Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Évaluation de l’électrophysiologie cardiaque préclinique par la double tension et la cartographie optique du calcium des tranches cardiaques organotypic humaines

10.2K vues

⸱

DOI :

10.3791/60781

⸱

16 juin 2020

 ,  , 
1Department of Biomedical Engineering, The George Washington University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit la procédure de sectionnage et de culture de tranches cardiaques humaines pour les tests de médicaments précliniques et détaille l’utilisation de la cartographie optique pour l’enregistrement de la tension transmembrane et des signaux de calcium intracellulaire simultanément à partir de ces tranches.

Résumé

Des préparations de tranches cardiaques humaines ont récemment été développées comme plate-forme pour les études de physiologie humaine et les tests thérapeutiques afin de combler le fossé entre les essais animaux et cliniques. De nombreux modèles animaux et cellulaires ont été utilisés pour examiner les effets des médicaments, mais ces réponses diffèrent souvent chez l’homme. Les tranches cardiaques humaines offrent un avantage pour le dépistage des drogues en ce qu’elles sont directement dérivées de cœurs humains viables. En plus d’avoir conservé des structures multicellulaires, un couplage cellule-cellule, et des environnements de matrice extracellulaire, les tranches de tissu cardiaque humain peuvent être utilisées pour tester directement l’effet d’innombrables médicaments sur la physiologie cardiaque humaine adulte. Ce qui distingue ce modèle des autres préparations cardiaques, comme les cœurs entiers ou les coins, c’est que les tranches peuvent être soumises à une culture à plus long terme. En tant que tel, les tranches cardiaques permettent d’étudier les effets aigus ainsi que chroniques des médicaments. En outre, la capacité de recueillir plusieurs centaines à mille tranches d’un seul cœur en fait un modèle à haut débit pour tester plusieurs médicaments à des concentrations et des combinaisons variables avec d’autres médicaments en même temps. Des tranches peuvent être préparées à partir de n’importe quelle région du cœur. Dans ce protocole, nous décrivons la préparation des tranches ventriculaires gauches en isolant les cubes de tissu de la paroi libre ventriculaire gauche et en les sectionnant en tranches à l’aide d’un microtome vibrant de haute précision. Ces tranches peuvent alors être soumises à des expériences aiguës pour mesurer la fonction électrophysiologique cardiaque de base ou cultivées pour des études de médicaments chroniques. Ce protocole décrit également la double cartographie optique des tranches cardiaques pour des enregistrements simultanés des potentiels transmembranes et de la dynamique intracellulaire de calcium pour déterminer les effets des drogues étudiées.

Introduction

Les modèles animaux ont été un outil précieux utilisé pour comprendre les mécanismes sous-jacents de la physiologie humaine et de la pathophysiologie, ainsi qu’une plate-forme pour les tests préliminaires des thérapies pour traiter diverses maladies1. De grands progrès ont été réalisés dans le domaine de la recherche biomédicale sur la base de ces études animales2. Cependant, il existe d’importantes différences entre les espèces entre les physiologies humaines et animales, y compris les souris, les rats, les cochons d’Inde, les lapins, les moutons, les porcs et les chiens3,4. En conséquence, il y a eu de nombreuses thérapies médicamenteuses, géniques et cellulaires qui se sont montrées prometteuses au cours de l’étape de l’expérimentation animale, mais qui n’ont pas été à la hauteur des résultats des essais cliniques5. Pour combler cet écart, des myocytes cardiaques isolés et des cellules souches pluripotentes induites par l’homme (iPSC) ont été développés comme modèles pour tester la réponse de la physiologie humaine à divers médicaments et maladies6. Les cardiomyocytes dérivés de cellules souches ont été largement utilisés dans les systèmes d’organes sur puce comme substitut du cœur6,7,8. Cependant, l’utilité des cardiomyocytes dérivés de l’iPSC (iPSC-CM) est entravée par leur phénotype relativement immature et le manque de représentation de la sous-population de cardiomyocytes; le myocarde mature est une structure complexe composée de plusieurs types de cellules coexistantes tels que les fibroblastes, les neurones, les macrophages et les cellules endothéliales. D’autre part, les cardiomyocytes humains isolés sont électriquement matures, et différentes sous-populations de cardiomyocytes peuvent être obtenues en modifiant les paramètres de culture9. Pourtant, ces myocytes présentent généralement des morphologies potentielles d’action altérées en raison de l’absence de couplage cellule-cellule, de dé-différenciation rapide, et l’occurrence du comportement proarrhythmique in vitro10,11. Certaines des limitations ont été abordées par les modèles de culture cellulaire 3D des iPSC-CMs et des myocytes cardiaques. Ces modèles, qui incluent les sphéroïdes, les cultures 3D encapsulées d’échafaudage hydrogel, les tissus cardiaques modifiés (EHT) et les systèmes cardiaques sur puce, utilisent de multiples populations de cellules cardiaques telles que les cardiomyocytes, les fibroblastes et les cellules endothéliales. Ils s’auto-assemblent ou s’assemblent le long d’un échafaudage pour former des structures 3D, et certains reproduisent même la nature anisotrope complexe du myocarde. Ces modèles ont été rapportés pour avoir des cellules des phénotypes mûrs, des propriétés contractiles, et des profils moléculaires semblables au tissu cardiaque. Le système heart-on-a-chip permet également l’étude des effets systémiques dans les tests de dépistage de drogues et les modèles de maladies. Cependant, les modèles in vitro à base de cellules n’ont pas la matrice extracellulaire indigène et ne peuvent donc pas imiter avec précision l’électrophysiologie au niveau des organes. Les tranches cardiaques humaines, en revanche, ont une matrice extracellulaire intacte et des contacts cellulaires natifs, ce qui les rend utiles pour examiner plus précisément les propriétés arythmogènes du myocarde humain.

