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Article de méthode

Une approche benchtop à l’ouverture spécifique de barrière de cerveau de sang d’emplacement utilisant l’ultrason focal dans un modèle de rat

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DOI :

10.3791/61113

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13 juin 2020

 ,  ,  , 
1Department of Radiology, University of Alabama at Birmingham, 2Department of Neurobiology, University of Alabama at Birmingham

Dans cet article

Résumé

L’ultrason focal avec des agents de microbubble peut ouvrir la barrière de cerveau de sang focalement et transitoirement. Cette technique a été utilisée pour délivrer un large éventail d’agents à travers la barrière cérébrale. Cet article fournit un protocole détaillé pour la livraison localisée au cerveau de rongeur avec ou sans guidage de MRI.

Résumé

La chirurgie stéréotaxique est l’étalon-or pour la livraison localisée de médicaments et de gènes au cerveau des rongeurs. Cette technique présente de nombreux avantages par rapport à la livraison systémique, y compris la localisation précise d’une région cérébrale cible et la réduction des effets secondaires hors cible. Cependant, la chirurgie stéréotaxique est très invasive qui limite son efficacité translationnelle, nécessite de longs temps de récupération, et fournit des défis lors du ciblage de plusieurs régions du cerveau. L’ultrason focalisée (FUS) peut être employé en combination avec les microbubbles circulants pour ouvrir transitoirement la barrière de cerveau de sang (BBB) dans les régions millimétriques de taille. Cela permet la localisation intracrânienne des agents livrés de façon systémique qui ne peuvent normalement pas traverser le BBB. Cette technique fournit une alternative non invasive à la chirurgie stéréotaxique. Toutefois, à ce jour, cette technique n’a pas encore été largement adoptée dans les laboratoires de neurosciences en raison de l’accès limité à l’équipement et aux méthodes normalisées. L’objectif global de ce protocole est d’offrir une approche de banc à fus bbb ouverture (BBBO) qui est abordable et reproductible et peut donc être facilement adopté par n’importe quel laboratoire.

Introduction

Malgré les nombreuses découvertes en neurosciences fondamentales, le nombre de traitements émergents pour les troubles neurodéveloppementaux et neurodégénératifsreste relativement limité 1,2. Une meilleure compréhension des gènes, des molécules et des circuits cellulaires impliqués dans les troubles neurologiques a suggéré des traitements prometteurs irréalisables chez l’homme avec les techniques actuelles3. Les traitements efficaces sont souvent limités par la nécessité d’être pénétrables du cerveau et spécifiques au site4,5,6,7,8. Cependant, les méthodes existantes d’administration localisée de médicaments dans des régions spécifiques du cerveau (p. ex., l’administration par injection ou canule) sont invasives et nécessitent une ouverture dans le crâne9. L’invasivité de cette chirurgie empêche l’utilisation systématique de l’accouchement localisé dans le cerveau humain. En outre, les dommages de tissu et les réponses inflammatoires résultantes sont des confusions omniprésentes pour des études fondamentales et précliniques qui s’appuient sur l’injection intracerbrale10. La capacité de délivrer non invasivement des agents à travers la barrière cérébrale (BBB) et de les cibler vers des régions cérébrales spécifiques pourrait avoir un impact énorme sur les traitements pour les troubles neurologiques, tout en fournissant un puissant outil d’investigation pour la recherche préclinique.

Une méthode de transport ciblé à travers le BBB avec des lésions tissulaires minimales est l’échographie transcrânienne focalisée (FUS) ainsi que des microbobbles pour ouvrir focalement et transitoirement le BBB11,12,13,14,15,16. Fus BBB ouverture a attiré l’attention récente pour le traitement des troubles neurodégénératifs, accident vasculaire cérébral et gliome en localisant des thérapeutiques pour cibler les régions du cerveau tels que les facteurs neurotrophiques17,18 , 19, thérapiesgéniques 20,21,22, anticorps23, neurotransmetteurs24, et nanoparticules25,26,27,28,29. Avec sa large gamme d’applications et sa nature non invasive30,31, FUS BBB ouverture est une alternative idéale aux injections intracrâniens stéréotaxiques de routine. En outre, en raison de son utilisation actuelle chezl’homme 30,32, les investigations précliniques utilisant cette technique peuvent être considérées comme hautement translationnelles. Toutefois, l’ouverture du FUS BBB n’a pas encore été une technique largement établie en sciences fondamentales et en recherche préclinique en raison du manque d’accessibilité. Par conséquent, nous fournissons un protocole détaillé pour une approche benchtop à fus bbb ouverture comme point de départ pour les laboratoires intéressés à établir cette technique.

