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Article de méthode

Tests à haut débit des limites thermiques critiques chez les insectes

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DOI :

10.3791/61186

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15 juin 2020

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1Department of Entomology, University of Kentucky

Dans cet article

Résumé

Les limites thermiques peuvent prédire les environnements que les organismes tolèrent, ce qui est une information précieuse face au changement climatique rapide. Décrits ici sont des protocoles à haut débit pour évaluer les minima thermiques critiques et le temps de choc thermique chez les insectes. Les deux protocoles maximisent le débit et minimisent le coût des tests.

Résumé

Les limites thermiques supérieures et inférieures des plantes et des animaux sont d’importants prédicteurs de leur performance, de leur survie et de leur répartition géographique, et sont essentielles pour prédire les réponses au changement climatique. Ce travail décrit deux protocoles à haut débit pour mesurer les limites thermiques des insectes : l’un pour l’évaluation des minima thermiques critiques (CTmin),et l’autre pour évaluer le temps d’arrêt de la chaleur (KDT) en réponse à un facteur de stress thermique statique. Dans le test ctmin, les individus sont placés dans une colonne à veste acrylique, soumis à une rampe de température décroissante, et comptés comme ils tombent de leurs perchoirs à l’aide d’un capteur infrarouge. Dans le test de chaleur KDT, les individus sont contenus dans une plaque de puits 96, placé dans un incubateur réglé à une température stressante et chaude, et vidéo enregistrée pour déterminer l’heure à laquelle ils ne peuvent plus rester debout et se déplacer. Ces protocoles offrent des avantages par rapport aux techniques couramment utilisées. Les deux essais sont peu coûteux et peuvent être effectués relativement rapidement (~2 h). Le test CTmin réduit l’erreur de l’expérimentateur et peut mesurer un grand nombre d’individus à la fois. Le protocole KDT de chaleur génère un enregistrement vidéo de chaque essai et supprime ainsi le biais d’expérimentateur et la nécessité de surveiller en permanence les individus en temps réel.

Introduction

Limites thermiques des insectes
La variation des conditions environnementales, y compris la température, est un facteur important influençant la performance, la condition physique, la survie et la répartition géographique des organismes1,2. Les limites thermiques supérieures et inférieures déterminent l’éventail théorique des environnements qu’un organisme peut tolérer et, par conséquent, ces limites sont d’importants prédicteurs des distributions végétales et animales, en particulier face au changement climatique3,4. Ainsi, les protocoles de mesure des limites thermiques sont des outils importants pour les écologistes, les physiologistes, les biologistes évolutionnistes et les biologistes de la conservation, entre autres.

En tant qu’animaux terrestres les plus abondants et les plus diversifiés, les insectes sont fréquemment utilisés pour mesurer les limites thermiques. Les maxima thermiques critiques (CTmax)et les minima thermiques critiques (CTmin)sont couramment utilisés pour évaluer les variations intra- et interspécifiques de la tolérance thermique5,,6,7. Bien que CTmax et CTmin puissent être mesurés pour plusieurs phénotypes, y compris la croissance, la production reproductrice et le comportement, ils sont le plus souvent appliqués à la fonction locomotrice5,,6,7. Ainsi, CTmax (également appelé température de la chaleur knockdown) et CTmin sont souvent définis comme les températures élevées et basses à laquelle les insectes perdent la fonction motrice et sont incapables de rester debout5,6,7,8,9,10,11. CTmin coïncide avec le début du coma froid, une paralysie réversible provoquée par des températures froides6. Alors que la paralysie aux limites thermiques est souvent réversible, l’exposition continue à ces températures conduit à la mort écologique5.

Méthodes courantes de mesure des limites thermiques
Une variété d’appareils ont été utilisés pour mesurer les limites thermiques (résumé dans Sinclair et al.) 6. En bref, les insectes sont chauffés ou refroidis dans des incubateurs12,13, conteneurs immergés dans des bains fluides11,14,15,16, blocs d’aluminium10,17, ou conteneurs à veste18, et surveillés jusqu’à ce que la locomotion cesse. Pour surveiller les insectes pendant l’essai, la méthode la plus courante est l’observation directe, dans laquelle les individus sont surveillés en permanence en temps réel ou rétrospectivement avec la vidéo enregistrée6,9,10,11,15,17. Bien que les méthodes d’observation directe aient des exigences minimales en matière d’équipement, elles exigent beaucoup de main-d’œuvre et limitent le débit. Alternativement, les insectes peuvent être observés indirectement en recueillant des individus à des moments discrets comme ils tombent de perchoirs6,19,20,21 ou en utilisant des moniteurs d’activité13.

