Article de méthode

Fabrication de l’interface nerveuse périphérique régénératrice composite (C-RPNI) chez le rat adulte

DOI :

10.3791/60841

⸱

25 février 2020

 ,  ,  , 
1Department of Surgery, Division of Plastic Surgery, University of Michigan, Ann Arbor, 2Department of Biomedical Engineering, University of Michigan, Ann Arbor

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le manuscrit suivant décrit une nouvelle méthode pour développer un système biologique de rétroaction neuronale en boucle fermée appelé interface nerveuse périphérique régénérative composite (C-RPNI). Cette construction a la capacité d’intégrer avec les nerfs périphériques pour amplifier les signaux moteurs efferent tout en fournissant simultanément une rétroaction sensorielle afférente.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les progrès récents dans les neuroprothèses ont permis à ceux qui vivent avec la perte d’extrémité de reproduire beaucoup de fonctions indigènes à l’extrémité absente, et ceci est souvent accompli par l’intégration avec le système nerveux périphérique. Malheureusement, les méthodes actuellement employées sont souvent associées à des dommages importants de tissu qui empêchent l’utilisation prolongée. En outre, ces dispositifs manquent souvent de tout degré significatif de rétroaction sensorielle que leur construction complexe amortit toutes les vibrations ou d’autres sensations d’un utilisateur peut avoir déjà dépendu lors de l’utilisation de prothèses plus simples. L’interface nerveuse périphérique régénératrice composite (C-RPNI) a été développée comme une construction stable et biologique avec la capacité d’amplifier les signaux efferents de nerf moteur tout en fournissant la rétroaction sensorielle afferent simultanée. Le C-RPNI se compose d’un segment de greffe cutanée et musculaire libre fixée autour d’un nerf sensorimoteur mixte cible, avec la réinnervation préférentielle de nerf moteur de la greffe de muscle et de la réinnervation sensorielle de nerf de la greffe cutanée. Chez les rats, cette construction a démontré la génération de potentiels d’action musculaire composé (CMAPs), amplifiant le signal du nerf cible du niveau micro-à milli-volt, avec des rapports signal-bruit en moyenne d’environ 30-50. La stimulation de la composante cutanée de la construction génère des potentiels d’action sensorielle composé de nerf (CSNAPs) au nerf proximal. En tant que tel, cette construction a une utilité future prometteuse vers la réalisation de l’idéal, prothèse intuitive.

Introduction

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Les amputations d’extrémité affectent près d’un Américain sur 1901, et leur prévalence devrait augmenter de 1,6 million aujourd’hui à plus de 3,6 millions d’ici 20502. Malgré une utilisation documentée depuis plus d’un millénaire, la prothèse idéale n’a pas encore été réalisée3. Actuellement, il existe des prothèses complexes capables de multiples manipulations articulaires avec le potentiel de reproduire de nombreuses fonctions motrices de l’extrémité indigène4,5. Cependant, ces dispositifs ne sont pas considérés comme intuitifs car le mouvement prothétique désiré est généralement fonctionnellement séparé du signal de commande d’entrée. Les utilisateurs considèrent généralement ces «prothèses avancées» difficile à apprendre et donc pas adapté à une utilisation quotidienne1,6. En outre, les prothèses complexes actuellement sur le marché ne fournissent aucun degré appréciable de rétroaction sensorielle subtile pour un contrôle adéquat. Le sens du toucher et de la proprioception sont essentiels à l’exécution des tâches quotidiennes, et sans ceux-ci, des actes simples tels que ramasser une tasse de café deviennent lourds car il repose entièrement sur des indices visuels7,8,9. Pour ces raisons, les prothèses avancées sont associées à un degré important de fatigue mentale et sont souvent décrites comme lourdes et insatisfaisantes5,10,11. Pour remédier à cette situation, certains laboratoires de recherche ont mis au point des prothèses capables de fournir un degré limité de rétroaction sensorielle par l’interaction neuronale directe12,13,14,15, mais la rétroaction est souvent limitée à de petites zones dispersées sur les mains et les doigts12,13, et les sensations ont été notées pour être douloureux et contre nature à certains moments15. Beaucoup de ces études manquent malheureusement de suivi à long terme appréciable et d’histologie nerveuse pour délimiter les effets des tissus locaux, tout en notant l’échec de l’interface sur l’échelle des semaines aux mois16.

