Surexpression rétrovirale de CXCR4 sur les cellules murine B-1a et transfert adoptif pour la migration ciblée de cellules B-1a à la moelle osseuse et à la production d’IgM

Des études récentes ont démontré des cellules immunitaires considérables, et plus particulièrement la cellule B, l’hétérogénéité phénotypique et fonctionnelle selon la localisation cellulaire^1,2,3,4,5. Les cellules B-1a sont l’une de ces populations avec la capacité hétérogène de produire des anticorps protecteurs d’IgM ; Les cellules de moelle osseuse B-1a sécrètent IgM de façon constitutive et contribuent de manière significative aux tituses plasmatiques IgM⁶, tandis que les cellules peritonéal B-1a ont la sécrétion IgM de bas niveau à l’homéostasie et peuvent plutôt être activées par le récepteur inné de type péage (TLR) ou la signalisation cytokine-négociée pour proliférer rapidement, migrer, et sécrétion IgM^7,8, 9^,9109. Les anticorps IgM à cellules B-1a reconnaissent les épitopes spécifiques à l’oxydation (OSE) qui sont présents sur les agents pathogènes, les cellules apoptotiques et le LDL oxydé, et la liaison IgM à l’OSE peut prévenir la signalisation inflammatoire en aval dans des maladies comme l’athérosclérose¹¹. Par conséquent, les stratégies visant à augmenter la production d’IgM par l’augmentation de la migration péritonéale de cellules B-1a vers des sites comme la moelle osseuse peuvent être thérapeutiquement utiles. Cependant, il est important que de telles stratégies soient ciblées et spécifiques de type cellulaire, car les effets hors cible peuvent avoir un impact négatif sur la fonction ou la santé immunitaires.

Ici, nous décrivons une méthode de surexpression ciblée et à long terme de CXCR4 dans les cellules B-1a murines primaires et le transfert adoptif subséquent pour visualiser la migration cellulaire et la production fonctionnelle d’anticorps IgM (figure 1). La manipulation génétique des cellules B primaires est limitée par une faible efficacité transfection par rapport à la transfection des lignées cellulaires transformées. Cependant, comme les lignées cellulaires transformées peuvent s’écarter considérablement des cellules primaires^12,13, l’utilisation de cellules primaires est susceptible de fournir des résultats qui s’alignent plus étroitement à la physiologie normale. Plusieurs techniques ont été décrites pour le transfert de gènes dans les cellules B murines primaires, y compris la transduction rétrovirale, la transduction adénovirale, la lipofection, ou la transfection basée sur l’électroporation, qui ont des niveaux variables d’efficacité, d’éphémère, et d’impact sur la santé cellulaire^13,14,15. La méthode suivante a utilisé la transduction rétrovirale car elle a donné une efficacité adéquate de transfert de gène de 'gt;30% tout en ayant un impact minimal sur la viabilité cellulaire. Le rétrovirus CXCR4-exprimant a été généré à l’aide de la protéine fluorescente ribosomal-verte de la construction rétrovirale décrite précédemment par le virus des cellules souches murines (MSCV-IRES-GFP; MigR1)¹⁶, dans lequel la souris CXCR4 gène a été sous-cloné⁴. Les particules rétrovirales MigR1 (control(Ctl)-GFP) et CXCR4-GFP ont été générées à l’aide de la transfection de phosphate de calcium telle qu’elle a été décrite dans les protocoles^4,14précédemment publiés.