Les méthodes indirectes de mesure des limites thermiques sont généralement plus élevées et potentiellement moins sujettes aux erreurs que les méthodes d’observation directe. La méthode la plus courante de surveillance indirecte utilise une colonne à température contrôléeveste 6,,8,19,20,21. Les insectes sont placés à l’intérieur d’une colonne avec des perchoirs, et la température de la chambre intérieure est contrôlée par le pompage du liquide d’un bain fluide à température contrôlée à travers la doublure veste de la colonne. Les individus qui atteignent leur limite thermique tombent de leur perchoir et sont recueillis à des températures discrètes ou à des intervalles de temps. Bien que cette méthode fonctionne bien pour CTmin, il a été jugé inapproprié pour CTmax, parce que les mouches volontairement sortir du fond de la colonne lorsque la température augmente. La nouvelle méthode décrite ici contourne ce problème en contenant individuellement des mouches lors de mesures automatisées.

En plus de la méthode d’observation, deux types de régimes de température sont couramment utilisés pour évaluer les limites thermiques supérieures. Les essais dynamiques consistent à augmenter progressivement la température jusqu’à ce que la fonction motrice soit perdue; cette température est la dynamique CTmax7,8,9,13. En revanche, les tests statiques se composent d’une température stressante constante jusqu’à ce que la fonction motrice soit perdue; ce point de temps est le temps de la chaleur knockdown (chaleur KDT), également appelé le statique CTmax (sCTmax) dans un article récent par Jørgensen et al.7,8,9,16,22. Bien que les tests de CTmax et de knockdown thermique (essais de chaleur KD) produisent des métriques avec des unités différentes, la modélisation mathématique des deux traits indique qu’ils donnent des informations comparables sur la tolérance à la chaleur et sont tous deux écologiquement pertinents8,9. Les essais dynamiques donnent une température qui peut être comparée aux conditions environnementales, et ils sont préférables lorsqu’il y a de grandes différences dans la tolérance à la chaleur, comme les comparaisons entre les espèces ayant des niches thermiques très différentes. Toutefois, en raison du Q10 élevé pour l’accumulation de blessures par la chaleur, un test statique peut être préférable pour détecter de petites tailles d’effet, telles que la variation intraspécifique de la tolérance thermique9. En outre, pratiquement parlant, un test statique nécessite un équipement moins sophistiqué qu’un test dynamique.

Objectif
L’objectif de cet article est de formaliser les méthodes de ctmin et de tests de chaleur KD qui peuvent être utilisés dans des recherches futures pour évaluer les limites thermiques des insectes motiles. Les protocoles sont adaptés à partir de méthodologies établies précédemment et sont conçus pour être à haut débit, automatisés et rentables. Les deux essais peuvent être effectués en peu de temps (~2 h), ce qui signifie que plusieurs expériences peuvent être menées en une seule journée, produisant de grandes quantités de données sans sacrifier la répétabilité ou la précision. Avec cette configuration, la tolérance thermique de 96 mouches peut être mesurée simultanément, tandis que la colonne de CTmin peut contenir plus de 100 mouches, à condition qu’il y ait une surface adéquate pour se percher.

La méthode de haut débit pour observer CTmin modifie la méthodologie commune de colonne de veste avec l’ajout d’un capteur infrarouge pour compter automatiquement les mouches. L’utilisation d’un capteur infrarouge pour le comptage a été proposée pour la première fois par Shuman et coll. en 199623, mais n’a pas été largement adoptée. L’ajout du capteur infrarouge permet la production de données continues plutôt que de recueillir des données à intervalles distincts. Ce protocole minimise également l’erreur de l’expérimentateur en éliminant la saisie manuelle des données et la nécessité de commuter manuellement les tubes de collecte sous la colonne jacked à des points de temps discrets.

La méthode à haut débit pour l’enregistrement de la chaleur KDT est modifiée à partir de deux études antérieures de tolérance à la chaleur chez les insectes10,12. Les mouches individuelles sont stockées dans une plaque de puits de 96 dans un incubateur à température contrôlée et la vidéo est enregistrée. Ce protocole minimise le biais de l’expérimentateur dans la détermination de la chaleur KDT parce que les expériences peuvent être examinées et vérifiées en jouant en arrière de l’enregistrement. Ce protocole fournit également un ensemble de scripts Python personnalisés qui peuvent être utilisés pour accélérer l’analyse vidéo. L’utilisation de puits individuels élimine les interférences qui peuvent se produire lorsque d’autres personnes se déplacent ou tombent, ce qui peut être un problème lorsque des groupes d’individus sont observés dans le même aréna10,17. En outre, l’incubateur à température contrôlée fournit une température stable sur les 96 puits, contrairement au gradient de température parfois observé à travers un bloc d’aluminium à température contrôlée10. Notez également que la méthode d’enregistrement 96 puits peut être adaptée pour mesurer la dynamique CTmax et potentiellement CTmin (voir Discussion).

