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Article de méthode

Transplantation orthotopique de tumeurs mammaires comme modèles précliniques pour le cancer du sein

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DOI :

10.3791/61173

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18 mai 2020

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Molecular and Cellular Biology, Baylor College of Medicine, 2Lester and Sue Smith Breast Center, Baylor College of Medicine, 3Dan L. Duncan Cancer Center, Baylor College of Medicine

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Les modèles de xénogreffes dérivées de patients (PDX) et les modèles murins génétiquement modifiés transplantables récapitulent fidèlement les maladies humaines et sont des modèles préférés pour la recherche fondamentale et translationnelle sur le cancer du sein. Ici, une méthode est décrite pour transplanter orthotopiquement des fragments de tumeur mammaire dans le coussinet adipeux mammaire afin d’étudier la biologie tumorale et d’évaluer la réponse médicamenteuse.

Résumé

Les modèles précliniques qui récapitulent fidèlement l’hétérogénéité tumorale et la réponse thérapeutique sont essentiels pour la recherche translationnelle sur le cancer du sein. Les lignées cellulaires immortalisées sont faciles à cultiver et à modifier génétiquement pour étudier les mécanismes moléculaires, mais la pression sélective de la culture cellulaire conduit souvent à des altérations génétiques et épigénétiques au fil du temps. Les modèles de xénogreffes dérivées du patient (PDX) récapitulent fidèlement l’hétérogénéité et la réponse médicamenteuse des tumeurs mammaires humaines. Les modèles PDX présentent une latence relativement courte après la transplantation orthotopique qui facilite l’étude de la biologie de la tumeur mammaire et de la réponse aux médicaments. Les modèles murins génétiquement modifiés transplantables permettent l’étude de l’immunité tumorale du sein. Le protocole actuel décrit la méthode de transplantation orthotopique de fragments de tumeur mammaire dans le coussinet adipeux mammaire, suivie de traitements médicamenteux. Ces modèles précliniques fournissent des approches précieuses pour étudier la biologie des tumeurs du sein, la réponse aux médicaments, la découverte de biomarqueurs et les mécanismes de résistance aux médicaments.

Introduction

La plupart des décès par cancer du sein peuvent être attribués à une maladie récurrente résistante aux thérapies conventionnelles1,2. L’hétérogénéité inter- et intra-tumorale des cancers du sein contribue à la résistance au traitement. De plus, l’hétérogénéité tumorale peut empiétiser sur un pronostic précis et remettre en question la prise en charge de la maladie3,4. L’identification de biomarqueurs prédictifs de la réponse améliorera considérablement les résultats cliniques des patientes atteintes d’un cancer du sein. Même si la plupart des types de cancer du sein sont des tumeurs immunologiquement « froides » qui ne répondent probablement pas à l’immunothérapie, les inhibiteurs du point de contrôle immunitaire se sont révélés prometteurs dans les essais cliniques2,5. Par exemple, un essai de phase III a montré une amélioration de la survie sans maladie (DFS) et des preuves préliminaires que l’atezolizumab (anticorps monoclonal contre PD-L1) associé au nab-paclitaxel peut fournir un bénéfice de survie globale par rapport au nab-paclitaxel seul dans les tumeurs présentant une coloration PD-L1 à ≥1%6. Le développement de thérapies qui sensibilisent les tumeurs mammaires à l’immunothérapie révolutionnera les schémas thérapeutiques.

Les modèles précliniques qui récapitulent fidèlement l’hétérogénéité du cancer du sein humain et la réponse aux médicaments sont essentiels pour étudier la biologie tumorale et identifier les biomarqueurs potentiels pour un traitement ciblé. Les lignées cellulaires immortalisées sont largement utilisées pour la recherche sur le cancer du sein, car ces lignées cellulaires sont faciles à cultiver et à modifier génétiquement pour étudier les mécanismes moléculaires. Cependant, en raison de la pression sélective de la culture cellulaire à long terme in vitro, une dérive génétique peut se produire au fil du temps et les lignées cellulaires du cancer du sein peuvent comporter des altérations génomiques spécifiques à la lignée cellulaire qui sont distinctes des aberrations dans les tumeurs mammaires primaires7,8,9.