Ces études ont été menées soit avec un transducteur ultrasonique spécifique fus à air de haute puissance ou un transducteur d’immersion ultrasonique focalisée à faible puissance. Les transducteurs étaient entraînés par un amplificateur de puissance RF conçu pour les charges réactives et un générateur de fonction standard. Les détails de ces articles peuvent être trouvés dans le tableau des matériaux.

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Protocole

Toutes les procédures expérimentales ont été effectuées conformément aux lignes directrices du Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) de l’UAB.

1. Installation focalisée d’équipement de conduite d’ultrason

  1. Utilisez 50 câbles BNC coaxiaux Ohm pour connecter (1) l’entrée du transducteur à ultrasons à la sortie de l’amplificateur RF et (2) l’entrée de l’amplificateur RF à la sortie du générateur de fonction.
  2. Réglez le mode générateur de fonction sur un éclat sinusoïde une fois par seconde avec un cycle de service de 1%.
    1. Pour le transducteur d’immersion de faible puissance amorti de 1 MHz avec une distance focale de 0,8 pouce utilisée avec un amplificateur RF de 50 dB, réglez les réglages de départ à : 1 onde sinusoïde MHz, 1 V de pointe à pic, cycle de 10 k, intervalle de 1 s (ou période).
    2. Pour l’air soutenu, transducteur de haute puissance de 1,1 MHz, réglez les réglages initiaux à : onde sinusoïde de 1,1 MHz, pic de 50 mV au sommet, cycles de 11 k, intervalle de 1 s.
      REMARQUE : N’actionnons pas les transducteurs à moins qu’ils ne soient submergés. Ne placez pas une main ou une autre partie du corps au point d’ultrason ou ne touchez pas le visage transducteur pendant qu’il fonctionne.

2. Configuration focalisée de banc d’ultrason

  1. Imprimez en 3D le cadre stéréotaxique et le support stéréotaxique du cadre.
  2. Connectez le transducteur au positionneur XYZ à l’aide d’une pince tenant un tuyau en PVC (Figure 1a). Boulonner la pince sur la glissière x-axe et verrouiller avec un écrou d’aile.
    1. Si vous utilisez le transducteur à ultrasons de grande puissance, fixez-le au tuyau en PVC à l’aide d’une paire d’aimants assortie. Assurez-vous qu’un aimant a un trou et que l’autre a une saillie correspondante. Caper le fond du tuyau en PVC et y attacher l’un des aimants à l’aide d’époxy (voir figure 1b).
    2. Fixez le deuxième aimant au centre supérieur du transducteur à ultrasons de grande puissance à l’aide d’époxy. Assurez-vous qu’il est au centre même du transducteur (Figure 1c).
  3. Si vous utilisez le transducteur à ultrasons de grande puissance, faites un pointeur pour annuler le positionneur XYZ. La pointe de ce pointeur indique l’emplacement dans l’espace du centre de la mise au point du transducteur lorsque le transducteur à ultrasons est fixé au positionneur XYZ. Faire un pointeur à partir d’une aiguille de 18 G coupée pour être la longueur de la distance focale du transducteur plus l’épaisseur du transducteur (Figure 1d).
    1. Appliquer l’époxy sur un troisième aimant (cet aimant se couple également avec l’aimant à bouchon en PVC) et l’attacher au sommet du pointeur. Le pointeur sera alors en mesure de s’attacher à l’aimant sur le tuyau en PVC pour xyz nulling (Figure 1d).
  4. Si vous utilisez le transducteur d’immersion de faible puissance, imprimez le fichier 3D pour le pointeur et le clip de montage.
    1. Attachez le transducteur d’immersion de faible puissance au tuyau en PVC en coupant la tonte sur le tuyau de PVC et insérez le transducteur dans l’anneau (figure 1f).
  5. Faire un bain d’eau en collant ensemble des morceaux coupés à partir d’une feuille acrylique qui sera en mesure de se reposer sur le dessus de la tête de l’animal au-dessus du cadre stéréotaxique (Figure 1e).
    1. Couper une ouverture au fond du bain qui est d’environ la taille de la tête de l’animal. Couvrir le trou dans le bain d’eau avec un ruban polyimide.
      REMARQUE : Il faut veiller à ce que l’eau ne s’écoule pas autour du ruban polyimide, car elle peut mouiller la fourrure du rat et causer de l’hypothermie.
  6. Faites une IRM fiduciale en remplissant une sphère en plastique ou en verre à carapace mince de 4 mm de diamètre avec un liquide visible IRM (p. ex., huile de vitamine E) et scellez-la. Placez-le dans le support fiducial IRM sur le côté droit du cadre stéréotaxique imprimé en 3D (Figure 2a).
  7. Fixez fermement le porte-cadres imprimé en 3D au positionneur XYZ à un bon endroit pour le positionnement des animaux. Faites glisser l’onglet sur l’extrémité rostrale du support du cadre dans le canal correspondant sur le rail de l’axe Y et fixez-le avec des vis réglées(figure 1h,flèches rouges).
  8. Pour conduire le positionneur XYZ, installez l’USB au convertisseur en série sur un ordinateur en suivant les instructions du fabricant et branchez le convertisseur. Installez l’environnement de temps d’exécution et le logiciel de contrôleur moteur sur le PC.
    1. Assurez-vous que le port de série approprié est sélectionné dans le logiciel en sélectionnant l’USB au convertisseur de série dans le contrôle de dropdown de sélection de port sur le panneau avant du logiciel de contrôleur. Connectez l’USB au convertisseur de série à la boîte de contrôleur moteur stepper à l’aide d’un câble multisegment sérielle à 9 broches (p. ex., câble modem nul RS232).
    2. Exécutez le logiciel de contrôleur pour tester que les moteurs stepper peuvent être conduits sous contrôle logiciel. Cette étape peut nécessiter l’aide d’un support it local.