Pour démontrer chaque protocole, les limites thermiques des femelles adultes Drosophila melanogaster de certaines lignes du Drosophila melanogaster Genetic Reference Panel (DGRP) ont été comparées24. Ces lignes ont été sélectionnées parce que les expériences préliminaires ont indiqué des différences significatives dans la tolérance thermique. Ces essais se sont avérés être des méthodes robustes pour discriminer les différences dans la tolérance thermique. Les deux protocoles suivants, l’essai de CTmin à haut débit (section 1) et l’essai KD à haute chaleur (section 2), décrivent les mesures nécessaires pour produire des données CTmin et thermiques KDT pour tout stade de vie d’insecte motile capable de s’adapter aux appareils, tels que la Drosophilaadulte . Pour CTmin, il est également essentiel que l’insecte soit capable de se percher. Ici, chaque essai est démontré chez drosophila melanogasteradulte . Toutefois, des modifications peuvent être nécessaires pour d’autres taxons ou étapes de la vie6. Les changements mineurs peuvent inclure l’utilisation de matériaux de perchoir avec de plus grandes ouvertures pour accueillir de plus grands spécimens dans le testde CT min ou l’utilisation d’une caméra de meilleure qualité pour discerner le KDT subtil d’un insecte lent ou étape de vie dans le test de la chaleur KD. Ce protocole ne décrit pas les méthodes de préparation des mouches, mais il est important de normaliser les protocoles d’élevage pour assurer la répétabilité25 (voir Garcia et Teets26 et Teets et Hahn27). Les protocoles fournis comprennent des informations sur la façon de construire et de mettre en place les appareils, comment enregistrer les mesures et une brève description de l’analyse des données.