Les cellules de B-1a transdurées avec succès ont ensuite été transférées par voie intraveineuse dans^rag1-/- souris lymphocytes-déficientes. Les souris de donneur et de destinataire ont en outre contenu le knock-out du gène E (ApoE) d’apolipoprotein, qui a comme conséquence l’accumulation et l’athérosclérose accrues d’OSE, fournissant ainsi un modèle pour l’activation in vivo de cellules B-1 et la production d’IgM. En outre, les souris de donneur et de destinataire différaient dans l’allotype de CD45 ; Les cellules B-1 du donneur provenaient de CD45.1MD ApoE^-/- des souris et ont été transférées dans Rag1^-/- CD45.2 ApoE^-/- receveurs. Ceci a permis la différenciation du CD45.1 de donneur des cellules CD45.2 B destinataire après le transfert sans avoir besoin de tache en outre pour des marqueurs de cellules B pendant l’analyse de cytométrie d’écoulement. Les résultats fournis ici démontrent que la surexpression ciblée de CXCR4 sur les cellules de B-1a associe à la capacité accrue des cellules de B-1a de migrer vers la moelle osseuse, qui associe à l’augmentation de l’anti-OSE IgM plasmatique. Nous fournissons en outre une méthode pour l’enrichissement des cellules péritonéales B-1 par la sélection négative et démontrons l’exigence de l’activation de cellules B-1 pour la transduction efficace. Cette méthode peut être adaptée à d’autres constructions rétrovirales pour étudier l’effet de la surexpression des protéines sur la migration, le phénotype ou la fonction des cellules B-1a. En outre, l’utilisation de CD45.1 contre la distinction d’allotype de CD45.2 pourrait théoriquement permettre le transfert dans d’autres modèles murins immuno-suffisants contenant des cellules B endogènes.

Tous les protocoles pour animaux ont été approuvés par le Comité de soins et d’utilisation des animaux de l’Université de Virginie.