Les chercheurs ont développé des tranches organotypic cardiaques humaines comme plate-forme préclinique physiologique pour le dépistage aigu et chronique de drogues et pour étudier l’électrophysiologie cardiaque et la progression de la maladie cardiaque12,13,14,15,16,17,18,19. Comparés aux cardiomyocytes dérivés de l’iPSC, les tranches cardiaques humaines reproduisent plus fidèlement l’électrophysiologie cardiaque humaine adulte avec un phénotype cardiomyocyte mature. Par rapport aux cardiomyocytes humains isolés, les tranches cardiaques présentent des durées potentielles d’action physiologique en raison du couplage cellule-cellule bien conservé et de l’existence intrinsèque de leurs environnements intra- et extracellulaires indigènes.

Ce protocole décrit le processus de génération de tranches cardiaques humaines à partir de cœurs donneurs entiers, effectuant des études aiguës (c.-à-d. des heures) et chroniques (c.-à-d. des jours) pour tester les paramètres d’électrophysiologie cardiaque par la cartographie optique. Bien que ce protocole ne décrit que l’utilisation du tissu ventriculaire gauche (LV), il a été appliqué avec succès à d’autres régions du cœur ainsi qu’à d’autres espèces telles que les souris, les rats, les cobayes et les porcs14,20,21,22. Notre laboratoire utilise des cœurs entiers de donneurs humains qui ont été rejetés pour transplantation au cours des 5 dernières années, mais il est possible que ces mêmes procédures soient effectuées sur tous les tissus d’échantillons cardiaques de donneurs obtenus par d’autres moyens (p. ex., implantations, biopsies, myectomies) du dispositif d’assistance ventriculaire gauche [LVAD], tant que les tissus ont la capacité d’être sectionnés en cubes. La cartographie optique est utilisée pour l’analyse dans cette étude en raison de sa capacité à cartographier simultanément les potentiels d’action optique et les transitoires de calcium avec une haute résolution spatiale (100 x 100 pixels) et temporelle (>1 000 images/s). Des méthodes alternatives peuvent également être utilisées, telles que les tableaux multiélectrodes (MEA) ou les microélectrodes, mais ces techniques sont limitées par leurs résolutions spatiales relativement faibles. En outre, les MEA ont été conçus pour une utilisation avec des cultures cellulaires, et les microélectrodes pointues sont plus facilement gérées pour une utilisation avec des cœurs entiers ou de grands coins de tissu.

L’objectif de l’article est de permettre à un plus grand nombre de chercheurs d’utiliser les tissus cardiaques humains pour des études d’électrophysiologie cardiaque. Il convient de noter que la technologie décrite dans cet article est relativement simple et bénéfique pour les études à court terme (de l’ordre de plusieurs heures à plusieurs jours). Une culture biomimétique plus physiologique pour les études à plus long terme (de l’ordre des semaines) a été discutée et décrite par un certain nombre d’autres études12,18,23. La stimulation électrique, la charge mécanique et l’étirement des tissus sont des mécanismes de conditionnement avantageux qui peuvent aider à limiter l’apparition du remodelage des tissus in vitro12,,18,23.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Toutes les méthodes décrites ont été exécutées conformément à toutes les lignes directrices institutionnelles, nationales et internationales en matière de bien-être humain. La recherche a été approuvée par la Commission d’examen des institutions (CISR) de l’Université George Washington.

REMARQUE : Les cœurs humains de donneurs ont été acquis de la communauté régionale de transplantation de Washington en tant que tissu déidentifié jeté avec l’approbation de la CISR de l’Université George Washington. Les cœurs explantés sont arrêtés cardioplégiquement en rinçant le cœur avec une solution de cardioplégie glacée (le sang a été dégagé du cœur dans ce processus) et transféré au laboratoire dans des conditions standard de transplantation d’organes.