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Protocole

1. Essai dect min à haut débit

  1. Assemblage de la colonne en veste (Figure 1A, Figure 2)
    1. Couper les tubes acryliques les plus larges (7 cm x 6,35 cm x 0,3 cm) et les plus étroits (5,7 cm x 5,1 cm x 0,3 cm) à longueurs égales (31,5 cm) avec des scies à aas (figure 2A). Ces deux tubes seront les murs extérieurs et les plus intimes de la colonne veste.
    2. Couper deux anneaux (2 cm de large) du tube acrylique de taille moyenne (6,35 cm x 5,7 cm x 0,3 cm) à l’aide d’une scie à métaux (figure 2A). Ces deux anneaux seront les espaceurs entre les tubes intérieurs et les tubes les plus externes, créant un espace entre les deux longs tubes acryliques pour que le fluide s’écoule.
    3. Percer soigneusement deux trous dans le tube acrylique extérieur (le plus large), un trou en haut et un en bas. Assurez-vous que chaque trou est à 3,5 cm de l’extrémité du tube. Percer les trous sur les côtés opposés du tube (Figure 2B).
    4. Pour réduire la fissuration, placez du ruban adhésif sur le tube au-dessus de l’endroit du futur trou et percez très lentement sur le réglage de couple le plus bas de la perceuse.
    5. À l’aide du robinet de filetage, enfiler les deux trous de sorte que les adaptateurs de tuyau peuvent être vissés dans les deux trous du tube extérieur. Pour réduire la fissuration, utilisez du lubrifiant et enfilez lentement à la main.
    6. Faites glisser les deux espaceurs sur la veste intérieure, l’une à chaque extrémité (en bas et en haut). Laissez un petit espace (0,5 cm) entre l’espaceur et l’extrémité de la veste intérieure (figure 2B).
    7. Souder les espaceurs en place à l’aide de ciment acrylique.
    8. Après le ciment sur le tube intérieur et les ensembles d’espaceurs, faites glisser cette construction dans le plus grand tube extérieur avec les trous. Assurez-vous que les tubes extérieurs et intérieurs sont rincés aux deux extrémités. Les espaceurs seront à 0,5 cm de l’extrémité, formant de petites tranchées aux deux extrémités de la colonne (figure 2C).
    9. Soudez le tube extérieur aux espaceurs à l’aide de ciment acrylique, à l’aide de pinces en acier réglables pour maintenir l’appareil ensemble. Attendez que le ciment se mette.
    10. Enfiler les adaptateurs du tuyau dans les trous du tube extérieur maintenant fixés aux espaceurs et au tube intérieur.
      REMARQUE : Les adaptateurs ne doivent s’enfiler que dans le tube externe et non dans l’espace ouvert entre les tubes intérieurs et extérieurs. Si les adaptateurs de tuyau s’enfilent trop loin, raccourcissez-les à la longueur appropriée avec une scie à scie.
    11. Sceller les adaptateurs de tuyau dans leurs fils sur le tube extérieur avec scellant en silicone.
    12. Remplissez les deux tranchées entre les tubes intérieurs et extérieurs aux deux extrémités de la colonne de veste avec un scellant en silicone.
    13. Pour tester la colonne, attachez des tubes de 0,6 cm de diamètre aux adaptateurs du tuyau. Connectez l’adaptateur au bas de la colonne à une source d’eau avec des tubes, et l’adaptateur en haut de la colonne à un drain avec un autre morceau de tube.
    14. Faire couler de l’eau à travers l’appareil du bas vers le haut et vérifier les fuites. S’il y a des fuites, identifiez d’où elles viennent et scellez-les avec du silicone.
  2. Mise en place de la colonne veste et du moniteur d’entonnoir Drosophila (DFM)
    1. Fixez la colonne en veste sur un support de riposte à l’aide d’une pince de riposte à trois volets. Aligner la colonne verticalement avec une extrémité ouverte au plafond et l’autre ouverte sur le banc de laboratoire (figure 1B).
    2. Connecter l’entrée et la sortie du liquide d’un bain réfrigéré à température contrôlée aux buses d’adaptateur de la colonne avec des tubes en plastique de 0,6 cm de diamètre (figure 1B). Connectez l’entrée de fluide à la buse au bas de la colonne et la sortie du fluide à la buse en haut de la colonne.
    3. Couper deux bouchons isolants circulaires en mousse de 3 cm d’épaisseur (la même circonférence que l’ouverture du compartiment le plus intime de la colonne). Assurez-vous que les bouchons s’adaptent parfaitement et scellez la colonne la plus intérieure lorsqu’elles sont insérées aux deux extrémités (figure 1B).
    4. Percer un trou à travers le centre de l’un des bouchons et enfiler l’extrémité nue d’un thermocouple à travers le trou d’environ 5 cm et fixer avec du ruban adhésif. Branchez l’autre extrémité du thermocouple dans un enregistreur de données thermocouple.
    5. Connectez l’enregistreur de données thermocouple à l’ordinateur.
    6. Coincer deux morceaux de protection de gouttière en plastique (5 cm x 7 cm, avec des ouvertures de diamètre de ~0,5 cm) à l’intérieur de la colonne pour fonctionner comme matériau de perchoir. Placez un morceau de garde 2/3rds du haut de la colonne et l’autre 1/3rd du haut de la colonne (Figure 1B).