Pour cette population, le dispositif prothétique idéal fournirait le contrôle moteur de haute fidélité à côté de la rétroaction somatosensory significative de l’environnement de l’individu tout au long de leur vie. Critique à la conception de ladite prothèse idéale est le développement d’une interface stable et fiable qui permettrait la transmission simultanée d’informations somatosensorielles afférentes avec des signaux moteurs efferents. Les interfaces humaines-machines actuelles sont celles qui interagissent directement avec le système nerveux périphérique, et les développements récents dans le domaine des prothèses neuro-intégrées ont travaillé à combler le fossé entre les signaux bioélectriques et mécaniques17. Les interfaces actuelles utilisées incluent : plaques nerveuses flexibles14,15,18, électrodes de manchette extra-neurales13,19,20,21,22,23, tissus pénétrant des électrodes24,25,31,32, et électrodes intrafascicular26,27 ,28. Cependant, chacune de ces méthodes a démontré des limitations en ce qui concerne la spécificité de nerf, les dommages de tissu, la dégénérescence axonale, l’épuisement de myéline, et/ou la formation de tissu de cicatrice s’est associée à la réponse étrangère chronique de corps16,17,18,19. Plus récemment, il a été postulé qu’un conducteur derrière l’échec éventuel d’électrode implantée est la différence significative dans le moduli de Young entre le matériel électronique et le tissu neural indigène. Le tissu cérébral est sujet à une micromotion significative sur une base quotidienne, et il a été théorisé que le stress de cisaillement induit par les différences dans le moduli de Young provoque l’inflammation et les cicatrices permanentes éventuelles30,31,32. Cet effet est souvent aggravé dans les extrémités, où les nerfs périphériques sont soumis à la fois à la micromotion physiologique et à la macromotion intentionnelle des extrémités. En raison de ce mouvement constant, il est raisonnable de conclure que l’utilisation d’une interface nerveuse périphérique complètement abiotique n’est pas idéale, et une interface avec un composant biologique serait plus approprié.

Pour répondre à ce besoin d’un composant biologique, notre laboratoire a développé une interface de nerf biotique appelée l’interface périphérique régénérative de nerf (RPNI) pour intégrer les nerfs périphériques transectés dans un membre résiduel avec un dispositif prosthétique. La fabrication de RPNI implique chirurgicalement l’implantation d’un nerf périphérique dans une greffe musculaire libre autologue, qui se revascularise et réinnervate par la suite. Notre laboratoire a développé cette interface neurologique de nerf au cours de la dernière décennie, avec le succès en amplifiant et en transmettant des signaux moteurs une fois combinés avec des électrodes implantées dans les essais animaux et humains, permettant le contrôle prosthétique approprié avec de multiples degrés de liberté2,34. En outre, nous avons démontré séparément la rétroaction sensorielle par l’utilisation des nerfs périphériques incorporés dans les greffes cutanées, appelées l’interface sensorielle dermique (DSI)3,35. Dans les amputations plus distales, l’utilisation simultanée de ces constructions est faisable car les fascicles moteurs et sensoriels dans le nerf périphérique cible peuvent être chirurgicalement séparés. Cependant, pour des amputations de niveau plus proximales, ce n’est pas faisable en raison de l’entremêlement des fibres motrices et sensorielles. L’interface nerveuse périphérique régénérative composite (C-RPNI) a été développée pour des amputations plus proximales, et il s’agit d’implanter un nerf sensorimoteur mixte dans une construction consistant en une greffe musculaire libre fixée à un segment de greffe cutanée (Figure 1). Les nerfs périphériques démontrent la réinnervation ciblée préférentielle, ainsi les fibres sensorielles re-innervate la greffe cutanée et les fibres motrices, la greffe de muscle. Cette construction a donc la capacité d’amplifier simultanément les signaux moteurs tout en fournissant une rétroaction somatosensorielle36 (Figure 2), permettant la réalisation de la prothèse idéale, intuitive et complexe.

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Protocole

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Toutes les expériences sur les animaux sont effectuées sous l’approbation du Comité sur l’utilisation et le soin des animaux de l’Université du Michigan.