1. Préparation de solutions

  1. Pour chaque cœur, faire 4 L de solution cardioplégique (110 mM NaCl, 16 mM KCl, 16 mM MgCl2, 10 mM NaHCO3, 1,2 mM CaCl2; pH = 7,4). Conserver 3 L à 4 °C et les 1 L restants à -20 °C.
    REMARQUE : Cette solution peut être faite jusqu’à plusieurs jours à l’avance.
  2. Préparer fraîchement 1 L chacun de la solution de tranchage de Tyrode (140 mM NaCl, 6 mM KCl, 1 mM MgCl2, 1,8 mM CaCl2, 10 mM de glucose, 10 mM HEPES, 10 mM 2,3-butanedione monoxime [BDM]; pH = 7,4) et la solution de récupération de Tyrode (140 mM NaCl, 4,5 mM KCl, 1 mM MgCl2, 1,8 mM CaCl2, 10 mM de glucose, 10 mM HEMES, 10 mM BDM; pH = 7,4).
    REMARQUE : Les solutions de tranchage et de récupération doivent être faites le jour de l’expérience et peuvent être stockées à 4 °C.
  3. Préparer des solutions de stock des colorants fluorescents. Reconstituer le colorant sensible à la tension RH237 à 1,25 mg/mL dans le sulfoxyde de diméthyle (DMSO) et le stocker dans des aliquots de 30 μL à 4 °C. Reconstituer l’indicateur de calcium Rhod-2AM à 1 mg/mL dans DMSO. Conserver dans 30 aliquots μL à -20 °C.
    REMARQUE : Le Di-4-ANEPPS (solution de stock à 1,25 mg/mL dans DMSO) peut être utilisé dans des expériences pour l’imagerie par caméra unique du potentiel transmembrane seul.
    1. Avant le début de l’expérience, soniquer les colorants à l’aide d’un sonicateur d’ultrasons pendant au moins 10 min et diluer chaque aliquot de colorants fluorescents dans 1 mL de la solution de récupération. Ajouter pluronic F-127 (Table des matériaux) à Rhod-2AM à un rapport de 1:1 avant dilution dans la solution de récupération.
  4. Préparer une solution de stock de l’excitation-contraction uncoupler blebbistatine à 2 mg/mL solution dans DMSO. Conserver dans des aliquots à -20 °C. Au cours d’expériences de cartographie optique, diluer la solution de stock de blebbistatine à une concentration de travail de 5−10 μM dans la solution de récupération du Tyrode.
  5. Faire le milieu de culture frais en complétant le milieu 199 avec 2% de pénicilline-streptomycine, 1x insuline-transferrin-sélénium (ITS) supplément de milieu liquide, et 10 mM BDM. Filtrer le milieu à l’aide d’un filtre stérile de 0,2 μm.
    REMARQUE : Pour les études pharmacologiques de perturbation, les médicaments peuvent être ajoutés directement au milieu de culture. Le milieu de culture peut être stocké à 37 °C.
  6. Faire un gel agarose de 4 % pour le montage des tissus en dissolvant l’agarose à faible point de fusion dans de l’eau distillée et en chauffant le mélange dans un four à micro-ondes jusqu’à dissolution complète. Guérir l’agarose dans une boîte de Pétri à une épaisseur de 5 mm et conserver à 4 °C.

2. Configuration de l’équipement

  1. Configuration vibrante de microtome
    1. Calibrer le microtome vibrant avant chaque expérience.
      1. À l’aide d’un microtome vibrant de haute précision(Table des matériaux),chargez une lame de coupe en céramique dans le support et attachez le dispositif d’étalonnage fourni avec le microtome vibrant. Choisissez l’option de réglage de la lame dans le menu et sélectionnez la céramique pour le type de lame.
      2. Sélectionnez l’option vibrez, vérifiez la valeur de l’axe Z. Si cette valeur est de 1 μm, quittez le menu étalonnage. Si ce n’est pas le cas, ajuster finement la vis d’étalonnage fixée au sommet de la tête vibrante et sélectionner l’option de vibration. Répétez autant de fois que nécessaire pour définir l’axe Z à <1 μm.
    2. Réglez les réglages du vibromètre à 400 μm d’épaisseur de coupe, 0,02 mm/s vitesse d’avance pour le tissu auriculaire et 0,04 mm/s vitesse d’avance pour les tissus ventriculaires, amplitude horizontale de vibration de 2 mm et fréquence de vibration de 80 Hz.
      REMARQUE : Bien que 400 μm soit l’épaisseur recommandée pour compenser les dommages causés par les cellules sur les surfaces coupées de la tranche, des tranches plus minces peuvent également être préparées. Étant donné que la limite de diffusion de l’oxygène est d’environ 150 μm, les tranches d’environ 300 μm sont souvent utilisées14,,17,18,24.
    3. Remplissez le bain du microtome vibrant avec une solution de tranchage à 4 °C et maintenez la température en entourant l’extérieur du bain avec de la glace, en réapprovisionnant au besoin tout au long du protocole de tranchage. Oxygéner continuellement la solution de tranchage dans le bain en bouillonnant avec 100% d’oxygène pendant le tranchage.
    4. Installez un deuxième plat avec autant de passoires de cellules en maille de nylon de 100 μm et de rondelles en maille au besoin (une passoire cellulaire par tranche). Remplissez ce plat de solution de récupération et oxygénez-le en bouillonnant de 100% d’oxygène à température ambiante (RT).
      REMARQUE : Cette solution est maintenue à RT pendant l’expérience.
  2. Configuration de mappage optique
    REMARQUE : Une description plus détaillée du système de cartographie optique est fournie dans les publications précédentes16,25,26.
    1. Attachez un bain de tissu avec la couche de gel de polydiméthylsiloxane (PDMS) au fond (pour épingler les tranches) à un système de perfusion. Faire circuler 1 L de la solution de récupération à 37 °C et oxygéner avec 100% d’oxygène, à travers le système de perfusion à un débit assez rapide pour maintenir la température et l’accumulation claire de perfusate de bain.
    2. Réglez la mise au point et l’alignement des deux caméras CMOS (Tableau des matériaux)à l’aide d’une cible.
      NOTE: Plus de détails sur l’alignement peuvent être trouvés dans les études précédentes26.
    3. Utilisez une source de lumière LED verte d’une longueur d’onde de 520 ± 5 nm pour exciter simultanément les colorants indicateurs sensibles à la tension et au calcium.
      REMARQUE : La source lumineuse d’excitation est attachée au cube de filtre d’excitation du système de cartographie optique et se reflète sur un miroir dichroique de 550 nm pour l’éclairage épicentrique. La lumière émise est recueillie par une lentille 1x et divisée par un deuxième miroir dichroique à 630 nm en composants de tension et de calcium avant d’être filtrée par 690 ± 50 nm et 590 ± 33 nm, respectivement, et enregistrée par les deux caméras.