Les morceaux tumoraux de xénogreffe dérivés du patient (PDX) sont capables de récapituler l’hétérogénéité de la maladie humaine et sont histologiquement et immunohistochimiquement similaires à la tumeur d’origine10,11,12,13,14,15, 16,17,18,19,20,21,22 ,23,24,25,26,27,28,29. Il est important de savoir que les modèles PDX sont phénotypiquement stables sur plusieurs transplantations, comme en témoignent l’histologie, le transcriptome, le protéome etl’analysegénomique 10,11,12,13,14,15,16,17,18 ,19,20,21,22 ,23,24,25,26,27,28,29. Les modèles PDX montrent des réponses au traitement comparables à celles observées cliniquement10,11,12,13, 14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24, 25,26,27,28,29. Des modèles PDX pour les modèles PDX positifs aux récepteurs des œstrogènes (ER+),positifs aux récepteurs de la progestérone (PR+),positifs au facteur de croissance épidermique 2 (ERBB2+,HER2+)et triple négatifs du cancer du sein (CSTN) ont été établis et constituent une excellente plate-forme pour tester les thérapies endocriniennes, chimio et ciblées. Cependant, l’une des principales mises en garde des modèles PDX à l’heure actuelle est l’absence d’un système immunitaire fonctionnel chez la souris.

Les modèles murins génétiquement modifiés (GEMM), tels que les modèles de surexpression Trp53 homozygotes null, cMyc, Wnt1, PyMT ou Her2, permettent d’étudier l’initiation, la progression et les métastases tumorales spontanées dans le contexte d’un système immunitaire intact. Cependant, la latence tumorale est longue, ce qui rend difficile la réalisation d’essais précliniques avec plusieurs bras30,31. Cependant, GEMM peut être transplanté sur des hôtes syngéniques pour générer un nombre suffisant de tumeurs qui récapitulent étroitement les tumeurs humaines32,33,34,35,36,37,38,39,40,41,42,43,44,45, 46,47,48,49,50,51,52,53,54,55. Par exemple, l’épithélium mammaire d’une souris BALB/c p53-null a été transplanté dans les coussinets graisseux nettoyés de souris receveuses syngéniques de type sauvage pour former des tumeurs primaires, qui peuvent être transplantées dans des hôtes syngéniques56,57. Les tumeurs p53-null ont récapitulé différents sous-types de tumeurs humaines.

La combinaison de modèles PDX et de GEMM transplantables fournit des outils précliniques précieux pour étudier la biologie des tumeurs mammaires, la réponse aux médicaments et l’immunité antitumorale. Dans le protocole actuel, une méthode de transplantation orthotopique de fragments tumoraux PDX et GEMM dans le coussinet adipeux mammaire de la souris est décrite. Ces modèles se prêtent à des passages en série et conservent généralement un phénotype stable. Pour atténuer le risque de dérive génétique ou de perte d’hétérogénéité entre les passages au fil du temps, plusieurs fragments de tissus sont cryoconservés à chaque passage pour une transplantation ultérieure dans le cas où des changements biologiques ou morphologiques sont observés au fil du temps29,58.

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Protocole

Tous les protocoles utilisant des animaux ont été examinés et approuvés par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC). Les fragments tumoraux, d’une taille d’environ 1−2 mm3, proviennent de stocks congelés de manière viable obtenus à partir de la xénogreffe dérivée du patient et du noyau de modèles in vivo avancés du Baylor College of Medicine.

1. Préparation de fragments de tumeur mammaire cryoconservés pour la transplantation

  1. Transférer le cryovial avec des fragments de tumeur de l’azote liquide dans un bain-marie à 37 °C.
  2. Agiter le cryovial avec un léger coup occasionnel pendant la décongélation.
  3. Une fois le tissu décongelé, sortez le cryovial du bain-marie et mélangez par inversion douce.
  4. Sécher l’extérieur du cryovial et vaporiser avec de l’éthanol à 70%. Transférez-le sur une hotte de biosécurité.
  5. Transférer les tissus tumoraux décongelés dans un tube conique de 15 mL rempli de 10 mL de milieu Eagle modifié (DMEM) froid de Dulbecco. Bien mélanger en inversant le tube. Laissez les fragments de tissu se déposer au fond du tube.
  6. Aspirer le surnageant et le resussaisir dans 10 mL de DMEM froid. Bien mélanger en inversant le tube. Laissez les fragments de tissu se déposer au fond du tube.
  7. Aspirer le surnageant et le resussaisir dans 10 mL de DMEM froid. Placez le tube sur de la glace.
    REMARQUE: Le tissu est prêt pour la transplantation.