    7. Fixez la prise inférieure (sans thermocouple) et la prise supérieure (avec un thermocouple). Lorsque le bouchon est inséré en haut de la colonne, assurez-vous que le thermocouple ne touche pas les côtés de la colonne.
    8. Réglez la hauteur de la colonne sur le support de riposte afin qu’il y ait une distance de 25 cm entre le bas de la colonne et le dessus du banc.
    9. Fixez un anneau de riposte (5 cm de diamètre) au stand de riposte à 5 cm sous le bas de la colonne et faites pivoter l’anneau sur le côté de la colonne.
    10. Placez le DFM directement sur l’anneau de riposte (Figure 1B). Connectez tous les composants électroniques : l’alimentation, l’interface d’alimentation et l’ordinateur selon le protocole du fabricant.
    11. Une fois les composants connectés, suivez le protocole du fabricant pour terminer la configuration du logiciel DFM et DFM.
  3. CtMin Test
    1. Tournez les valves d’entrée et de sortie du bain fluide vers les positions ouvertes.
    2. Appuyez sur le bouton d’alimentation pour allumer le bain fluide à température contrôlée, puis appuyez sur le bouton de jeu pour exécuter un programme augmentant et maintenant la température du bain à 25 °C. Donnez le bain fluide et la colonne 5-10 min pour atteindre et maintenir 25 °C.
    3. Retirez le bouchon en haut de la colonne et remplacez-le par un entonnoir (5,08 cm de diamètre; voir la figure 1C).
    4. Appuyez sur les mouches de leur flacon alimentaire dans la colonne.
    5. Retirez l’entonnoir et remplacez-le rapidement par la prise supérieure, en prenant soin de ne pas laisser les mouches s’échapper. Donnez aux mouches 5 min pour régler, en tapant de temps en temps la prise inférieure pour encourager les mouches à grimper.
    6. Appuyez sur le bouton de démarrage du bain fluide et commencez le programme de rampement CTmin (25 °C pendant 5 min; 25 °C à 10 °C à 0,5 °C/min; 10 °C pendant 2 min; puis 10 °C à -10 °C à 0,25 °C/min).
      REMARQUE : D’autres variantes de ce protocole de rampement ctmin peuvent être utilisées en fonction de la question de recherche (p. ex., comparaisons des effets des différents taux de montée en puissance sur ctmin28).
    7. Cliquez sur ouvrir le logiciel d’enregistrement thermocouple sur l’ordinateur, puis sur l’icône Enregistrement pour commencer à enregistrer la température à l’intérieur de la colonne chaque seconde pendant la durée de l’essai. Assurez-vous que chaque enregistrement de température inclut un horodatage spécifique à la seconde, afin que les données de température puissent ensuite être fusionnées avec les données du DFM.
    8. Ajouter 5 ml d’éthanol à 90 % à un tube de centrifugeuse conique de 15 m L et le placer dans un rack sous la colonne.
    9. De temps en temps, appuyez sur la prise inférieure de la colonne pour inciter les mouches sur le fond à grimper. La plupart des mouches seront sur une perche ou près du haut de la colonne par 15 °C.
    10. À 15 °C, retirez la prise inférieure et récupérez les mouches encore sur la prise inférieure de l’éthanol. Comptez et notez que ces mouches ont été recueillies à 15 °C, mais leur ctmin est inconnu.
      REMARQUE : La température à laquelle le bouchon inférieur est enlevé doit être décidée avant l’essai et en fonction de lact min prévue de l’espèce d’essai ou du traitement. Pour cet essai, 15 °C ont été choisis en fonction de lact min de ces lignes DGRP particulières trouvées dans les essais préliminaires.
    11. Placez un entonnoir de verre de 75 mm de diamètre extérieur dans le DFM. Réglez l’anneau de riposte, le DFM et l’entonnoir de sorte qu’ils soient sous la colonne. Assurez-vous que la lèvre de l’entonnoir scelle complètement le bas de la colonne (Figure 1D).
    12. Insérez le fond de l’entonnoir dans le tube de collecte de 15 mL (figure 1D).
    13. Ouvrez le logiciel DFM sur l’ordinateur en cliquant sur l’icône Logiciel. Le logiciel commencera immédiatement à enregistrer l’heure/date à laquelle les mouches atteignent leur ctmin. Les mouches qui atteignent leur CTmin perdent la fonction neuromusculaire et tombent de leurs perchoirs, et par la suite par le DFM.
    14. Surveillez si toutes les mouches ont atteint leur ctmin à mesure que la température diminue en vérifiant la prise supérieure et les perchoirs pour voir si des mouches sont encore perchées (c.-à-d. le maintien de la fonction neuromusculaire). L’essai se termine lorsque toutes les mouches ont atteint leur ctmin.
    15. À la fin de l’essai, ajustez le DFM et éloignez-vous de l’ouverture de la colonne. Certaines mouches peuvent atteindre leur ctmin, mais restent coincées dans la colonne (c.-à-d. coincées dans une perche ou suspendues par un seul crochet tarsal). Ouvrez la prise supérieure et retirez ces mouches. Le ctmin de ces mouches est inconnu.
    16. Combinez les fichiers de sortie .txt du logiciel d’enregistrement thermocouple (c.-à-d. température, date et heure) et du logiciel DFM (c.-à-d. le nombre de mouches à travers l’entonnoir, la date et l’heure) à l’aide de la commande Merge dans RStudio. Fusionnez les deux fichiers en fonction de la variable date/heure partagée.