3. Procédure de ciblage intracrânienne

REMARQUE : Des rats sprague dawley mâles pesant de 250 à 350 g ont été utilisés pour ces expériences. Les animaux avaient libre accès à l’eau et au chow de rat, et ont été maintenus sur un cycle clair : foncé de 12:12 h.

  1. Mettez l’animal sous anesthésie (3% d’isoflurane avec de l’oxygène) et vérifiez le manque de réponse à la pincement des pieds. Insérez ensuite le cathéter tel que décrit ci-dessous.
    1. Réchauffer la queue avec une lampe à faire est plus facile à frapper la veine. Veillez à ne pas surchauffer l’animal ou à brûler la queue.
    2. Une fois que l’animal dort (ne répond pas à une pincée d’orteil), insérez le cathéter de veine de queue de 24 G qui sera employé pour livrer des microbubbles, le colorant bleu d’Evans (EBD), le contraste de MRI de gadobutrol si utilisant MRI, et l’agent expérimental d’intérêt. Une fois que la veine est frappée, le sang remplira la gaine, enlèvera lentement l’aiguille intérieure tout en poussant la gaine plus loin dans la veine.
      REMARQUE: Voir un guide comme Stuart et Schroeder33 si faire les injections de veine de queue de rat pour la première fois.
    3. S’il n’y a pas de flux sanguin, déplacez lentement la gaine de cathéter hors de la veine pour tester que l’aiguille a pu percer la veine. Si le sang coule lorsque le cathéter est légèrement tiré vers l’arrière, puis d’abord poke est passé par la veine et le placement du cathéter devra être redémarré à un autre endroit sur la queue qui est rostral à l’emplacement précédent.
  2. Remplissez le bouchon de cathéter avec de la solution saline et vissez le bouchon de cathéter à l’extrémité du port de cathéter dès que le port est rempli de sang. Enveloppez soigneusement le ruban de laboratoire autour du cathéter et de la queue pour le maintenir en place. Commencez par un petit morceau en haut et travaillez dans la direction caudale, laissant la toute fin de la prise de cathéter exposée.
  3. Branchez la ligne d’anesthésie sur le connecteur d’anesthésie sur le cadre stéréotaxique (Figure 2a) et fixez la tête des animaux dans le cadre en plaçant la bouche sur la barre de morsure et en guidant les barreaux d’oreille dans les deux canaux auditifs, puis serrez les vis réglées. Assurez-vous que la tête des animaux est sûre et de niveau.
  4. Déplacez l’animal dans le lit d’IRM et connectez la ligne d’anesthésie au cône avant. Dans ce protocole, une IRM de petit forage de 9,4 T a été utilisée.
  5. Recueillir des images coronale et axiale pondérées en T2 qui capturent l’ensemble du cerveau ainsi que l’IRM fiduciale (Figure 2b) pour coordonner les mesures. Fournissez au physicien ou à la technologie d’IRM local les informations suivantes afin qu’ils puissent construire le protocole IRM.
    1. Pour les images coronal(figure 2b en haut), utilisez les paramètres suivants : nombre d’images : 27, largeur : 62,2 mm, hauteur : 62,2 mm, profondeur : 37,97 mm, taille Voxel : 0,24 x 0,24 x 1,41 mm3.
    2. Pour les images axials(figure 2b en bas), utiliser les paramètres suivants: nombre d’images: 13, Largeur: 61,47 mm, Hauteur: 53,81 mm, Profondeur: 16,7 mm, Taille Voxel: 0,41 x 0,21 x 1,29 mm3.
      REMARQUE: Il n’est pas nécessaire d’avoir ces paramètres exacts tant que le coronal dans la résolution du plan est proche de 0,25 mm et les images couvrent l’ensemble du cerveau et fiducial.
