments. Enregistrez où une cage a été particulièrement désordonnée — dans certains cas, les rats broient le gâteau et/ou le biscuit en une poudre fine qui est difficile à recueillir. Cela peut gonfler artificiellement les mesures d'apport alimentaire.
      4. Distribuez le nouveau régime CAF autour de la cage, retournez l'enrichissement environnemental, fermez le couvercle de la cage et retournez-le à la grille, en supprimant le signe de « prise de nourriture ».
      5. Enregistrez le poids de chaque aliment des FAC à 0,1 g. Soustrayez le reste de la nourriture restante du poids alimentaire initial pour obtenir la nourriture totale consommée par cage, puis divisez par le nombre de rats dans chaque boîte (en supposant ainsi un apport égal).
      6. Multiplier la quantité consommée (g/rat) par la densité énergétique (kJ/g) de chaque aliment fourni par le fabricant.
        REMARQUE: Pour calculer l'apport en macronutriments, nous utilisons des densités d'énergie de 16,7 kJ/g pour les glucides et les protéines, et de 37 kJ/g pour les matières grasses.

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Résultats

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Comme le montre la figure 2A, l'alimentation par régime des FAC produit une augmentation de 2,5 fois de l'apport énergétique par rapport aux contrôles de la chow, d'après les données de trois cohortes de rats mâles de Sprague Dawley, ce qui est constant sur une période de 6 semaines. D'autres études ont confirmé que cette étendue d'hyperphagie est soutenue sur 1021 et 16 expériences de22 semaines. La courbe de poids (

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

En exposant les rats à une variété d'aliments très appétissants riches en gras et en sucre, le protocole de régime DE CAF décrit ici fournit un modèle fiable et robuste de la soi-disant « alimentation occidentale » mangée par beaucoup de personnes. L'hyperphagie, évaluée comme une augmentation significative de l'apport énergétique par rapport aux témoins, est observée dans les 24 premières heures d'exposition, avec des différences de poids corporel statistiquement significatives observées en quelques semaines. Ainsi, CAF...

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Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs ne déclarent pas d'intérêts ou de divulgations contradictoires.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les travaux ont été soutenus par des subventions de projet du NHMRC (#568728, #150262, #1126929) à MJM.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
en plastique de 2 à 5 LPour préparer une solution de saccharose à 10 %, le cas échéant
PlancheLe plastique est conseillé
CongélateurPour stocker les aliments CAF
Chow d’entretien Gordon’sSpecialty Stockfeeds (Australie)Régime d’entretien utilisé dans notre laboratoire (14 kJ/g ; 65 % de glucides, 13 % de matières grasses et 22 % de protéines, comme énergie)
Grandes boîtesTous les articles ci-dessus peuvent être rangés dans des conteneurs pour un accès facile
Grande cuillèrePour la préparation du régime CAF
Micro-ondesPour la décongélation du régime CAF (si nécessaire)
CouteauPour la préparation du régime CAF
Servietteen papierImportant pour le nettoyage des surfaces de travail et du couteau pendant la préparation du CAF
RécipientsCeux-ci sont destinés à peser les aliments du CAF les jours de mesure
EntonnoirPour préparer une solution de saccharose à 10 %, le cas échéant
LumièreComme le régime alimentaire du CAF doit être rafraîchi chaque jour vers le début de la phase d’obscurité, un voyant rouge vous aidera à travailler dans l’obscurité
Boîtes de conserve de thonPour avoir présenté des produits alimentaires « plus humides » des CAF. Des récipients en plastique peuvent également convenir
Peser le récipient x 3Des récipients séparés doivent être utilisés pour peser les rats, la nourriture et les bouteilles, et les aliments CAF
Balance Lasensibilité à 0,1 g est recommandée
SucrePour une solution de saccharose à 10 %, le cas échéant
Bouteille à découper de rangement en plastique non dentelé en plastique en plastique rouge blanc