2. Essai KD à haute chaleur

  1. Assemblage et préparation d’appareils
    1. À l’aide d’un adhésif, fixer la maille métallique tissée en acier (~1,5 mm d’ouverture) au fond d’une plaque de 96 puits sans fond.
    2. Attachez des aimants aux côtés opposés du fond d’une plaque de 96 puits sans fond avec un pistolet à colle chaude et de la colle chaude (figure 3).
    3. Pour fabriquer un couvercle de septum personnalisé avec un film adhésif conçu pour 96 plaques de puits, collez deux films collants côtés ensemble pour former une feuille de plastique à crête.
    4. Placez les feuilles de plastique sur la plaque de 96 puits et utilisez du ruban adhésif pour l’adhérer aux quatre côtés de la plaque. Au-dessus de l’ouverture à chaque puits sur la plaque, couper un « » dans la feuille de plastique avec un coupe-boîte (c.-à-d. 96 x au total).
    5. Anesthétiser les mouches avec du CO2 et les charger individuellement dans chaque puits de la plaque modifiée de 96 puits sans fond avec un aspirateur et un couvercle de septum. Retirez le couvercle du septum de la plaque de puits 96 pendant que les mouches sont anesthésiées par du CO2 et remplacez-le par un couvercle transparent bien ajusté.
    6. Placez la plaque 96 bien sans fond chargée de mouches et avec un couvercle étanche clair sur les aliments. Assurez-vous que les mouches ont au moins 48 h entre l’anesthésiation du CO2 et le début de l’essai (étapes 2.2.1-2.2.5).
      REMARQUE : Le fond des plaques modifiées de 96 puits sans fond est fait de maille, de sorte que les mouches anesthésiées avec du CO2 peuvent être chargées et laissées sur les aliments pendant au moins 48 h avant le début d’un essai. Tout récipient en plastique >8,5 cm de large x 13 cm de long qui est d’au moins 2 cm de profondeur pour accueillir une couche profonde de 1 cm de nourriture peut être utilisé.
    7. Fixez une webcam au fond de l’intérieur d’un incubateur à température contrôlée avec du ruban adhésif. Pointez la caméra directement vers le haut (Figure 4). Fixer une étagère d’incubateur à environ 10 cm au-dessus de la caméra.
      REMARQUE : La webcam pointe vers le haut et enregistre la plaque de puits 96 d’en bas pour s’assurer que la plus grande partie de la surface du puits est en vue que possible (par exemple, pas bloqué de la vue par les murs de puits de la plaque). Lorsque les mouches atteignent leur KDT, elles tombent au fond du puits; dans ce cas, le côté le plus proche de la webcam, et sont donc en vue indépendamment de la distance de leur puits est du centre de vue.
    8. Connectez la webcam à un ordinateur.
    9. À l’aide de ruban adhésif, fixer une feuille de papier blanche (8,5 cm x 13 cm; la zone exacte du fond de la plaque de puits 96) au bas de l’étagère (figure 4). Assurez-vous que le papier remplit l’ensemble du cadre lorsqu’il est vu à travers la webcam.
    10. Placez une source de lumière dans l’incubateur. Utilisez du papier ou d’autres matériaux pour amortir l’éclairage et minimiser l’éblouissement.
      NOTE L’étape 2.1.10 est spécifique à chaque incubateur car l’éclairage et les réflexions varient d’un incubateur à l’autre. L’objectif est d’avoir suffisamment d’éclairage dans l’incubateur pour fournir un bon contraste entre les mouches dans chaque puits et la feuille de papier blanche derrière la plaque lorsqu’il est vu avec la webcam.
  2. Exécution de la chaleur KD test
    1. Réglez l’incubateur à 37,5 °C et attendez environ 30 min pour donner à l’incubateur le temps d’atteindre et de maintenir la température désirée. La température exacte dépendra de l’évaluation de l’insecte et de toute autre considération temporelle.
    2. Placez la plaque de puits 96 inversée dans l’incubateur, de sorte que le fond de la plaque (côté maille) est contre le papier blanc sur le fond du plateau (Figure 4). Prenez note de l’orientation des puits (noms de colonne et de ligne) sur le plateau et dans le cadre de la webcam. Le ruban coloré le long des côtés de la plaque de puits 96 et les bords du morceau de papier blanc peuvent vérifier l’orientation (Figure 4).
      REMARQUE : Assurez-vous que la température de l’incubateur est conforme à la température à l’intérieur de la plaque de puits 96 en enregistrant la température à l’intérieur de la plaque avec un thermocouple lors d’un essai de l’essai de chaleur KD. Il est également prudent de vérifier qu’il y a une variation négligeable de la température entre les puits de la plaque de puits 96 avec plusieurs thermocouples avant d’effectuer le test de chaleur KD.
    3. Fermez la porte de l’incubateur.
    4. Cliquez sur Enregistrement sur le logiciel d’enregistrement vidéo.
    5. Après 2 h, vérifiez l’enregistrement pour voir que toutes les mouches ont atteint leur point de repos final et ont cessé de bouger. Une fois que toutes les mouches ont cessé de bouger, cliquez sur Arrêter sur le logiciel d’enregistrement vidéo. Pour les génotypes testés ici, élevés à 25 °C, la plupart des mouches atteignent leur KDT de 60 min à 37,5 °C (voir également Jørgensen et al.9).
    6. Disposez des mouches.
    7. Utilisez les scripts Python personnalisés (Fichiers de codage supplémentaires 1-3) pour se rapprocher de l’heure dans la vidéo lorsque les mouches atteignent leur chaleur KDT.
      REMARQUE : L’étape 2.2.7 est facultative. Pour accélérer l’analyse vidéo, un ensemble de scripts Python personnalisés ont été développés pour mesurer les changements dans la densité des pixels au fil du temps dans chaque puits (voir fichier de codage supplémentaire). Lorsque les mouches cessent de bouger, la densité des pixels est constante et une trace de ces données peut être utilisée pour localiser l’heure approximative dans la vidéo lorsque les mouches sont renversées. Bien qu’il puisse être possible d’utiliser ce script pour automatiser l’analyse des données, actuellement de légères imperfections dans la vidéo conduisent à des écarts mineurs entre les changements dans la densité des pixels et le temps KD réel.
    8. Cliquez sur ouvrir le fichier vidéo et enregistrer le KDT de chaque mouche dans chaque puits. La mesure la plus cohérente de la chaleur KDT entre les essais et les observateurs est l’enregistrement de l’heure à laquelle une mouche atteint son point de repos final.
    9. Suivez la vidéo à l’envers, en mettant l’accent sur un seul puits, et en notant l’heure à laquelle la mouche se déplace d’abord hors de son point de repos final. Répétez ce processus pour chaque puits.

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Résultats

Les limites thermiques (c.-à-d. CTmin et KDT thermique) des femelles du Drosophila melanogaster Genetic Reference Panel (DGRP) ont été mesurées pour démontrer les données à haut débit générées par les deux protocoles décrits. CTmin a été analysé à l’aide des lignes 714 (n = 37) et 913 (n = 45). Le KDT thermique a été analysé et comparé aux lignes 189 (n = 42) et 461 (n = 42), et les fichiers vidéo ont été analysés manuellement. Le temps total des expériences...