2. Collecte et préparation de la tumeur mammaire fraîche pour la transplantation

  1. Euthanasier la souris porteuse de tumeur du sein.
    REMARQUE: L’hôte PDX peut être des souris femelles SCID / Beige, NSG ou NRG tandis que dans l’étude actuelle, des souris femelles Balb / c âgées de 3 à 5 semaines sont utilisées.
  2. Vaporiser la région tumorale de la souris euthanasiée avec 70% d’éthanol.
    REMARQUE: Essayez d’éviter les cheveux avec l’échantillon de tumeur qui pourraient causer la contamination des fragments de tumeur pour le cryostorage ou la transplantation.
  3. Avec une pince dentelée pour pincer et soulever la peau entourant la tumeur, utilisez des ciseaux pour faire une courte incision.
  4. Séparez la tumeur de la peau avec les ciseaux pour disséquer toute la tumeur de la souris hôte. Coupez tout tissu de coussinet adipeux de souris restant de la surface externe de la tumeur. Placez la tumeur dans un tube conique de 15 mL rempli de 5 mL de DMEM froid.
    REMARQUE: Utilisez des tumeurs d’une taille maximale de 1 cm de diamètre, car les tumeurs plus grandes sont susceptibles de contenir des noyaux nécrotiques.
  5. Dans une hotte de biosécurité, transférer la tumeur disséquée dans une boîte de Petri stérile de 10 cm contenant suffisamment de DMEM pour éviter le dessèchement.
  6. Couper la tumeur en 1 mm3 fragments avec scalpel ou lame dans des conditions aseptiques.
    REMARQUE: Le scalpel ou la lame doit être exposé sous UV dans la hotte de biosécurité pendant au moins 20 minutes avant utilisation.
  7. Transférer les fragments tumoraux dans un tube conique de 15 mL rempli de DMEM froid. Placez le tube sur de la glace.
    REMARQUE: Le tissu est prêt pour la transplantation. Les fragments tumoraux disséqués de l’étape 2.4 peuvent être, 1) congelés dans de l’azote liquide pour l’extraction de protéines et d’ARN / ADN, 2) fixés avec 4% de paraformaldéhyde (PFA) ou 10% de for formel tamponné neutre (NBF) pour l’analyse de l’hématoxyline et de l’éosine (H & E) et de l’immunohistochimie (IHC), ou 3) cryoconservés dans un milieu de congélation de 1,25 mL (10% de diméthylsulfoxyde [DMSO], 40 % de DMEM et 50 % de sérum fœtal bovin [FBS]) par congélation lente dans un congélateur à -80 °C pendant la nuit, puis transfert dans de l’azote liquide pour un stockage à long terme.

3. Préparer l’animal à la chirurgie

  1. Pour la gestion de la douleur chez les animaux, injecter par voie sous-cutanée de buprénorphine à libération prolongée 60 minutes avant la chirurgie à une dose de 1 mg / kg ou suivre le guide de l’établissement pendant 72 h de couverture analgésique.
  2. Mettre en place le bloc opératation selon les directives institutionnelles pour les chirurgies aseptiques.
  3. Anesthésier une femelle de 4 semaines dans une chambre d’induction de l’appareil d’anesthésie à l’isoflurane à raison d’environ 11,25 mL / h. Transférez la souris dans la zone d’intervention, sur la planche de chirurgie stérile (caoutchouc de silicone), où elle recevra une anesthésie à travers un petit masque facial. Mettez la souris sur le dos et collez les jambes dans leurs positions naturelles.
    REMARQUE: SCID / Beige, NSG ou NRG sont utilisés pour PDX et Balb / c est utilisé pour les modèles de greffe GEMM.
  4. Appliquez une pommade ophtalmique sur les yeux pour prévenir la sécheresse.
  5. Confirmez le niveau approprié de sédation par pincement des orteils.
    REMARQUE: Aucune réponse / mouvement de l’animal indique que l’animal est suffisamment anesthésique et prêt pour la chirurgie.
  6. Rasez la souris sur le bas-ventre, en particulier la région autour du quatrième mamelon où la chirurgie aura lieu.
  7. En utilisant un mouvement circulaire et en commençant au centre du site chirurgical, travaillez vers les bords extérieurs avec un gommage chirurgical à la povidone-iode, suivi de l’élimination de la povidone-iode avec un tampon à 70% d’isopropyléthanol. Répétez deux fois de plus.