REMARQUE : Les rats donneurs ont accès gratuitement à la nourriture et à l’eau avant les procédures de don de la peau et des muscles. L’euthanasie est réalisée sous anesthésie profonde suivie d’une injection intra-cardiaque de chlorure de potassium avec une méthode secondaire de pneumothorax bilatéral. Toute souche de rat peut théoriquement être utilisée avec cette expérience; cependant, notre laboratoire a obtenu des résultats cohérents chez les rats Fischer F344 mâles et femelles (200-250 g) à l’âge de deux à quatre mois. Les rats donneurs doivent être isogènes pour les rats expérimentaux.

1. Préparation de la greffe cutanée

  1. Anesthésier le rat de donneur dans une chambre d’induction utilisant une solution de 5% d’isoflurane dans l’oxygène à 0.8-1 L/min. Une fois que le rat a été anesthésié, retirer de la chambre d’induction et placer sur un cône de nez respirant, abaissant l’isoflurane à 2-2.5% pour le maintien de l’anesthésie.
  2. Administrer une solution de 0,02-0,03 ml de carprofène (50 mg/ml) dans 0,2 ml de salin stérile sous-cutané entre les omoplates pour l’analgésie.
  3. Appliquer onduleur artificiel de larmes aux deux yeux pour empêcher les ulcères cornéens.
  4. À l’aide de tondeuses, raser l’ensemble du membre postérieur inférieur, la région de la cheville et les côtés de la patte.
  5. Nettoyer la surface postérieure choisie et plantaire de la patte avec de l’alcool, suivie d’une solution iodopovidone, se terminant par un nettoyage final avec de l’alcool pour enlever l’iodopovidone résiduel.
  6. À l’aide d’une perceuse à haute vitesse micro moteur portatif avec une pierre de polissage de gravier rond amovible (4000 tr/min), enterrez la surface plantaire de la patte pour enlever l’épiderme. Pendant l’enburrage, appliquer des gouttes de saline pour ne pas brûler la peau. Le derme sous-jacent aura un aspect brillant avec des saignements précis.
  7. Appliquer un tourniquet à l’extrémité inférieure pour ralentir la circulation sanguine.
  8. Retirer la peau plantaire fortement avec un scalpel #15 et placer dans la gaze saline-humidifiée pour empêcher la dessiccation. Certains tissus tendineux et conjonctifs seront intrinsèquement enlevés avec la peau dans cette étape et seront enlevés plus tard.
  9. Appliquer l’enveloppe de gaze sur le pied qui saigne pour ralentir l’hémorragie. Répétez les étapes 1.5-1.9 si vous faites deux constructions.
  10. Sous un microscope (grossissement 20x), retirer le tissu tendineux et conjonctif de la couche profonde de la greffe de peau à l’aide de micro-ciseaux. Veillez à ne pas faire de trous dans la greffe. La greffe cutanée éclaircie doit être légèrement opaque contenant seulement du derme, mesurant environ 0,5 cm x 1,0 cm de taille.
  11. Placer dans de la gaze saline jusqu’à ce qu’elle soit prête pour la fabrication de la construction C-RPNI. Les greffons doivent être utilisés dans les 2 heures suivant la récolte.

2. Préparation de la greffe musculaire

  1. Faire une incision longitudinale le long de l’aspect antérieur de l’arrière inférieur juste au-dessus de la cheville à juste en dessous du genou avec un scalpel #15. Disséquer à travers le tissu sous-cutané pour exposer la musculature sous-jacente.
  2. À l’aspect distal de l’incision, exposez les insertions tendineuses de la musculature inférieure de membre. Tibialis antérieure (TA) est généralement le plus grand et le plus antérieur des muscles, et juste en dessous et postérieur à ce muscle se trouve l’extenseur digitorum longus (EDL). Isoler le tendon Distal EDL des autres tendons dans la région, en prenant soin de ne pas inciser son insertion à ce stade.
  3. Assurer l’isolement du tendon correct en insérant les deux dents d’un forceps sous le tendon et en exerçant une pression vers le haut en ouvrant les forceps pour provoquer une excursion au tendon. La manipulation de ce tendon devrait faire en sorte que tous les orteils s’étendent simultanément.
  4. Effectuer une ténotomie distale avec des ciseaux d’iris pointus et séparer le muscle des tissus environnants sans ménagement avec des ténotomies (ou d’autres ciseaux à pointe émoussée) de travail proximally pour trouver l’origine tendineuse.
  5. Une fois que le tendon proximal est visualisé, à nouveau effectuer une ténotomie en utilisant des ciseaux d’iris forte. Placez la greffe musculaire dans une gaze saline-humidifiée pour empêcher la dessiccation.
  6. Une fois que toutes les greffes désirées ont été enlevées d’un rat de distributeur, euthanasiez principalement par injection intra-cardiaque de KCl (1-2 mEq K/kg) suivi s’euthanasiant secondaire avec le pneumothorax bilatéral de perforation avec une lame #15.