3. Protocole de découpage

  1. Lorsque vous êtes prêt pour la dissection et l’expérimentation des tissus, préparez un bain de cardioplégie glacée en mélangeant la cardioplégie congelée et liquide. Gardez le cœur immergé dans le bain de cardioplégie jusqu’à ce que la collecte des tissus pour la coupe (Figure 1A).
  2. Collez le gel agarose préfayé à l’arrière des supports de tissu métallique du vibratome.
  3. Identifier la paroi ventriculaire gauche libre et couper 1 cm3 cubes de tissu dans la solution cardioplégique froide. Ensuite, montez rapidement les blocs de tissu sur les supports de tissu métallique avec les surfaces endocardiques orientées vers le haut et les attachent au gel agarose à l’aide d’adhésif topique pour la peau (Figure 1B).
    REMARQUE : La région tissulaire sélectionnée doit être éloignée des grands vaisseaux sanguins pour éviter les trous dans les tranches. Le plan de sectionnage est approximativement parallèle à l’orientation de fibre dans la couche endocardiale (figure 1E) et le plan de sectionnage pourrait être à un léger angle dû à l’anisotropie rotationnelle dans une couche plus profonde de la paroi LV. Pour augmenter le débit, jusqu’à deux blocs de tissu peuvent être montés côte à côte sur le même support.
  4. Transférer les supports métalliques dans le bain vibratoire rempli de la solution de tranchage oxygéné. Assurez-vous que les cubes de tissu sont complètement submergés.
  5. Déplacez la lame sur le bord avant du tissu et allumez le vibratome pour commencer à trancher avec les paramètres prédéfinis. Jeter les premières tranches jusqu’à ce que la lame atteigne au-delà du trabeculae dans le tissu endocardique lisse.
  6. Une fois chaque tranche coupée, transférer soigneusement la tranche dans un bain oxygéné (100% O2)de la solution de récupération de Tyrode à RT. Placez doucement chaque tranche dans des passoires individuelles de maille de nylon de 100 μm et couvrez-les de rondelles en maille pour empêcher les tranches de tissu de se recroiser (figure 1C). Conserver les tranches dans la solution de récupération pendant au moins 20 min.
    REMARQUE : Les tranches peuvent être conservées dans le bain dans ces conditions jusqu’à 3 à 4 h sans effets électrophysiologiques néfastes.

4. La culture de tranches dans des conditions statiques

REMARQUE : Pour minimiser les risques de contamination, stérilisez les forceps à l’aide d’un stérilisateur de perles avant chaque étape de transfert.

  1. Lorsqu’il est prêt à la culture, transférer soigneusement chaque tranche dans les puits individuels d’une plaque de 6 puits remplie de solution saline stérile tamponnée de phosphate (PBS). Bercer délicatement la plaque de puits pour rincer les tranches de la solution de récupération.
    REMARQUE : À partir de ce moment, les tranches ne doivent être exposées que dans un capot de culture de flux laminaire BSL2, et des forceps stériles doivent être utilisés pour manipuler le tissu.
  2. Transférer les tranches dans les puits de PBS frais pour bien rincer et stériliser les tranches pour la culture. Effectuez cette étape de lavage 3x pour assurer le retrait complet de la solution de récupération des tranches.
  3. Transférer les tranches dans des puits individuels d’une plaque de 6 puits remplie de 3 mL de milieu de culture préguerre (37 °C) (avec ou sans médicaments, figure 1D). Placez les plaques sur un shaker orbital à 20 tr/min dans un incubateur humidifié à 37 °C avec 30% O2 et 5% CO2. Remplacer et remplacer le milieu de culture tous les 48 h.