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Discussion


Les deux méthodes détaillées ci-dessus génèrent des données à haut débit de mesures écologiquement pertinentes pour les limites thermiques supérieures et inférieures. Ces protocoles s’appuient sur des méthodologies déjà établies communes à la recherche sur les limites thermiques des insectes (résumées dans Sinclair et al.) 6. Les deux protocoles peuvent être complétés en peu de temps (~2 h chacun), produire des ensembles de données avec de grandes tailles d’échantillon, ne pas sacrifier la rép...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à révéler.

Remerciements

Nous remercions Ellie McCabe pour son aide à l’élevage des mouches. Ce travail est soutenu par la subvention 1010996 du National Institute of Food and Agriculture De l’Institut national de l’alimentation et de l’agriculture des États-Unis et la National Science Foundation accorde oia-1826689 à N.M.T.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Circulateur de fluide réfrigéré ARCTIC A40 (rampes de température programmables)Thermo Scientific ; Waltham, MA153-5401
C922 Pro Stream WebcamLogitech ; Newark, CA960-001087
Pince circulaire réglable en acier &ndash ; 5,08 cm à 7,62 cmAnyAny
Tube acrylique transparent &ndash ; 5,7 cm x 5,1 cm x 0,3 cmUnited States Plastic Corp., OH44036
Tube acrylique transparent &ndash ; 6,35 cm x 5,7 cm x 0,3 cmUnited States Plastic Corp., OH440515
Tube acrylique transparent &ndash ; 7 cm x 6,35 cm x 0,3 cmÉtats-Unis Plastic Corp., OH44041
Scellant silicone transparentN’importe quel N’importe quel
tube de collecte (15 ml)N’importequel N’importe quel
Perceuse sans filN’importe quel
moniteur d’entonnoir de drosophile (DFM)TriKinetics ; Waltham, MADFMUtilisé pour compter le nombre de mouches qui tombent dans l’entonnoir à un moment donné
Logiciel de collecte de données DAMTriKinetics ; Waltham, MAEnregistre les données saisies à partir du
DFM Fly Storage LidFlySorter ; Seatle, WAFS-96LID-5PKUtilisé pour charger les mouches dans la plaque de stockage pour le test sCTmax
Fly Storage PlateFlySorter ; Seatle, WAFS-96PLATE-5PKUtilisé pour retenir les mouches pendant le test sCTmax
Fly Food TrayFlySorter ; Seatle, WAFS-TRAY-5PKUtilisé pour garder les mouches sur les aliments après le chargement dans la plaque à 96 puits jusqu’au test sCTmax
Entonnoir en verreKimax28950-7575mm
Garde de gouttièreN’importe quelOuvertures de diamètre N’importe lequel~0,5 cm
de diamètre Scie à métauxN’importequel
Incubateur Heratherm Thermo Scientific ; Waltham, MAOMS100
Adaptateurs de tuyau en nylon (2) &ndash ; ¼ ; MNPT x 3/8United States Plastic Corp., OH61135
Pistolet à colle chaude et colleN’importequelle
source de lumièreN’importequel
aimantN’importequel
OMEGA TC-08 Enregistreur et TC-08 Logiciel de lectureOMEGA ; Norwalk, CT
Thermocouple OMEGA (Type T)OMEGA ; Norwalk, CT5LRTC-TT-K-20-36
Entonnoir en plastiqueN’importequel 2de diamètre
Tube en plastique - 0,6 cm de diamètreUnited States Plastic Corp., OH62852
Anneau d’autoclaveN’importequel N’importe quelde 2 » de diamètre
N’importe quelN’importe quel
Pince à trois brochesd’autoclave N’importe quel
Rstudio
Connecteur de port série (PSIU9)TriKinetics ; Waltham, MAPSIU9Connexion intermédiaire entre le DFM et l’ordinateur, permet plusieurs connexions DFM
Styromousse (2" d’épaisseur)N’importe quelle
bandeN’importe quelle
alimentation ininterrompue (PS9-1)TriKinetics ; Waltham, MAPS9-1Alimentation pour le DFM et le PSIU9
Weld-on #4 Acrylic CementUnited States Plastic Corp., OH45737
 » Support d’autoclave