3. Isolement et préparation peronéal communs de nerf

  1. Anesthésier et fournir de l’analgésie au rat expérimental selon le protocole décrit dans les étapes 1.1-1.3.
  2. Raser la cuisse désirée et nettoyer avec de l’alcool, la bétadine, se terminant par de l’alcool pour enlever les traces de bétadine.
  3. Déplacez l’animal de la table de préparation chirurgicale à la table de microscope chirurgicale et placez sur le coussin chauffant avec la sonde de température pour le maintien de la température corporelle. Maintenir l’isoflurane à 2-2,5% et l’oxygène à 0.8-1 L/min.
  4. Marquez l’incision, s’étendant de juste distal à l’encoche sciatique à la partie inférieure du genou. Ce marquage doit être inférieur au fémur et s’éloigner de celui-ci. Faire l’incision avec une lame #15 incisant à travers le biceps sous-jacent femoris fascia.
  5. Disséquez soigneusement par le muscle de femoris de biceps avec un hemostat ou des micro-ciseaux émoussés à l’espace sous-jacent des femoris de biceps.
    REMARQUE : Le nerf sciatique se déplace approximativement dans la même direction que l’incision initiale qui a été faite. Il y a trois branches, typiquement avec le nerf postérieur sural et le nerf peronal et tibial commun voyageant superficiel et profond au genou, respectivement.
  6. Après identification du nerf peronal commun (CP), utilisant une paire de micro-, forceps fin-vers et micro-ciseaux, isolez soigneusement le nerf de CP des autres branches sciatiques et enlèvent n’importe quel tissu conjonctif persistant distally.
  7. Au point où le nerf traverse la surface du genou, transect fortement le nerf avec une paire de micro-ciseaux.
    REMARQUE: L’utilisation de ciseaux pointus est extrêmement important dans cette étape que causer un traumatisme important au nerf pourrait augmenter le risque de formation de neuromes.
  8. Libérez soigneusement tout tissu conjonctif restant du nerf du CP et travaillez de façon proxiale pour libérer le nerf à une longueur d’environ 2 cm.

4. Fabrication de construction C-RPNI

  1. Enlever la greffe musculaire de la gaze saline-humidifiée et enlever tous les tissus tendineux centraux ainsi qu’un petit segment central de l’épimysium. Laissez les extrémités tendineuses intactes.
  2. Utilisation d’un 8-0 suture de nylon, fixent l’épineurium de l’extrémité transected du nerf de CP à la zone de la greffe de muscle dépourvue de l’épimysium avec deux points interrompus de chaque côté du nerf.
  3. Fixer la greffe musculaire au périosteume du fémur avec un seul 6-0 nylon interrompu point à la fois proximally et distally avec la jonction nerf-muscle face loin du fémur.
    REMARQUE: Fixer le muscle de sorte qu’il est à la longueur normale détendue. Essayez de ne pas étirer le muscle de manière significative ou laisser trop de laxisme lors de la sécurisation.
  4. Placer un 8-0 point de nylon à la marge inférieure et centrale de l’épimysium de greffe de muscle, le fixant à l’épineurium de nerf de CP de manière à créer le laxisme dans le nerf dans la greffe de muscle et aider à soulager n’importe quelle tension future qu’il peut être exposé à avec la déambulation postérieure.
  5. Enlever la greffe de peau de la gaze saline-humidifiée et l’organiser sur la greffe de muscle de telle sorte que de couvrir complètement le nerf et la majorité du muscle. Assurez-vous que la marge profonde du derme repose sur le muscle. Couper tout derme qui s’étend au-delà de la frontière du muscle.
  6. Fixer la greffe de peau à la greffe musculaire circontisériquement en utilisant 8-0 sutures interrompues en nylon. Typiquement, 4-8 sutures totales sont utilisées en fonction de la taille de la construction.
  7. Fermez le biceps femoris fascia sur la construction d’une manière courante avec 5-0 suture chromic.
  8. Fermez la peau sus-jacente avec 4-0 suture chromic dans la mode courante.
  9. Swab la zone chirurgicale avec un tampon d’alcool et appliquer onguent antibiotique.
  10. Cessez l’anesthésie par inhalation et laissez le rat se rétablir avec des sources de nourriture et d’eau séparées des cages.