5. Caractérisation fonctionnelle- cartographie optique

  1. Pour les études de cartographie optique immédiatement après le tranchage ou après la culture, transférer soigneusement la tranche d’intérêt dans le bain tissulaire du système de perfusion à 37 °C avec 100% O2 dans la solution de récupération de Tyrode, et épingler les quatre coins à la couche de gel PDMS tout en appliquant un étirement minimal (c.-à-d. juste assez pour empêcher la tranche de se déplacer facilement dans des conditions de débit). Laisser reposer les tranches dans ce bain avec une solution de récupération circulante pendant environ 10 min.
  2. Ajoutez 0,3−0,5 mL de blebbistatine diluée au réservoir contenant la solution de récupération. Laisser la tranche incuber avec de la blebbistatine pendant environ 10 min.
  3. Reconstituer 30 μL du colorant sensible à la tension du stock, RH237, en 1 mL de solution de récupération à 37 °C. Éteignez les pompes et chargez lentement 0,2−0,3 mL de solution de teinture de travail sur la surface de la tranche sur une période de 30 s. Laissez la tranche incuber dans le colorant avec les pompes éteintes pendant une période allant jusqu’à 90 s, puis allumez à nouveau les pompes pour permettre à tout excès de colorant de se laver.
    REMARQUE : Il faut prendre soin d’appliquer le colorant uniformément sur toute la tranche. En outre, l’application de colorant très lent est cruciale pour empêcher le colorant de flotter loin de la tranche.
  4. Répétez l’étape 5.3 pour reconstituer l’indicateur de calcium de stock Rhod-2AM et le charger sur la tranche.
  5. Concentrez les caméras sur la tranche en ajustant la distance de la tranche de l’objectif.
  6. Positionnez une électrode bipolaire de rythme platine-iridium de telle sorte que sa pointe soit en contact avec le milieu de la tranche et appliquez des stimuli de stimulation d’amplitude croissante pour déterminer le seuil minimum de rythme requis pour obtenir une réponse électrique. Rythmez la tranche à 1 Hz avec une durée de 2 ms de largeur d’impulsion à 1,5x l’amplitude du seuil de rythme prédéterminé. Placez un couvercle sur la tranche de tissu.
  7. Illuminer la tranche à l’aide d’une source lumineuse d’excitation LED de 520 ± 5 nm. Enregistrez la tension émise et les signaux de calcium avec les deux caméras CMOS à 1000 images/s.
  8. Vérifiez l’enregistrement pour obtenir une bonne qualité de signal et des artefacts de mouvement supprimés (Figure 1F). Ajoutez plus de blebbistatine au réservoir par étapes de 0,1 mL jusqu’à ce que le mouvement ne produise plus d’artefacts dans les signaux optiques. Ajoutez plus de colorant, si nécessaire, pour améliorer la qualité du signal.
    REMARQUE : La bonne qualité du signal fait référence à l’amplitude du signal et au faible bruit de fond évalués qualitativement dans les signaux optiques enregistrés.

6. Traitement des données avec RHYTHM1.2

REMARQUE : RHYTHM1.2 est une interface utilisateur basée sur MATLAB qui est utilisée pour afficher, conditionner et analyser les données de cartographie optique acquises par des systèmes de cartographie optique à caméra unique ou double (figure 3). Il est utilisé en conjonction avec le système d’imagerie.