4. Transplantation de fragments tumoraux dans le quatrième coussinet adipeux mammaire (inguinal)

  1. Utilisez un drap chirurgical stérile pour couvrir le corps de l’animal, à l’exception du site d’incision.
    REMARQUE: Confirmez le niveau approprié de sédation par pincement des orteils avant de faire l’incision.
  2. À l’aide de pinces dentelées, pincez et soulevez la peau au niveau du mamelon n ° 4.
  3. Avec le côté émoussé vers le bas, utilisez des ciseaux pour faire une courte incision parasagittale (environ 1 cm), du mamelon n ° 4 vers la tête.
  4. À l’aide d’un applicateur à pointe de coton, séparez la peau du péritoine du côté médial de l’incision.
  5. Tout en tenant le côté latéral de l’incision, pelez doucement le tampon adipeux mammaire n ° 4 de la peau en utilisant le même écouvillon.
  6. Une fois le coussinet adipeux séparé, épinglez la peau avec une aiguille de 27 G près du corps de l’animal.
  7. S’il est expérimentalement nécessaire de nettoyer le coussinet graisseux de l’épithélium mammaire endogène de la souris, effectuez les étapes suivantes.
    1. À l’aide de la pince dentelée, étendez doucement le coussinet adipeux loin du corps et localisez le ganglion lymphatique inguinal, qui se trouve sous les points d’intersection des principaux vaisseaux de la glande (près de l’endroit où le forceps tiendra la glande).
    2. Cautériser soigneusement les vaisseaux médiaux au ganglion lymphatique et la graisse rejoignant les quatrième et cinquième coussinets de graisse qui forment une zone triangulaire.
      REMARQUE: Éteignez temporairement la source d’oxygène pour cette étape.
    3. À l’aide de ciseaux à micro-dissection, coupez chaque vaisseau cautérisé un à la fois (pour vous assurer qu’il n’y a pas de saignement après chaque coupure) jusqu’à ce que la section du coussinet adipeux qui contient le ganglion lymphatique soit enlevée.
    4. Jetez le tissu du coussinet adipeux « nettoyé ».
  8. Tenez le quatrième coussin de graisse mammaire à l’aide de pinces de séparation émoussées. Avec l’autre main, insérez la pointe fermée de la pince fine inclinée au milieu du coussinet adipeux au-dessus du vaisseau restant et près de la paroi du péritoine. Ouvrez lentement les pinces pour faire une petite poche. Retirez les pinces fines inclinées du coussinet adipeux.
  9. À l’aide de la pince fine inclinée, prenez un morceau de fragment de tumeur et insérez-le dans la poche.
  10. Ouvrez lentement les pointes de la pince pour libérer le fragment de tumeur dans la poche du coussinet adipeux.
  11. Retirez soigneusement les pinces fines inclinées.
    REMARQUE: Regardez la poche pour confirmer que le fragment de tumeur reste dans la poche du coussinet adipeux mammaire lors du retrait de la pince. Les tumeurs peuvent être implantées dans les deux coussinets graisseux controlatéraux lorsque l’excès de tissu tumoral est nécessaire pour des expériences ou des opérations bancaires. Les animaux avec des greffes recto-verso ne sont pas recommandés pour les études de traitement en raison des interactions connues entre les tumeurs controlatérales. Alternativement, un dispositif de trocart peut être utilisé pour le processus d’implantation.
  12. En partant de la base de l’incision, collectez la peau de chaque côté à l’aide de la griffe et de la pince dentelée. Rapprochez les deux côtés et soulevez légèrement pour préparer la peau à l’application du clip de plaie. Décurez les bords de l’incision avec la pince à griffes et pincez les bords ensemble pour former une surface continue au sommet.
  13. En tenant les deux côtés ensemble avec une pince dentelée, utilisez l’applicateur de clip de plaie pour placer un clip de plaie au centre de l’incision. Si nécessaire, appliquez de l’adhésif tissulaire aux extrémités de l’incision afin de les garder fermées et sécurisées.
  14. Placez l’animal dans une cage propre qui se trouve sur une surface chauffante. Surveillez les saignements, les signes de déhiscence et la douleur pendant la période postchirurgicale. L’animal doit être debout et se déplacer dans les minutes qui ont suivi la réchirurgie.
  15. Portez une attention particulière au site d’incision et à la santé globale des animaux pendant au moins 3 jours après la chirurgie. Suivez les directives institutionnelles pour la gestion de la douleur.
  16. Nettoyez les outils chirurgicaux pendant 10 s dans un stérilisateur de perles de verre avant de poursuivre la prochaine greffe. Attendez que les outils refroidissent avant de les utiliser.
  17. Répétez les étapes 4.1-4.15 jusqu’à ce que toutes les souris soient transplantées.
    REMARQUE: Une supplémentation en œstrogènes est nécessaire pour les tumeurs ER+, qui peuvent être fournies par l’eau ou des pastilles à libération lente59.