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Résultats

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La fabrication de construction est considérée infructueuse si les rats développent une infection ou ne survivent pas à l’anesthésie chirurgicale. Des recherches antérieures ont indiqué que ces constructions nécessitent environ trois mois pour revasculariser et réinnervate2,3,17,36. Après la période de récupération de trois mois, des essais de construction peuven...

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Discussion

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Le C-RPNI est une nouvelle construction qui fournit une amplification simultanée des signaux efferents moteurs d’un nerf cible avec une rétroaction sensorielle afférente. En particulier, le C-RPNI a une utilité unique pour ceux qui vivent avec des amputations proximales que leur moteur et fascicles sensoriels ne peuvent pas facilement être mécaniquement séparés pendant la chirurgie. Au lieu de cela, le C-RPNI utilise les propriétés de réinnervation préférentielles inhérentes du nerf lui-même pour encourager la réinnervat...

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Déclarations de divulgation

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Les auteurs n’ont pas de divulgations.

Remerciements

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Les auteurs tiennent à remercier Jana Moon pour son assistance technique experte. Les études présentées dans ce document ont été financées par une subvention R21 (R21NS104584) à SK.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
#15 ScalpelAspen Surgical, IncRef 371115Lames chirurgicales en acier au carbone Rib-Back (#15)
4-0 Suture chromiqueEthiconSKU# 1654GP-3 Aiguille de coupe inversée
5-0 Suture chromiqueEthiconSKU# 687GP-3 Aiguille de coupe inversée
6-0 Suture EthiconSKU# 697GP-1 Aiguille de coupe inversée (suture en nylon)
8-0 Suture monofilamentAROSurgicalT06A08N14-13Suture monofilament en polyamide noir sur aiguille conique filetée
Rats expérimentauxEnvigoF344-NH-sdLes rats sont des Fischer F344 Strain
Fluriso (Isofluorane)VetOne13985-528-40Micro-moteur anesthésique par inhalation
Perceuse à grande vitesse avecmécaniciende pierre Modèle 151369Outil rotatif portatif ; le kit est livré avec plusieurs pierres à grain fin
OxygèneGaz cryogéniquesUN1072Bouteilles d’oxygène standard de qualité médicale
Chlorure de potassiumAPP Pharmaceuticals63323-965-20Forme injectable, 2 mEq/mL
Povidone Iode USPMediChoice65517-0009-1Solution topique à 10 %, peut utiliser une bouteille pour plusieurs préparations chirurgicales
Puralube Vet Pommade ophtalmiqueDechra17033-211-38Pommade protectrice cornéenne à utiliser pendant
la procédure Rimadyl (Caprofen)Zoetis, Inc.NADA# 141-199Forme injectable, 50 mg/mL
StéréomicroscopeLeicaModèle M60L’utilisateur peut ajuster le grossissement à ses préférences
Instruments chirurgicauxOutils de sciences finesDiversL’utilisateur peut choisir des instruments en fonction de ses préférences personnelles ou de ce qui est actuellement disponible dans son laboratoire
Pommade antibiotiquetriple MediChoice39892-0830-2La pommade se présente sous forme de sachets stériles et jetables
VaporStick 3SurgivetV7015Tour d’anesthésie avec espace pour bouteille d’isofluorane et d’oxygène
Webcol Alcohol PrepCovidenRef 6818Lingettes de préparation à l’alcool ; utilisez une nouvelle lingette pour chaque préparation
maître

Références

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Fabrication du C RPNIpr paration de la greffe musculairepr paration de la greffe cutan eisolement du nerf fibulaire communpotentiels d action musculaires compos spotentiels d action sensoriels compos stests lectrophysiologiquestechnique de microscope chirurgical

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