  1. Chargement de fichiers de données
    1. Chargez les fichiers de données dans RHYTHM1.2 en sélectionnant l’une des quatre fenêtres d’affichage de l’écran et en utilisant les boutons Sélectionner le répertoire et la charge.
    2. Le programme invite l’utilisateur à sélectionner les données Camera 1 ou Camera 2 pour les enregistrements à double tension et calcium. Sélectionnez Caméra 1 pour le signal de tension.
    3. Répétez le processus pour charger le signal de calcium (Caméra 2) à l’une des fenêtres d’affichage adjacentes.
    4. Activez la case à cocher Liaison de données doubles entre les deux fenêtres d’affichage sélectionnées pour lier les deux fenêtres d’affichage, puisque les deux jeux de données sont enregistrés à partir de la même région sur la tranche.
      REMARQUE : Alternativement, si le même champ de vision est maintenu, cette fonction peut être utilisée pour relier deux images qui ont été obtenues à des moments distincts pour voir la réponse temporelle en électrophysiologie du médicament étudié. Le double clic sur n’importe quelle fenêtre d’affichage permet de maximiser cette fenêtre pour faciliter l’analyse.
  2. Conditionnement du signal
    1. Sélectionner l’analyse des données | Paramètres de condition pour conditionner les données de cartographie optique de tension et de calcium avant une analyse plus poussée.
    2. Utilisez la fonction «Supprimer l’arrière-plan» pour supprimer les pixels qui ne contiennent aucun signal basé sur un seuil d’intensité fluorescente (seuil d’arrière-plan [BG] et degré de regroupement de pixels (seuil d’excitation [EX] ).
    3. Effectuer la moyenne spatiale des données de cartographie optique à l’aide de la fonction «Bin» pour améliorer la qualité du signal.
    4. Filtrer les données de mappage optique à l’aide d’un filtre de passage de bande avec la fonction «Filtre».
    5. Utilisez la fonction «Drift» pour éliminer la dérive de base du signal de cartographie optique.
    6. À l’aide de la fonction «Normaliser», normaliser les données de cartographie optique de chaque pixel pour avoir une amplitude maximale de 1.
    7. Utilisez la fonction «Signal inverse» pour inverser les traces de calcium pour une analyse plus poussée.
    8. Cliquez sur Afficher l’onde pour sélectionner la trace conditionnée à partir d’un endroit donné dans la fenêtre d’affichage et la tracer dans la fenêtre Waveform. Ajuster les paramètres de conditionnement du signal pour obtenir un potentiel d’action optimal et des traces transitoires de calcium.
  3. Calcul de la vitesse de conduction (CV)
    REMARQUE : Le temps d’activation est défini comme le temps du dérivé maximal du signal optique (dF/dtmax).
    1. Sélectionner l’analyse des données | Carte d’activation et entrez une heure de début et une heure de fin pour englober un seul potentiel d’action dans la trace. Appuyez sur Calculer et sélectionner la région d’intérêt (ROI) pour afficher la carte d’activation de la région sélectionnée (Figure 1G).
    2. Sélectionner l’analyse des données | Carte CV et de même, choisissez l’heure de début et l’heure de fin. Entrez les valeurs de résolution interpixels basées sur la configuration.
      REMARQUE : Pour les systèmes de grossissement 1x, la résolution interpixels est de 0,1 mm dans la direction X et Y.
    3. Appuyez sur le Générer Vec. Bouton Mapper pour sélectionner un retour sur investissement et afficher les vecteurs CV dans cette région. Le moyen, le médian, l’écart-type et le nombre de vecteurs inclus dans l’analyse ainsi que l’angle moyen de propagation des vecteurs CV dans la région sélectionnée sont calculés et affichés dans la section Statistiques.
    4. Cliquez sur le bouton Ligne de dessin pour tracer une ligne le long d’une direction donnée de propagation. Tous les vecteurs CV dans cette direction seront sélectionnés. Cliquez sur Calculer le CV pour utiliser uniquement les vecteurs cv sélectionnés pour calculer les statistiques qui seront affichées dans la section Statistiques.
  4. Durée potentielle d’action (APD) et calcul de la durée transitoire du calcium (CaTD)
    REMARQUE : L’APD est un autre paramètre fondamental de l’électrophysiologie cardiaque. Les cartes APD peuvent être générées en déterminant le décalage horaire entre l’activation et un pourcentage spécifié de repolarisation de chaque potentiel d’action optique. L’hétérogénéité de l’APD ou la prolongation et le raccourcissement de l’APD peuvent être utilisés pour prédire la susceptibilité à l’arythmie.
    1. Pour calculer apd dans RHYTHM1.2, sélectionnez Analyse des données | Carte APD/CaT.
    2. Sélectionnez l’heure de début et l’heure de fin pour englober un potentiel d’action complet. Définissez une valeur minimale et maximale d’APD/CaTD pour supprimer toutes les valeurs aberrantes (par exemple, 0 et 1 000 ms, respectivement). Entrez la répolarisation en pourcentage qui déterminera l’APD, par exemple, 0,8 pour APD80/CaTD80 ou 0,5 pour APD50/CaTD50.
    3. Cliquez sur Calc APD régional pour sélectionner un retour sur investissement et générer la carte APD. La moyenne, la médiane, l’écart-type et le nombre de pixels inclus dans l’analyse seront affichés dans la section Statistiques.
  5. Temps de montée