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Swinburn, B. A., et al. The Global Syndemic of Obesity, Undernutrition, and Climate Change: The Lancet Commission report. Lancet. 393 (10173), 791-846 (2019).
  2. Australian Institute of Health and Welfare. Vol. Cat. no. PHE 215. , AIHW. Canberra. (2017).
  3. GBD Diet Collaborators. Health effects of dietary risks in 195 countries, 1990-2017: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2017. Lancet. , 30041-30048 (2019).
  4. Treit, D., Spetch, M. L., Deutsch, J. A. Variety in the flavor of food enhances eating in the rat: a controlled demonstration. Physiology & Behavior. 30 (2), 207-211 (1983).
  5. Rolls, B. J. Experimental analyses of the effects of variety in a meal on human feeding. American Journal of Clinical Nutrition. 42, 5 Suppl 932-939 (1985).
  6. Louis-Sylvestre, J., Giachetti, I., Le Magnen, J. Sensory versus dietary factors in cafeteria-induced overweight. Physiology & Behavior. 32 (6), 901-905 (1984).
  7. Naim, M., Brand, J. G., Kare, M. R., Carpenter, R. G. Energy Intake, Weight Gain and Fat Deposition in Rats Fed Flavored, Nutritionally Controlled Diets in a Multichoice ("Cafeteria") Design. The Journal of Nutrition. 115 (11), 1447-1458 (1985).
  8. Sclafani, A., Springer, D. Dietary obesity in adult rats: similarities to hypothalamic and human obesity syndromes. Physiology & Behavior. 17 (3), 461-471 (1976).
  9. Rolls, B. J., Rowe, E. A., Turner, R. C. Persistent obesity in rats following a period of consumption of a mixed, high energy diet. Journal of Physiology. 298, 415-427 (1980).
  10. Prats, E., Monfar, M., Castella, J., Iglesias, R., Alemany, M. Energy intake of rats fed a cafeteria diet. Physiology & Behavior. 45 (2), 263-272 (1989).
  11. Rogers, P. J., Blundell, J. E. Meal patterns and food selection during the development of obesity in rats fed a cafeteria diet. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 8 (4), 441-453 (1984).
  12. Rothwell, N. J., Stock, M. J. Thermogenesis induced by cafeteria feeding in young growing rats. Proceedings of the Nutrition Society. 39 (2), 45(1980).
  13. Hansen, M. J., Ball, M. J., Morris, M. J. Enhanced inhibitory feeding response to alpha-melanocyte stimulating hormone in the diet-induced obese rat. Brain Research. 892 (1), 130-137 (2001).
  14. Hansen, M. J., Schioth, H. B., Morris, M. J. Feeding responses to a melanocortin agonist and antagonist in obesity induced by a palatable high-fat diet. Brain Research. 1039 (1-2), 137-145 (2005).
  15. Moore, B. J. The cafeteria diet--an inappropriate tool for studies of thermogenesis. The Journal of Nutrition. 117 (2), 227-231 (1987).
  16. Speakman, J. R. Use of high-fat diets to study rodent obesity as a model of human obesity. International Journal of Obesity (London). , 0363-0367 (2019).
  17. Hansen, M. J., et al. The lung inflammation and skeletal muscle wasting induced by subchronic cigarette smoke exposure are not altered by a high-fat diet in mice. PLoS One. 8 (11), 80471(2013).
  18. Chen, H., Iglesias, M. A., Caruso, V., Morris, M. J. Maternal cigarette smoke exposure contributes to glucose intolerance and decreased brain insulin action in mice offspring independent of maternal diet. PLoS One. 6 (11), 27260(2011).
  19. Cameron, K. M., Speakman, J. R. The extent and function of 'food grinding' in the laboratory mouse (Mus musculus). Laboratory Animals. 44 (4), 298-304 (2010).
  20. Beilharz, J. E., Kaakoush, N. O., Maniam, J., Morris, M. J. Cafeteria diet and probiotic therapy: cross talk among memory, neuroplasticity, serotonin receptors and gut microbiota in the rat. Molecular Psychiatry. 23 (2), 351-361 (2018).
  21. South, T., Holmes, N. M., Martire, S. I., Westbrook, R. F., Morris, M. J. Rats eat a cafeteria-style diet to excess but eat smaller amounts and less frequently when tested with chow. PLoS One. 9 (4), 93506(2014).
  22. Martire, S. I., et al. Extended exposure to a palatable cafeteria diet alters gene expression in brain regions implicated in reward, and withdrawal from this diet alters gene expression in brain regions associated with stress. Behavioral Brain Research. 265, 132-141 (2014).
  23. Grech, A., Rangan, A., Allman-Farinelli, M. Macronutrient Composition of the Australian Population's Diet; Trends from Three National Nutrition Surveys 1983, 1995 and 2012. Nutrients. 10 (8), (2018).
  24. Austin, G. L., Ogden, L. G., Hill, J. O. Trends in carbohydrate, fat, and protein intakes and association with energy intake in normal-weight, overweight, and obese individuals: 1971-2006. American Journal of Clinical Nutrition. 93 (4), 836-843 (2011).
  25. Sclafani, A., Gorman, A. N. Effects of age, sex, and prior body weight on the development of dietary obesity in adult rats. Physiology & Behavior. 18 (6), 1021-1026 (1977).
  26. Sampey, B. P., et al. Cafeteria diet is a robust model of human metabolic syndrome with liver and adipose inflammation: comparison to high-fat diet. Obesity (Silver Spring). 19 (6), 1109-1117 (2011).
  27. Buyukdere, Y., Gulec, A., Akyol, A. Cafeteria diet increased adiposity in comparison to high fat diet in young male rats. PeerJ. 7, 6656(2019).