  6. Recueillir les mesures de coordonnées à partir des images ci-dessus en enregistrant la distance entre l’IRM fiduciale et la région du cerveau qui sera ciblée par fus.
    1. Au scanner, sur les images coronaires recueillies à l’étape 3.5, trouver l’image dans laquelle le fiducial est le plus grand, indiquant le centre de la fiducial. Enregistrez la distance entre le haut du fiducial et la région cérébrale d’intérêt pour mm (le logiciel d’IRM aura un outil de mesure d’échelle ou de point, consultera la technologie locale d’IRM ou le physicien sur la façon de le faire) dans la direction médiale/latérale et dans la direction ventrale dorsale(figure 2b, en haut).
    2. Au scanner, sur les images axiales recueillies à l’étape 3.5, trouvez l’image qui montre tout le haut du fiducial et mesurez la distance entre le centre du fiducial et la région du cerveau cible, tant dans la direction dorsale/ventrale que dans la direction médiale/latérale(figure 2b, en bas).
    3. Comparez les deux mesures médial/latérales et si elles sont différentes utiliser la moyenne. Ces mesures de coordonnées seront utilisées plus tard à l’étape 4.3 pour guider le point focal fus vers la région du cerveau cible avec le positionneur XYZ.
  7. Recueillir des images prescan IRM. Comparez ces images aux images recueillies après l’ouverture du FUS BBB( Figure 4). Les images pondérées en T1 seront plus tard utilisées pour visualiser l’ouverture du BBB, les images pondérées en T2 seront plus tard utilisées pour s’assurer qu’aucun dommage tissulaire ne s’est produit après le traitement fus34.
    1. Pour les images axials pondérées en T1, utilisez les paramètres suivants : largeur : 30 mm, hauteur : 51,2 mm, profondeur : 3,0 mm, taille voxel : 0,23 x 0,2 x 0,23 mm3,nombre d’images : 13.
    2. Pour les images axials pondérées en T2, utilisez les paramètres suivants : largeur : 30 mm, hauteur : 51,2 mm, profondeur : 2,6 mm, taille voxel : 0,2 x 0,2 x 0,2 mm3,nombre d’images : 13.
    3. Pour les images coronal pondérées en T1, utilisez les paramètres suivants : largeur : 30 mm, hauteur : 30 mm, profondeur : 27 mm, taille voxel : 0,16 x 0,16 x 1 mm3,nombre d’images : 27.
    4. Pour les images coronal pondérées en T2, utilisez les paramètres suivants : largeur : 30 mm, hauteur : 30 mm, profondeur : 27 mm, taille voxel : 0,12 x 0,12 x 1 mm3,nombre d’images : 27.
      REMARQUE : Comme à l’étape 3.5, ces paramètres d’imagerie n’ont pas besoin d’être exactement les mêmes que ceux énumérés. Ces images ont un FOV plus petit et une résolution plus élevée que celles collectées à l’étape 3.5.
  8. En gardant l’animal dans le cadre stéréotaxique, transportez rapidement l’animal du lit d’IRM à l’installation fus benchtop. Assurez-vous que l’animal reste endormi pour le transfert sous l’effet de l’anesthésie.
  9. Pour des temps de transfert plus longs, utilisez une boîte pour un transfert suffisamment grand pour s’adapter à l’animal et au cadre. Avec la prise d’anesthésie encore attachée, placez l’animal et cadrez à l’intérieur de la boîte et laissez l’excès d’isoflurane remplir la boîte pendant quelques minutes. Débranchez la ligne d’anesthésie et transférez-la rapidement.