    REMARQUE : Le temps de montée est un autre paramètre électrophysiologique qui peut être mesuré à partir de signaux optiques de tension et de traces transitoires de calcium. Il fournit une estimation du temps qu’il faut pour que les canaux ions dépolarisants déclenchent un potentiel d’action, ou combien de temps il faut pour que le calcium soit libéré dans le cytoplasme du réticulum sarcoplasmique. Le temps d’élévation optique n’est pas un substitut parfait aux temps de montée mesurés par les microélectrodes et peut ne pas être aussi sensible aux changements dans la dépolarisation, parce que les potentiels d’action optique sont une moyenne du potentiel transmembrane de nombreuses cellules. La résolution spatiale et temporelle du système peut également affecter les valeurs de temps d’élévation optique. Cependant, il peut encore être utilisé pour prédire de grands changements dans la dépolarisation27.
    1. Pour déterminer l’heure d’élévation, sélectionnez Analyse des données | Heure de montée.
    2. Sélectionnez Heure de début et heure de fin pour sélectionner le coup d’envoi d’un seul potentiel d’action ou de calcium transitoire. Entrez les valeurs de Start% et End% (généralement 10 à 90% est recommandé pour les signaux non bruyants), ce qui permet à l’utilisateur de sélectionner uniquement les parties du signal sans inclure le bruit dans le cas de signaux bruyants.
    3. Cliquez sur Calculer pour sélectionner le roi et déterminer la moyenne, la médiane, l’écart-type et le nombre de pixels inclus dans l’analyse du temps de montée.
  6. La décomposition du calcium
    REMARQUE : Pour les traces de calcium, la constante de temps de la décomposition du calcium transitoire peut être déterminée. Cela permet l’analyse des changements dans l’élimination des ions de calcium du cytoplasme dans le SR.
    1. Sélectionner l’analyse des données | Calcium Decay et entrez l’heure de début et l’heure de fin pour englober la partie entière de décomposition d’un seul signal transitoire de calcium.
    2. Cliquez sur Calculer tau pour sélectionner le retour sur investissement et déterminer la moyenne, la médiane, l’écart-type et le nombre de pixels inclus dans l’analyse de la constante de temps de décomposition du calcium.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Des tranches organotypic humaines ont été prélevées dans le ventricule gauche d’un cœur humain donneur selon le protocole détaillé ci-dessus et illustré dansFigure 1. Un système de cartographie optique à double caméra comme celui deFigure 2a été utilisé dans la configuration d’imagerie verticale pour effectuer la cartographie optique simultanée de la tension et du calcium environ 1 h après l’achèvement du protocole de tranchage. Les données ont été analysées à l...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Ici, nous présentons des méthodes étape par étape pour obtenir des tranches cardiaques viables des coeurs humains cardioplegically arrêtés et pour caractériser fonctionnellement les tranches utilisant la double cartographie optique du potentiel transmembrane et du calcium intracellulaire. Avec l’environnement extracellulaire préservé et le couplage cellulaire indigène-cellule, les tranches cardiaques humaines peuvent être employées comme modèle précis du coeur humain pour la découverte scientifique fondamentale et pour l...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Le financement des NIH (subventions R21 EB023106, R44 HL139248 et R01 HL126802), de la fondation Leducq (projet RHYTHM) et d’une bourse postdoctorale de l’American Heart Association (19POST34370122) est reconnu avec gratitude.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
1mL BD SeringueThomas Scientific309597
2,3-butanedione monoximeSigma-AldrichB0753
Plaques de culture 6 puitsCorning3516
Enceinte de biosécuritéThermoFisher Scientific1377
BlebbistatinCayman13186
Piège à bullesRadnoti
Chlorure de calciumSigma-AldrichC1016
Corning Cell StrainersFisher Scientific07-201-432
Di-4-ANEPPSbiotiumà 1,25 mg/mL dans du DMSO
DMSOSigma-AldrichD2650
Dumont #3c ForcepsFine Science Tools11231-20
Miroir dichroïque d’émissionChromaT630LPXR-UF1
Filtre d’émission (RH237)Filtre d’émission ChromaET690/50m
(Rhod2AM)ChromaET590/33m
Miroir dichroïque d’excitationChromaT550LPXR-UF1
Filtre d’excitationChromaET500/40x
Falcon 50mL Tubes coniques à centrifugerFisher Scientific14-959-49A
Échangeur de chaleur GlucoseSigma-AldrichG8270
Radnoti158821
HEPESSigma-AldrichH3375
IncubateurThermoFisher Scientific50145502
Transfert d’insuline Sélénium (ITS)Sigma-AldrichI3146
Source lumineuse d’excitation LEDPrizmatixUHP-Mic-LED-520
Chlorure de magnessium hexahydratéSigma-AldrichM9272
Medium 199ThermoFisher Scientific11150059
Micam Ultima L type CMOScamera ScimediaN/A
Minutien PinsFine Science Tools26002-10
Pennicilline-StreptomycineSigma-AldrichP4333
Pompe péristaltiqueCole ParmerEW-07522-20
Fil de stimulation en platineAlfa Aesar43275
Pluronic F127ThermoFisher ScientificP6867non ionique, tensioactif polyol
Chlorure de potassiumSigma-AldrichP3911
Données Powerlab acquisition et stimulateurAD InstrumentsPowerlab 4/26
RH237Biotium61018
Rhod2AMThermoFisher ScientificR1245MP
Rhod-2AMInvitrogen, Carlsbad, CA
Bicarbonatede sodium Sigma-AldrichS6014
Chlorure de sodiumSigma-AldrichS9625
Stérilisateur, perle sècheSigma-AldrichZ378550
Pierre Diffuseur d’oxygèneBois d’eauB00O0NUVM0
TissueSeal - Histoacryl Topical Skin AdhésifgobiomedAESCULAP
UltraPure Low Melting Point AgaroseThermo Fisher Scientific16520100
SonicateurBranson 1800
VibratomeCampden Instruments7000 smz
130149 Solution mère de à ultrasons