1. Séparation magnétique et enrichissement des cellules péritonéales B-1

1. Euthanasiez une souris de 12 à 14 semaines, mâle,⁺CD45.1 -ApoE^-/- souris utilisant le CO₂.
2. Faire une coupe superficielle dans l’abdomen à l’aide de ciseaux chirurgicaux droits et éplucher la peau à l’aide de ciseaux incurvés pour exposer la paroi péritonéale. Rincer la cavité péritonéale avec 10 ml de milieu RPMI-1640 de 10 ml à l’aide d’une seringue de 10 ml et d’une aiguille de 25 G. Secouez la souris pour désengager les cellules en saisissant la queue et en déplaçant la souris d’un côté à l’autre à fond pendant 15 à 20 s.
   REMARQUE : Le massage du péritoine lavé peut également maximiser la récupération cellulaire.
3. Recueillir du liquide péritonéal à l’aide d’une seringue de 10 ml et d’une aiguille de 25 G en traçant du liquide sur le côté inférieur droit du péritoine juste au-dessus du niveau de la hanche, près des intestins. Évitez de perturber les dépôts de graisse épidydimal et les organes sous-jacents. Évitez de tirer du liquide du côté gauche de la souris car la graisse omentale peut facilement être entraînée dans la seringue.
4. Une fois que 6 à 7 ml de liquide sont collectés, distribuez-les dans un tube conique de 50 ml placé sur la glace. Ensuite, élever la souris verticalement en tenant la paroi péritonéale au-dessus du diaphragme à l’aide de forceps de sorte que tout fluide restant reste au fond de la cavité péritonéale. Faire une petite coupure dans la paroi péritonéale à l’aide de ciseaux chirurgicaux au-dessus du foie (assurez-vous de ne pas couper le foie) et de recueillir tout liquide péritonéal restant à l’aide d’un tuyauterie en verre et une ampoule.
5. Piscine des cellules de lavage péritonéales de tous les CD45.1^-/- souris (n 15-20) en tubes coniques de 50 ml, et stocker sur la glace.⁺
   REMARQUE : Pour calculer le nombre de souris nécessaires : les cellules B-1a représentent 5 à 10 % de la population péritonéale totale et produisent environ 2,5 à 5 x 10^cellules B-1a par souris dans les mains des auteurs. L’efficacité de la transduction est de 30 à 40 %, comme indiqué ci-dessous.
6. Comptez les cellules vivantes à l’aide d’un colorant de viabilité comme le bleu trypan et un hémocytomètre (diluer les échantillons 1:5 en bleu trypan et charger 10 l dans la chambre de l’hémocytomètre). Cellules de piscine jusqu’à 1 x 10⁸ cellules par tube. Cellules de centrifugeuse à 400 x g pendant 5 min à 4 oC, puis supernatant d’aspiration.
7. Resuspendez jusqu’à 1 x^{10 8} cellules dans 1 ml d’anticorps anti-CD16/CD32 (Tableau des matériaux) dilué 1:50 dans tampon d’essai (1x phosphate tamponné saline [PBS], 0,5% album de sérumine bovine [BSA], 2 mM EDTA) afin de bloquer les récepteurs Fc. Échelle au besoin en fonction du nombre de cellules. Incuber sur la glace pendant 10 min à 4 oC.
8. Préparer un mélange principal 2x des anticorps biotinylés(tableau 1) dans un tampon d’essai pour l’épuisement. Le mélange de maître 2x explique le volume du liquide dans lequel les cellules sont déjà en incuber avec l’anti-CD16/CD32. Par exemple, si les cellules couvent dans 500 L d’anti-CD16/CD32 dilués, puis ajouter 500 L de 2x master mix contenant 10 L d’anticorps biotinylés Ter119, Gr-1, CD23 et NK1.1, et 25 L d’anticorps F4/80 biotinylés pour atteindre les concentrations finales données dans le tableau 1. Ajouter le mélange principal 2x aux cellules et tacher pendant 20 min à 4 oC.
9. Laver les cellules avec 5 ml de tampon d’essai et de centrifugeuse à 400 x g pendant 5 min à 4 oC et supernatant aspiré.
10. Les cellules de résuspendance et d’incubation avec des microbilles anti-biotine(tableau des matériaux) diluées dans le tampon d’analyse selon la concentration et le protocole recommandés par le fabricant.
11. Laver avec 5 ml de tampon d’essai et de centrifugeuse à 400 x g pendant 5 min à 4 oC. Aspirez le supernatant et la résuspendance jusqu’à 1 x^{10 8} cellules dans 500 l de tampon d’essai.
12. Colonnes de sélection magnétique principale(Tableau des matériaux) avec 3 ml de tampon d’essai. Transférer les cellules sur des colonnes de sélection magnétique apprêtée et recueillir l’eluent contenant des cellules B-1 enrichies dans un tube conique de 15 ml sur glace. Laver la colonne de sélection magnétique avec tampon d’analyse supplémentaire jusqu’à ce que le volume global recueilli est de 10 ml.
    REMARQUE : Un aliquot des fractions cellulaires pré-purifiées et post-purifiées devrait être analysé séparément par cytométrie de débit pour l’efficacité de purification en colorant pour les cellules CD19 B, les macrophages F480 et les lymphocytes T CD5MD comme le montre la figure 2.
13. Comptez la fraction cellulaire post-purifiée (l’eluent contenant des cellules B-1 enrichies) en comptant les cellules vivantes comme à l’étape 1.6, et résout à 1 x 10⁶ cellules/mL dans le milieu de la culture cellulaire B (RPMI-1640, Sérum bovin foetal inactivé à la chaleur de 10 % [FBS], 10 mM HEPES, 1x acides aminés non essentiels, 1 mM pyruvate de sodium, 50 g/mL gentamicine, 55 M-mercaptoethanol).

2. Stimulation cellulaire peritonéal B-1

1. Fractionner les cellules mises en commun pour les deux affections transduites (Ctl-GFP et CXCR4-GFP), tout en mettant de côté et en placageant au moins 10 x 10⁶ cellules pour un contrôle non transduit.
2. Plaque jusqu’à 150 l (150 000 cellules) par puits en plaques de fond rond de 96 puits.
3. Ajoutez 100 nM TLR9 agoniste ODN1668 à tous les puits pour stimuler la prolifération cellulaire.
4. Incuber pour 16-18 h à 37 oC, 5% de CO₂.