5. Surveillance de la croissance tumorale en réponse au traitement médicamenteux

REMARQUE: Les tumeurs palpables des PDX transplantables établis et des tumeurs p53-null prennent entre 2 semaines et 8 semaines à se développer après la chirurgie, en fonction des taux de croissance tumorale intrinsèques.

  1. Mesurez les tumeurs en deux dimensions à l’aide d’étriers deux fois par semaine. Calculez le volume à l’aide de la formule suivante :
    Volume tumoral (mm3)= L2 x L/2
    où W est la largeur et L est la longueur de la tumeur.
  2. Commencer le traitement médicamenteux lorsque le volume de la tumeur atteint 150−300 mm3.
    REMARQUE: Selon la propriété des médicaments, le gavage oral ou l’injection intrapéritonéale peut être utilisé pour délivrer les médicaments.
  3. Prélever des échantillons de tumeurs et effectuer la coloration IHC60,l’isolement des protéines et de l’ARN / ADN et le phénotypage immunitaire61 à diverses fins. Prélever du sang et effectuer un phénotypage immunitaire ou l’utiliser pour des études pharmacocinétiques / pharmacodynamiques.

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Résultats

La figure 1 montre l’équipement (Figure 1A) et les principales procédures ( Figure1B) de la transplantation orthotopique. La figure 2 montre la caractérisation d’une tumeur PDX transplantée (MC1). Des fragments tumoraux (1 mm3)du modèle MC1 ont été transplantés dans le coussinet de graisse n ° 4 de souris SCID / Beige. Un mois...

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Discussion

Pour réduire les variations de la croissance tumorale entre les animaux, il est essentiel de couper le tissu tumoral en fragmentsde 1 mm 3 pour la transplantation. Les modèles qui développent des tissus mous sont plus difficiles à travailler et les fragments tumoraux doivent être coupés légèrement plus grands (1−2 mm3). Lorsque vous placez le tissu dans la poche du coussin adipeux mammaire, veillez à ne pas diviser le tissu en plusieurs morceaux, car cela entraînerait de multiples petites tumeurs ou...

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Déclarations de divulgation

MTL est le fondateur d’un commanditaire de StemMed, Ltd. et fondateur et gestionnaire de StemMed Holdings, son commandité. MTL est l’un des fondateurs et des actionnaires de Tvardi Therapeutics, Inc. LED est un employé rémunéré de StemMed, Ltd.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par les National Institutes of Health (R37CA228304 et R01HL146642 à Xi Chen, CA148761 à Jeffrey M. Rosen), le Département de la Défense des États-Unis (W81XWH-19-1-0524 à Xi Chen, W81XWH-19-1-0035 à Xiangdong Lv), l’American Cancer Society (RSG-18-181-01-TBE à Xi Chen) et le Cancer Prevention and Research Institute of Texas (RR150009 CPRIT Scholar in Cancer Research Award à Xi Chen), la xénogreffe dérivée du patient et les modèles in vivo avancés Core au Baylor College of Medicine (financement du RP170691 CPRIT Core Facility Award et de la subvention de soutien du centre de cancérologie NCI-CA125123 P30).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
1 mg/mL Buprénorphine-SRZooPharm (via vétérinaires BCM)Seringue stérile
26GBD148232E
Stérile Bétadine ScrubFisher19-027132
Cotons-tiges VWRInternational Laboratory89031-272DMEM stérile
FisherMT 10-013-CMStérile
électrique rasoirOster78005-050
Stérilisateur à billes de verre (Germinator)Roboz Surgical StoreDS-401
Lubrifiant pommade ophtalmiqueAkorn Animal Health17478-062-35
Micro pince de dissection ; Dentelée, angulaire (pince régulière)Roboz Surgical StoreRS-5139Micro
dissection stérile Ciseaux à ressort (coupe-coussinet de graisse)Roboz Surgical StoreRS-5658BTMicro pince stérile
(pince de placement de tissus)Roboz Surgical StoreRS-5069Boîte
PétriFisher08-757- 100D
Champ stérilestérile Sai Technologie de perfusionPSS-SD1
Ciseaux de chirurgieRoboz Surgical StoreRS-5960stériles
(pince à griffes)Roboz Surgical StoreRS-5158
Applicateur de pinceBD Autoclip Wound System01-804
Stérile Extractible de pince à plaieBD Autoclip Wound System01-804-15Stérile
Clips de plaieBD Autoclip Wound System01-804-5Stérile
de stérile stérile Pince à tissus stérile

Références

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