Références

  1. Ericsson, A. C., Crim, M. J., Franklin, C. L. A brief history of animal modeling. Missouri Medicine. 110 (3), 201-205 (2013).
  2. Choudhary, A., Ibdah, J. A. Animal models in today's translational medicine world. Missouri Medicine. 110 (3), 220-222 (2013).
  3. Perlman, R. L. Mouse models of human disease: An evolutionary perspective. Evolution, Medicine, and Public Health. 2016 (1), 170-176 (2016).
  4. Milani-Nejad, N., Janssen, P. M. L. Small and large animal models in cardiac contraction research: advantages and disadvantages. Pharmacology & Therapeutics. 141 (3), 235-249 (2014).
  5. Green, A. R. Why do neuroprotective drugs that are so promising in animals fail in the clinic? An industry perspective. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 29 (11), 1030-1034 (2002).
  6. Shinnawi, R., Gepstein, L. iPCS cell modeling of inherited cardiac arrhythmias. Current Treatment Options in Cardiovascular Medicine. 16 (9), 331(2014).
  7. Morimoto, Y., Mori, S., Sakai, F., Takeuchi, S. Human induced pluripotent stem cell-derived fiber-shaped cardiac tissue on a chip. Lab on a Chip. 16 (12), 2295-2301 (2016).
  8. Wang, G., et al. Modeling the mitochondrial cardiomyopathy of Barth syndrome with induced pluripotent stem cell and heart-on-chip technologies. Nature Medicine. 20 (6), 616-623 (2014).
  9. Ben-Ari, M., et al. Developmental changes in electrophysiological characteristics of human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Heart Rhythm. 13 (12), 2379-2387 (2016).
  10. Goversen, B., van der Heyden, M. A. G., van Veen, T. A. B., de Boer, T. P. The immature electrophysiological phenotype of iPSC-CMs still hampers in vitro drug screening: Special focus on IK1. Pharmacology & Therapeutics. 183, 127-136 (2018).
  11. Zhang, Y., et al. Dedifferentiation and proliferation of mammalian cardiomyocytes. PloS One. 5 (9), 12559(2010).
  12. Watson, S. A., et al. Biomimetic electromechanical stimulation to maintain adult myocardial slices in vitro. Nature Communications. 10, 2168(2019).
  13. Fischer, C., et al. Long-term functional and structural preservation of precision-cut human myocardium under continuous electromechanical stimulation in vitro. Nature Communications. 10, 117(2019).
  14. Ou, Q., et al. Physiological Biomimetic Culture System for Pig and Human Heart Slices. Circulation Research. 125 (6), 628-642 (2019).
  15. Qiao, Y., et al. Multiparametric slice culture platform for the investigation of human cardiac tissue physiology. Progress in Biophysics and Molecular Biology 2. 144, 139-150 (2019).
  16. Kang, C., et al. Human Organotypic Cultured Cardiac Slices: New Platform For High Throughput Preclinical Human Trials. Scientific Reports. 6, 28798(2016).
  17. Camelliti, P., et al. Adult human heart slices are a multicellular system suitable for electrophysiological and pharmacological studies. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 51 (3), 390-398 (2011).
  18. Brandenburger, M., et al. Organotypic slice culture from human adult ventricular myocardium. Cardiovascular Research. 93 (1), 50-59 (2012).
  19. Watson, S. A., et al. Preparation of viable adult ventricular myocardial slices from large and small mammals. Nature Protocols. 12 (12), 2623-2639 (2017).
  20. Halbach, M., et al. Ventricular slices of adult mouse hearts - A new multicellular in vitro model for electrophysiological studies. Cellular Physiology and Biochemistry. 18 (1-3), 1-8 (2006).
  21. Wang, K., et al. Cardiac tissue slices: preparation, handling, and successful optical mapping. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 308 (9), 1112-1125 (2015).
  22. Bussek, A., et al. Cardiac tissue slices with prolonged survival for in vitro drug safety screening. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 66 (2), 145-151 (2012).
  23. Watson, S. A., Terracciano, C. M., Perbellini, F. Myocardial Slices: an Intermediate Complexity Platform for Translational Cardiovascular Research. Cardiovascular Drugs and Therapy. 33 (2), 239-244 (2019).
  24. Rouwkema, J., Koopman, B. F. J. M., Blitterswijk, C. A. V., Dhert, W. J. A., Malda, J. Supply of nutrients to cells in engineered tissues. Biotechnology and Genetic Engineering Reviews. 26 (1), 163-178 (2009).
  25. Lang, D., Sulkin, M., Lou, Q., Efimov, I. R. Optical mapping of action potentials and calcium transients in the mouse heart. Journal of Visualized Experiments. (55), e3275(2011).
  26. Brianna, C., et al. Open-Source Multiparametric Optocardiography. Scientific Reports. 9, 721(2019).
  27. George, S. A., et al. Modulating cardiac conduction during metabolic ischemia with perfusate sodium and calcium in guinea pig hearts. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 316 (4), 849-861 (2019).
  28. Kawara, T., et al. Activation delay after premature stimulation in chronically diseased human myocardium relates to the architecture of interstitial fibrosis. Circulation. 104 (25), 3069-3075 (2001).
  29. Qu, Y., et al. Action potential recording and pro-arrhythmia risk analysis in human ventricular trabeculae. Frontiers in Physiology. 5 (8), 1109(2018).
  30. Franz, M. R., Swerdlow, C. D., Liem, L. B., Schaefer, J. Cycle length dependence of human action potential duration in vivo. Effects of single extrastimuli, sudden sustained rate acceleration and deceleration, and different steady-state frequencies. Journal of Clinical Investigation. 82 (3), 972-979 (1988).
  31. Lou, Q., et al. Transmural heterogeneity and remodeling of ventricular excitation- contraction coupling in human heart failure. Circulation. 123 (17), 1881-1890 (2011).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Explorer plus d’articles

Tranches cardiaques humainesimagerie calcique voltage-dépendantepréparation de tranches de tissuévaluation électrophysiologiquemodèle d'essai pharmacologiqueanalyse de la vitesse de conductiondurée du potentiel d'actionimagerie des transitoires calciquestissu ventriculaire gauche
Évaluation de l’électrophysiologie cardiaque préclinique par la double tension et la cartographie optique du calcium des tranches cardiaques organotypic humaines
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.