3. Transduction rétrovirale des cellules péritonéales B

1. Générer des particules rétrovirales Ctl-GFP (MigR1) et CXCR4-GFP à l’aide de la transfection de phosphate de calcium telle que décrite dans les protocoles¹⁴précédemment publiés.
   REMARQUE : Cela prendra plusieurs jours, alors préparez et iterez les stocks rétroviraux et entreposez les aliquots à -80 oC avant de commencer ce protocole.
2. Dégel des stocks de rétrovirus sur la glace. Utilisez immédiatement et ne régelez pas que le virus titer diminue considérablement pendant les cycles de gel-dégel. Ajouter les supernatants rétroviraux Ctl-GFP ou CXCR4-GFP à 20:1 multiplicité d’infection (MOI) aux cellules, en présence de polybrene de 8 g/mL et de mercaptoethanol frais à 55 M de concentration finale. N’ajoutez pas de stocks viraux aux cellules mises de côté pour le contrôle non transduit.
3. Effectuer la spinfection par plaques centrifuges à 800 x g pendant 90 minutes à température ambiante.
4. Plaques incubate avec rétrovirus à 37 oC, 5% de CO₂ pour un supplément de 3 h.
5. Récoltez et replatez les cellules dans le milieu frais des cellules B et incuber à 37 oC, 5 % de CO₂ pendant la nuit.

4. Tri cellulaire des cellules péritonéniques transduites B-1a

1. Récoltez les cellules cultivées et la piscine en trois tubes coniques distincts de 50 ml pour chaque condition : non transductés, Ctl-GFP transduits et CXCR4-GFP transducés.
2. Comptez les cellules vivantes comme dans l’étape 1.6, puis la centrifugeuse à 400 x g pendant 5 min à 4 oC et le supernatant aspiré.
3. Résuspendez les cellules à 100 000 cellules/L en mémoire tampon (PBS et 1% BSA) contenant 1:50 anticorps anti-CD16/CD32(Tableau des matériaux)afin de bloquer les récepteurs Fc. Incuber sur la glace pendant 10 min à 4 oC.
4. Cellules d’Aliquot pour des contrôles de compensation (30.000 cellules par contrôle de compensation) : pour les contrôles non souillés et les contrôles de la tache unique de l’échantillon non transduit et pour l’aliquot de contrôle des taches uniques GFP à partir d’échantillons transduits.
   REMARQUE : Les perles de compensation disponibles dans le commerce peuvent être utilisées alternativement pour des contrôles de tache simples si le nombre de cellules non transduites est faible.
5. Préparer un mélange de maître d’anticorps 2x contenant les anticorps fluorophore-conjugués dans le tampon de tri(tableau 1). Ajoutez le mélange principal 2x aux échantillons transductés non transduits, CTL-GFP et CXCR4-GFP transductés. Ajouter des anticorps individuels aux contrôles de la tache unique. Incuber pendant 20 min à 4 oC dans l’obscurité.
   REMARQUE : Le mélange principal 2x explique le volume de liquide dans lequel les cellules sont déjà en incuber avec l’anti-CD16/CD32, comme à l’étape 1.8. Un aliquot de cellules de chaque condition peut être taché séparément pour CXCR4 pour confirmer la surexpression CXCR4.
6. Laver les échantillons avec 1 mL de tampon de tri et filtrer à travers 70 m filtres dans des tubes de polypropylène.
7. Centrifugeuse à 400 x g pendant 5 min à 4 oC et supernatant d’aspiration. Résuspendez des échantillons à 50 000 cellules/L en mémoire tampon.
8. Avant le tri cellulaire, préparer des tubes de tri cellulaires activés par la fluorescence (FACS) contenant 1 ml de moyen de collecte (RPMI-1640, 20 % de FBS inactivés à la chaleur, 10 mM HEPES, 1x acides aminés non essentiels, 1 mM de pyruvate de sodium, 50 g/mL gentamicine, 55 m-mercaptoethanol) pour chaque population à trier.
9. Avant d’exécuter des échantillons sur le trieur cellulaire ajouter 2x DAPI (préparé comme 1:5000 dilution dans le tampon de tri) pour la discrimination des cellules mortes.
10. Trier les cellules GFP B-1a dans des tubes FACS contenant des cellules de collecte moyennes comme DAPI^- CD19^- GFP^- B220^mi-lo CD23^- IgM^ET CD5^- cellules des échantillons CTL-GFP et CXCR4-GFP. Utilisez l’échantillon non transduit pour définir la porte GFP ET trier les cellules B-1a non transduites de^{CD19 + -} B220^{mi-lo -} IgM^et CD5.⁺
    REMARQUE : Alternativement, les cellules non transduites peuvent également être triées à partir des échantillons CTL-GFP et CXCR4-GFP en gifiant séparément les cellules B-1a dans la fraction GFP. Les cellules B-1b transduites ou non transduites peuvent également être triées à l’aide de cette stratégie de tri sous le titre DAPI^- CD19^- GFP^-/- B220^mid-lo CD23^- IgM^- CD5^- cells.