  28. Oliva, L., et al. In rats fed high-energy diets, taste, rather than fat content, is the key factor increasing food intake: a comparison of a cafeteria and a lipid-supplemented standard diet. PeerJ. 5, 3697(2017).
  29. Higa, T. S., Spinola, A. V., Fonseca-Alaniz, M. H., Evangelista, F. S. Comparison between cafeteria and high-fat diets in the induction of metabolic dysfunction in mice. International Journal of Physiology, Pathophysiololgy and Pharmacology. 6 (1), 47-54 (2014).
  30. Zeeni, N., Dagher-Hamalian, C., Dimassi, H., Faour, W. H. Cafeteria diet-fed mice is a pertinent model of obesity-induced organ damage: a potential role of inflammation. Inflammation Research. 64 (7), 501-512 (2015).
  31. Bortolin, R. C., et al. A new animal diet based on human Western diet is a robust diet-induced obesity model: comparison to high-fat and cafeteria diets in term of metabolic and gut microbiota disruption. International Journal of Obesity (London). 42 (3), 525-534 (2018).
  32. Hansen, M. J., Jovanovska, V., Morris, M. J. Adaptive responses in hypothalamic neuropeptide Y in the face of prolonged high-fat feeding in the rat. Journal of Neurochemistry. 88 (4), 909-916 (2004).
  33. Martire, S. I., Westbrook, R. F., Morris, M. J. Effects of long-term cycling between palatable cafeteria diet and regular chow on intake, eating patterns, and response to saccharin and sucrose. Physiology & Behavior. 139, 80-88 (2015).
  34. Shiraev, T., Chen, H., Morris, M. J. Differential effects of restricted versus unlimited high-fat feeding in rats on fat mass, plasma hormones and brain appetite regulators. Journal of Neuroendocrinology. 21 (7), 602-609 (2009).
  35. Beilharz, J. E., Maniam, J., Morris, M. J. Short exposure to a diet rich in both fat and sugar or sugar alone impairs place, but not object recognition memory in rats. Brain, Behavior and Immunity. 37, 134-141 (2014).
  36. Bhagavata Srinivasan, S. P., Raipuria, M., Bahari, H., Kaakoush, N. O., Morris, M. J. Impacts of Diet and Exercise on Maternal Gut Microbiota Are Transferred to Offspring. Frontiers in Endocrinology. 9, 716-716 (2018).
  37. Kaakoush, N. O., et al. Alternating or continuous exposure to cafeteria diet leads to similar shifts in gut microbiota compared to chow diet. Molelcular Nutrition & Food Research. 61 (1), (2017).
  38. Raipuria, M., Bahari, H., Morris, M. J. Effects of maternal diet and exercise during pregnancy on glucose metabolism in skeletal muscle and fat of weanling rats. PLoS One. 10 (4), 0120980(2015).
  39. Beilharz, J. E., Maniam, J., Morris, M. J. Short-term exposure to a diet high in fat and sugar, or liquid sugar, selectively impairs hippocampal-dependent memory, with differential impacts on inflammation. Behavioral Brain Research. 306, 1-7 (2016).
  40. Darling, J. N., Ross, A. P., Bartness, T. J., Parent, M. B. Predicting the effects of a high-energy diet on fatty liver and hippocampal-dependent memory in male rats. Obesity (Silver Spring). 21 (5), 910-917 (2013).
  41. Gomez-Smith, M., et al. Reduced Cerebrovascular Reactivity and Increased Resting Cerebral Perfusion in Rats Exposed to a Cafeteria Diet. Neuroscience. 371, 166-177 (2018).
  42. Martire, S. I., Holmes, N., Westbrook, R. F., Morris, M. J. Altered feeding patterns in rats exposed to a palatable cafeteria diet: increased snacking and its implications for development of obesity. PLoS One. 8 (4), 60407(2013).
  43. Del Bas, J. M., et al. Alterations in gut microbiota associated with a cafeteria diet and the physiological consequences in the host. International Journal of Obesity (London). 42 (4), 746-754 (2018).
  44. Ferreira, A., Castro, J. P., Andrade, J. P., Dulce Madeira, M., Cardoso, A. Cafeteria-diet effects on cognitive functions, anxiety, fear response and neurogenesis in the juvenile rat. Neurobiology of Learning and Memory. 155, 197-207 (2018).
  45. Ribeiro, A., Batista, T. H., Veronesi, V. B., Giusti-Paiva, A., Vilela, F. C. Cafeteria diet during the gestation period programs developmental and behavioral courses in the offspring. International Journal of Developmental Neuroscience. 68, 45-52 (2018).
  46. Leffa, D. D., et al. Effects of Acerola (Malpighia emarginata DC.) Juice Intake on Brain Energy Metabolism of Mice Fed a Cafeteria Diet. Molecular Neurobiology. 54 (2), 954-963 (2017).
  47. Mn, M., Smvk, P., Battula, K. K., Nv, G., Kalashikam, R. R. Differential response of rat strains to obesogenic diets underlines the importance of genetic makeup of an individual towards obesity. Scientific Reports. 7 (1), 9162(2017).
  48. Schemmel, R., Mickelsen, O., Gill, J. L. Dietary obesity in rats: Body weight and body fat accretion in seven strains of rats. The Journal of Nutrition. 100 (9), 1041-1048 (1970).
  49. Montgomery, M. K., et al. Mouse strain-dependent variation in obesity and glucose homeostasis in response to high-fat feeding. Diabetologia. 56 (5), 1129-1139 (2013).
  50. Krzizek, E. C., et al. Prevalence of Micronutrient Deficiency in Patients with Morbid Obesity Before Bariatric Surgery. Obesity Surgery. 28 (3), 643-648 (2018).

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