4. Procédure focalisée d’ultrason

  1. En arrivant à la configuration du banc FUS, branchez immédiatement la ligne d’anesthésie dans le cône avant et continuez à fonctionner 1,5-3% isoflurane avec de l’oxygène. Faites-le le plus rapidement possible pour éviter que l’animal ne se réveille.
  2. Faites glisser le cadre dans le support du cadre et enclenchez-le fermement en place. Utilisez des tondeuses pour raser la tête de l’animal. Brossez l’excès de cheveux et appliquez de la crème dissolvante sur le cuir chevelu. Laisser reposer 3 minutes et essuyer avec de l’eau et de la gaze.
  3. Si l’IRM n’est pas disponible pour le ciblage, utilisez un cadre stéréotaxique standard (non imprimé en 3D) pour annuler la position du pointeur à bregma en touchant la pointe du pointeur à bregma (une incision du cuir chevelu sera nécessaire pour cela) et en annulant le logiciel ou en enregistrant les coordonnées. Déplacez le chariot XYZ vers le haut de 50 millimètres en cliquant sur le bouton vers le haut de 50 dans le logiciel et en échangeant le pointeur pour le transducteur. Basé sur un atlas du cerveau de rat tel que décritprécédemment 35, passer aux coordonnées cérébrales souhaitées en utilisant les boutons de marche dans le logiciel. Si vous utilisez cette méthode au lieu de l’IRM, passez à la section 4.6.
  4. Si vous utilisez des conseils d’IRM, fixez le pointeur et déplacez le pointeur à l’emplacement de l’IRM fiduciale (Figure 1d,g). Placez le pointeur en haut et au centre de l’IRM fiducial (un petit trou dans le haut du support fiducial est prévu pour le pointage). Cliquez sur le bouton de position nulle qui est le point à partir duquel toutes les distances de l’image IRM ont été calculées.
  5. Retirez le pointeur et déplacez le positionneur vers les coordonnées médiales/latérales et les coordonnées rostrales/caudales. Soulevez le positionneur en appuyant sur le bouton jusqu’à 50 pour permettre le placement du bain d’eau et du gel à ultrasons. Si le haut de l’axe Z est atteint, l’emplacement nulling sera invalidé. La coordonnée dorsale/ventrale sera réglée après l’ajout du transducteur.
  6. Appliquez du gel à ultrasons sur le cuir chevelu de l’animal et placez le bain d’eau sur l’animal avec la fenêtre en ruban polyimide pressée sur le gel. Assurez-vous qu’il n’y a pas de bulles d’air dans le gel à ultrasons.
  7. Remplissez le bain d’eau d’eau dégazée.
  8. Si vous utilisez le transducteur de haute puissance, abaissez le positionneur de sorte que l’aimant est juste au-dessus de l’eau. Attachez le transducteur au positionneur en abaissant soigneusement le transducteur dans l’eau à un angle pour empêcher les bulles d’air de se coincer sous le visage et de connecter les aimants.
  9. Si vous utilisez le transducteur d’immersion de faible puissance, abaissez le positionneur dans l’eau juste au-dessus du clip du transducteur. Ensuite, coupez le transducteur en place en l’abaissant lentement dans l’eau à un angle pour empêcher les bulles d’air de se coincer sous le visage.
    REMARQUE: Un bain transparent est utile lorsque vous regardez sous le visage transducteur pour les bulles.
  10. Abaissez le positionneur à la coordonnée dorsale/ventrale.
  11. Allumez l’ampli de puissance RF.
  12. Injecter 1 mL/kg de colorant bleu Evans (EBD) à 3 % en collant la pointe de l’aiguille dans le bouchon de cathéter et en l’injectant. Laissez-le circuler pendant 5 min.
  13. Activez les microbubbles en les secouant violemment avec le shaker à bulles.
    1. Préparer 5 fois la dose de 30 μL/kg de microbubbles (bulle conc. 1.2 x 1010/mL)dans 0,2 mL de solution saline pour tenir compte des 2 traitements FUS et du tube dans l’ensemble d’infusion ailé de 18 G. Par exemple, si le rat pèse 200 g, remplissez la seringue contenant 18 G de pointe d’aiguille avec 30 μL de microbombs dans 1 mL de solution saline.
      REMARQUE : Assurez-vous d’utiliser des pointes d’aiguille de 18 G pour prendre et injecter avec l’ensemble d’infusion ailé.
    2. Inversez la seringue plusieurs fois pour obtenir une distribution uniforme de microbobouillages. Attachez et remplissez ensuite l’ensemble d’infusion ailé. Placez la seringue sur la pompe à perfusion et réglez la pompe à perfusion pour livrer 0,2 mL à une vitesse de 6 mL/h. Ceci fournira l’infusion lente des microbubbles au-dessus de l’exposition fus de 2 minutes.
    3. Insérez l’aiguille ailé dans le bouchon de cathéter.
  14. Tout d’abord, faire fonctionner la pompe à perfusion, attendre 3 s et commencer le traitement FUS en appuyant sur le bouton de sortie activer sur le générateur de fonction (étiqueté "sur" sur le générateur de fonction dans la table des matériaux). Répétez ces deux fois par région avec 5 min entre les deux pour permettre aux microbubbles de se dégager.
    1. Appuyez à nouveau sur le bouton sur le générateur de fonction pour arrêter le traitement FUS lorsque la pompe à perfusion s’arrête à 2 min.
    2. Attendez 5 min pour que les microbobouillages se dégagent. Ensuite, commencer l’infusion et le deuxième traitement FUS.
    3. Immédiatement après le deuxième traitement fus, injecter le contraste de gadobutrol (si utilisant MRI) et l’agent d’intérêt, par exemple, les particules virales. Le volume total livré de tous les agents ne doit pas dépasser 5 mL/kg.
      REMARQUE : Le moment de la livraison (p. ex., avant ou après l’ouverture du FUS BBB) de l’agent d’intérêt peut varier selon l’agent utilisé.
  15. Éteignez l’ampli électrique RF et transportez immédiatement l’animal à l’IRM.