5. Transfert d’adoption

1. Après le tri cellulaire, les cellules de centrifugeuses à 400 x g pendant 5 min à 4 oC et le supernatant aspiré avec soin.
2. Resuspendent les cellules dans le PBS stérile froid 1x à 1.000 cellules/L.
3. Anesthésiez les souris mâles Rag1^-/- ApoE^-/- souris utilisant l’isoflurane et injectent 100 l (100 000 cellules) par souris par injection intraveineuse rétro-orbitale ou veine de queue à l’aide d’une seringue à insuline ultra-fine. Injectez quelques souris avec 1x PBS comme un contrôle.

6. Quantification des cellules de donneur et de plasma IgM

1. Au moment souhaité du transfert post-adoptif, analyser les cellules transférées chez les souris receveures par la moelle osseuse et la récolte de tissu de rate⁴ et la cytométrie d’écoulement. Quantifier la localisation des cellules de donneurs et la surexpression de CXCR4 en colorant pour CD45.1, CD45.2, et CXCR4 et analyser les résultats de cytométrie de flux à l’aide d’un logiciel tel que Flowjo.
   REMARQUE : Voir le tableau 1 pour les anticorps utilisés dans cette étape. Assurez-vous de ne pas utiliser un anticorps conjugué que les fluoresces dans le canal FITC comme GFP seront présents sur les cellules de donneur transduction.
2. Isoler le plasma en ajoutant 10 ll de 0,5 M EDTA au sang entier recueilli par perforation cardiaque au moment du sacrifice des animaux. Centrifuge du sang entier à 7.000 x g et plasma d’aliquot dans des tubes séparés de centrifugeuse de 1,5 mL. Conserver à -80 oC jusqu’à l’analyse des facteurs sécrétés tels que IgM par ELISA⁴.