5. Confirmation IRM de l’ouverture de BBB

  1. Si l’IRM n’est pas disponible, passez à la section 6 et utilisez l’expression EBD pour confirmer l’ouverture du BBB.
  2. Remettre l’animal sur le lit de l’IRM exactement au même endroit qu’à l’étape 3.7 et brancher la ligne d’anesthésie.
  3. Recueillir les analyses post IRM avec les mêmes paramètres d’imagerie utilisés à l’étape 3.7 pour visualiser l’amélioration de l’IRM gadobutrol dans la région de l’ouverture BBB (Figure 3b,e).

6. Perfusion et collecte de tissus

  1. Perfuser l’animal avec de la formaline froide de 4% jusqu’à ce que le sang soit complètement clair.
  2. Retirez le cerveau et placez-le dans 4% de formaline ou de PFA à 4 °C pendant la nuit. Ensuite, placez le cerveau dans la solution de saccharose à 30% jusqu’à ce que le cerveau coule (environ 2-3 jours). Enfin, congeler le flash dans l’azote liquide ou sur la glace sèche et conserver à -80 °C jusqu’à ce que la cryosection.
  3. Congeler le cerveau en OCT et prendre des cryosections.
  4. Fixer et couvre les sections pour la microscopie par fluorescence. L’excitation de l’EBD culmine à 470 et 540 nm et les pics d’émission à 680 nm. Coverslip avec support de montage DAPI afin de visualiser la morphologie cellulaire globale.

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Résultats

Ici, nous démontrons que l’échographie focalisée avec des microbobouillis peut induire l’ouverture localisée de BBB utilisant les paramètres spécifiés ci-dessus avec le transducteur d’immersion de basse puissance (figure 3) et le transducteur fus (figure 4). Tout d’abord, dans les premières expériences, le transducteur d’immersion de faible puissance a été ciblé sur un hémisphère cérébral antérieur (figure 3b) ou médial (