Un aperçu du protocole est donné à la figure 1. La figure 2 affiche l’enrichissement des cellules péritonéales B-1a après épuisement magnétique d’autres types de cellules péritonéales. Les cellules de singlet vivantes dans la fraction post-épuisement ont une plus grande proportion de cellules CD19 B par rapport auxmacrophages F4/80, n’ont pas de CD5salut CD19- cellules T, et contiennent une fréquence accrue de cellules CD19et CD5 mi-1a par rapport à la fraction de pré-épuisement.mid La figure 3 montre l’exigence d’activation cellulaire B pour une transduction rétrovirale réussie de cellules B et une augmentation dépendante de la dose de la fréquence des sous-ensembles cellulaires GFPMD B transduits avec l’augmentation du virus MOI utilisant le rétrovirus Ctl-GFP. Le tableau 2 affiche une efficacité accrue de transduction à l’aide de 96 plaques rondes bien comparées à des plaques de 24 puits ou 6 puits. La figure 4 affiche une surexpression réussie de CXCR4 (-gt;40%) sur les cellules B-1 et l’augmentation de la migration cellulaire B-1 vers CXCL12 in vitro après transduction avec le rétrovirus CXCR4-GFP, sans impact significatif sur la viabilité des cellules B. La figure 5 affiche la stratégie de gating pour le tri des cellules CD23 CD23 EN direct, singlet, CD19MDMDMDMDMD CD5MD B-1a provenant soit d’une condition non transduite (GFP-), soit des deux affections transduites (GFPMD). Notez que les cellules CD23 B-2 ne sont pas présentes dans ces échantillons en raison de l’épuisement magnétique antérieur. Les cellules CD23 CD23- IgMMD CD5- B-1b transduites en direct, à singlet, CD19MD peuvent également être triées à l’aide de cette stratégie de gating. La figure 6 présente des cellules de donneurs CD45.1MD transférées et une surexpression soutenue de CXCR4 sur les cellules de donneurs récupérées de la moelle osseuse et de la rate des souris bénéficiaires de CD45.2 17 semaines après le transfert de cellules. Le tableau 3 montre une association positive entre l’expression CXCR4 et la localisation des cellules du donneur à la moelle osseuse, mais pas la rate. Le tableau 4 montre une association positive entre le nombre de cellules de donneur dans la moelle osseuse et la quantité plasmatique d’IgM anti-MDA-LDL.

Figure 1 : Schéma de conception expérimentale pour la transduction rétrovirale et le transfert adoptif. Les cellules péritonéales isolées des souris allotypes CD45.1 sont enrichies pour les cellules B-1 par épuisement magnétique utilisant des anticorps biotinylés et des microbilles anti-biotine. Les cellules péritonéales enrichies B-1 sont activées pour stimuler la prolifération cellulaire avec L’agoniste CpG oligodeoxynucleotide de PLR9. Les cellules activées sont transductrices avec des particules rétrovirales Ctl-GFP ou CXCR4-GFP. Les cellules GFP B-1a transduites avec succès sont triées à l’aide de FACS et transférées de façon adoptive dans des souris hôtes d’allotype DE CD45.2. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 2 : Enrichissement pour les cellules péritonéales B-1. Des parcelles de cytométrie représentatives de la cytométrie des cellules péritonéales de l’enrichissement prémagnétique (en haut) et de l’enrichissement postmagnétique (en bas) pour les cellules CD19 B. Les cellules CD19MD F4/80 sont des cellules B, les cellules CD19- F4/80MD sont des macrophages, les cellulesmoyennes CD19MD CD5 sont des cellules B-1a, et les cellules de CD19- CD5salut sont des lymphocytes T. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 3 : La transduction rétrovirale nécessite l’activation de cellules B. Les cellules B péritonéales ont été transductées avec le rétrovirus de Ctl-GFP à 5:1, 10:1, ou 25:1 MOI ou laissé non-transduced en présence ou en absence de TLR9 agoniste CpG ODN1668. La fréquence des cellules B2, B1, B-1a ou B-1b transduites avec succès a été quantifiée par cytométrie d’écoulement 18 h post-transduction. Les barres d’erreur représentent la moyenne de SEM. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 4 : Confirmation de la surexpression de CXCR4 et augmentation de la migration B-1a in vitro. Les cellules B péritonéales d’ApoE-/- les souris avec l’insuffisance cellule-spécifique de B de CXCR4 ont été isolées et transdues avec le rétrovirus de Ctl-GFP ou de CXCR4-GFP, ou cultivés sans transduction. aa) Les parcelles de flux représentatives de l’expression CXCR4 et GFP sur les cellules B-1 provenant de cellules non transduites (en haut à gauche), de Ctl-GFP transduites (en bas à gauche) ou de CXCR4-GFP transductées (en bas à droite). FMO-CXCR4 (en haut à droite) utilisé pour définir la porte positive CXCR4. b) Quantification de l’IMF de CXCR4 sur les cellules B-1 de GFPMD à partir de cellules non transduites (n - 1), Ctl-GFP transduites (n - 2), ou CXCR4-GFP transductées (n et 2) conditions. c) Fréquence des cellules B-1 non transduites (n - 1), Ctl-GFP transductées (n - 2), ou CXCR4-GFP transduites (n - 2) cellules B-1 qui ont migré vers CXCL12 en pourcentage du nombre total de cellules B-1 chargées en transwell. d) Stratégie représentative de gating pour la quantification des cellules viables au sein de la population de cellules B transduites avec succès (CD19-GFPMD). e) Fréquence des cellules B vivantes après transduction avec Ctl-GFP (n - 2) ou rétrovirus CXCR4-GFP (n - 2). Les barres d’erreur représentent la moyenne et le SEM. Ce chiffre a été modifié par rapport à notre publication précédente4. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 5 : Stratégie de Gating pour le tri des cellules B-1a transduirees de GFPMD. Les parcelles de cytométrie de débit représentative pour le tri des cellules GFPMD ou GFP-B-1a à partir d’un échantillon non transducté (en haut), d’un échantillon transducté Ctl-GFP (au milieu) et d’un échantillon transducté CXCR4-GFP (en bas). Cellules B-1a définies comme des cellules CD23 CD23 CD23- CD5MD vivantes, simples, CD19MD. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Figure 6 : Quantification des cellules de donneur transférées. Parcelles de cytométrie de flux représentatif affichant des cellules CD45.1MD CD45.2- cellules de donneurs d’un contrôle de PBS (en haut), un receveur de cellules Ctl-GFPMD B-1a (milieu), et un récepteur de cellules B-1a CXCR4-GFPMD (en bas), et une analyse subséquente de l’expression CXCR4 sur les cellules de donneur dans la moelle osseuse(a), ou la pléade(b). Quantification de l’expression CXCR4 (intensité moyenne de fluorescence, MFI) sur les cellules des donneurs de moelle osseuse (c) ou de rate (d). Quantification du nombre de cellules donneuses récupérées dans la moelle osseuse (e) ou la rate (f) des receveurs. Le test Mann-Whitney de 0,05 ou de p’lt; 0,01 par Mann-Whitney. Les barres d’erreur représentent la moyenne et le SEM. Ce chiffre a été modifié par rapport à notre publication précédente4. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Tableau 1 : Les anticorps et leurs concentrations finales utilisées dans le protocole.

Tableau 2 : Optimisation des plaques. Fréquence des cellules totales totales de GFPMD transduites avec succès ou des cellules B CD19MD GFPMD après transduction de cellules B-1 péritonéales enrichies de 6 x 106 dans une plaque de fond rond de 96 puits (40 puits à 150 000 cellules par puits), une plaque de 24 puits (6 puits à 1 x 106 cellules par puits), ou une plaque de 6 puits (3 puits à 2 x 106 cellules par puits) à un 20:1 MOI avec rétrovirus Ctl-GFP.

Tableau 3 : Association entre l’expression CXCR4 sur les cellules de donneur et la localisation des cellules de donneur. L’intensité moyenne de fluorescence (IMF) de CXCR4 sur les cellules B-1a de donneur corrélée avec le nombre de cellules B-1a de donneur dans la moelle ou la rate de Rag1-/- ApoE-/- souris bénéficiaires 17 semaines après le transfert adoptif. Données présentées sous forme de coefficient de corrélation (r) et d’importance statistique (p). Ce tableau a été modifié par rapport à notre publication précédente4.

Tableau 4 : Association entre la localisation des cellules de donneur et la quantité plasmatique d’anti-OSE IgM. Le nombre de cellules B-1a donneurs dans la moelle osseuse de Rag1-/- ApoE-/- souris bénéficiaires 17 semaines après le transfert d’adoption est corrélé avec la quantité circulante d’anti-MDA-LDL IgM, E06/T15 IgM, ou anti-1,3-dextran IgM. Données présentées sous forme de coefficient de corrélation (r) et d’importance statistique (p). Ce tableau a été modifié par rapport à notre publication précédente4.

Les auteurs n’ont rien à divulguer.