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Discussion

Ici nous avons décrit une approche de benchtop au microbubble a aidé FUS BBB ouverture avec des approches alternatives comprenant, deux transducteurs différents et méthodes pour le ciblage intracrânal avec et sans guidage de MRI. Actuellement, afin d’établir l’ouverture fus BBB guidée par IRM dans le laboratoire, il ya la possibilité d’acheter d’excellents appareils prêts à l’emploi qui fournissent des résultats hautement standardisés et reproductibles avec des interfaces conviviales. Cependant, de nombreux laboratoires ...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Cette recherche a été appuyée en partie par une subvention du FNSE pour l’infrastructure de recherche EPSCoR à l’Université Clemson (1632881). En outre, cette recherche a été soutenue en partie par le Civitan International Research Center, Birmingham, AL. Les auteurs reconnaissent avec gratitude l’utilisation des services et des installations de l’Université de l’Alabama à Birmingham Small Animal Imaging Shared Facility Grant [NIH P30 CA013148]. Les auteurs reconnaissent Rajiv Chopra pour son soutien et ses conseils.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Agitateur de bullesLantheus Medical ImagingVMIXVIALMIX, dispositif d’actionnement utilisé pour activer les microbulles Definity
Bouchon de cathéter / Capuchond’injection Technologies d’infusion SAINuméro de pièce : ICBouchon de cathéter / Capuchon d’injection
Evans bleu colorantSigmaE2129-10GEvans bleu
colorant Générateur de fonctionTektronixAFG3022BDual channel, 250 MS/s,
transducteur FUS 25 MHz, 1,1 MHzFUS InstrumentsTX-110Transducteur à ultrasons sphérique à focalisation sphérique compatible avec l’IRM 1 MHz avec un hydrophone
Coussin chauffant pour souris et rats KentScientificPS-03Coussin chauffant - PhysioSuite pour souris et rats
Pompe à perfusionKD Scientific780100KDS 100 Legacy Pompe à perfusion à seringue unique
Kapton tapeGizmo Dorkshttps://www.amazon.com/dp/B01N1GGKRC/
ref=cm_sw_em_r_mt_dp_U_GbR7Db56HKD91		Gizmo Ruban Kapton Dorks (Polyimide) pour imprimantes 3D et impression, 8 x 8 pouces, 10 feuilles par paquet
Transducteur d’immersion basse consommation, Sonde d’immersion 1MHzOlympusV303-SU, 1 MHz, 0,50 in. Diamètre de l’élément, style de boîtier standard, connecteur UHF droit, F = 0.80IN PTF
Ensembles d’aimantsWINOMOhttps://www.amazon.com/dp/B01DJZQJBG/
ref=cm_sw_em_r_mt_dp_U_JYQ7DbM32E5QC		WINOMO 15mm Sew In Fermoirs de sac magnétiques pour couture Scrapbooking - 10 ensembles
Amplificateur RFE& IA07575W
Cathéter veineux de queueBD382512/ Fisher Article : NC122851324g BD Insyte Autoguard cathéters IV blindés (non ailés)
Microbulles de contraste à ultrasonsLantheus Medical ImagingDE4, DE16DEFINITY (Perflutren Lipid Microsphere)
Gel à ultrasonsAquasonichttps://www.amazon.com/dp/B07FPQDM4F/
ref=cm_sw_em_r_mt_dp_U_D6Q7Db3J9QP7P		Gel à ultrasons Aquasonic 100 Transmission 1 Litre Squeeze
Bottle Sets de perfusion ailés, 22ga.Fisher Healthcare22-258087Terumo Surflo Winged Infusion Sets
Logiciel de contrôleur de moteurN/AN/A N/A Logicielpersonnalisé écrit en LabView pour le contrôle de l’environnement d’exécution du contrôleur de moteur Velmex
pour le logiciel de contrôleur de moteurNational InstrumentsMoteur d’exécution LabView version 2017 ou supérieurehttps://www.ni.com/en-us/support/downloads/software-products/download.labview.html
Actionneur de platine linéaire 3 axes (positionneur XYZ)Boulons Velmex Velmex
MB-1Boulon BiSlide 1/4-20x3/4" Vis d’assemblage à six pans SOCKET (paquet de 10), Qté :3
contrôleur de moteurVelmexVXM-3Control,Commande de moteur pas à pas programmable 3 axes
, Qté :1 taquets de montageTaquet VelmexMC-2, 2 trous BiSlide, Qté :6
taquets de montageVelmexMC-2Taquet, BiSlide 2 trous, Qté :2
convertisseur usb vers sérieVelmexVXM-USB-RS232Câble de communication série USB vers RS232 10ft, Qté :1
platine linéaire sur l’axe xVelmexMN10-0100-M02-21BiSlide, course=10 pouce, 2 mm/tr, limites, NEMA 23, Qté :1
moteur pas à pas sur l’axe xVelmexPK266-03A-P1Vexta Type 23T2, moteur pas à pas à arbre unique, quantité :1
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Références

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