Références

  1. Dowd, W. W., King, F. A., Denny, M. W. Thermal variation, thermal extremes and the physiological performance of individuals. Journal of Experimental Biology. 218 (12), 1956-1967 (2015).
  2. Angilletta, M. J. Thermal Adaptation: A Theoretical and Empirical Synthesis. , New York, NY. (2009).
  3. Coumou, D., Rahms Torf, S. A decade of weather extremes. Nature Climate Change. 2 (7), 491-496 (2012).
  4. Wang, G., Dillon, M. E. Recent geographic convergence in diurnal and annual temperature cycling flattens global thermal profiles. Nature Climate Change. 4 (11), 988-992 (2014).
  5. MacMillan, H. A. Dissecting cause from consequence: A systematic approach to thermal limits. Journal of Experimental Biology. 222 (4), 191593(2019).
  6. Sinclair, B. J., Coello Alvarado, L. E., Ferguson, L. V. An invitation to measure insect cold tolerance: Methods, approaches, and workflow. Journal of Thermal Biology. 53, 180-197 (2015).
  7. Lutterschmidt, W. I., Hutchison, V. H. The critical thermal maximum: History and critique. Canadian Journal of Zoology. 75 (10), 1561-1574 (1997).
  8. Cooper, B. S., Williams, B. H., Angilletta, M. J. Unifying indices of heat tolerance in ectotherms. Journal of Thermal Biology. 33 (6), 320-323 (2008).
  9. Jørgensen, L. B., Malte, H., Overgaard, J. How to assess Drosophila heat tolerance: Unifying static and dynamic tolerance assays to predict heat distribution limits. Functional Ecology. 33 (4), 629-642 (2019).
  10. Hazell, S. P., Pedersen, B. P., Worland, M. R., Blackburn, T. M., Bale, J. S. A method for the rapid measurement of thermal tolerance traits in studies of small insects. Physiological Entomology. 33 (4), 389-394 (2008).
  11. Andersen, J. L., et al. How to assess Drosophila cold tolerance: Chill coma temperature and lower lethal temperature are the best predictors of cold distribution limits. Functional Ecology. 29 (1), 55-65 (2015).
  12. Hu, X. P., Appel, A. G. Seasonal variation of critical thermal limits and temperature tolerance in Formosan and eastern subterranean termites (Isoptera: Rhinotermitidae). Environmental Entomology. 33 (2), 197-205 (2004).
  13. Rolandi, C., Lighton, J. R. B., de la Vega, G. J., Schilman, P. E., Mensch, J. Genetic variation for tolerance to high temperatures in a population of Drosophila melanogaster. Ecology and Evolution. 8 (21), 10374-10383 (2018).
  14. Overgaard, J., Kristensen, T. N., Sørensen, J. G. Validity of thermal ramping assays used to assess thermal tolerance in arthropods. PLoS ONE. 7 (3), 1-7 (2012).
  15. Klok, C. J., Chown, S. L. Critical thermal limits, temperature tolerance and water balance of a sub-Antarctic kelp fly, Paractora dreuxi (Lepidoptera: Tineidae). Journal of Insect Physiology. 43, 685-694 (1997).
  16. Salachan, P. V., Burgaud, H., Sørensen, J. G. Testing the thermal limits: Non-linear reaction norms drive disparate thermal acclimation responses in Drosophila melanogaster. Journal of Insect Physiology. 118 (September), 103946(2019).
  17. Everatt, M. J., Bale, J. S., Convey, P., Worland, M. R., Hayward, S. A. L. The effect of acclimation temperature on thermal activity thresholds in polar terrestrial invertebrates. Journal of Insect Physiology. 59 (10), 1057-1064 (2013).
  18. MacMillan, H. A., Sinclair, B. J. The role of the gut in insect chilling injury: Cold-Induced disruption of osmoregulation in the fall field cricket, Gryllus pennsylvanicus. Journal of Experimental Biology. 214 (5), 726-734 (2011).
  19. Huey, R. B., Crill, W. D., Kingsolver, J. G., Weber, K. E. A method for rapid measurement of heat or cold resistance of small insects. British Ecological Society. 6 (4), 489-494 (1992).
  20. Jenkins, N. L., Hoffmann, A. A. Genetic and maternal variation for heat resistance in drosophila from the field. Genetics. 137 (3), 783-789 (1994).
  21. Ransberry, V. E., MacMillan, H. A., Sinclair, B. J. The relationship between chill-coma onset and recovery at the extremes of the thermal window of Drosophila melanogaster. Physiological and Biochemical Zoology. 84 (6), 553-559 (2011).
  22. Sørensen, M. H., et al. Rapid induction of the heat hardening response in an Arctic insect. Biology Letters. 15 (10), (2019).
  23. Shuman, D., Coffelt, J. A., Weaver, D. K. A computer-based electronic fall-through probe insect counter for monitoring infestation in stored products. Transactions of the American Society of Agricultural Engineers. 39 (5), 1773-1780 (1996).
  24. MacKay, T. F. C., et al. The Drosophila melanogaster Genetic Reference Panel. Nature. 482 (7384), 173-178 (2012).
  25. Ashburner, M., Golic, K. G., Hawley, R. S. Drosophila: A laboratory handbook. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, N.Y. (2005).
  26. Garcia, M. J., Teets, N. M. Cold stress results in sustained locomotor and behavioral deficits in Drosophila melanogaster. Journal of Experimental Zoology Part A: Ecological and Integrative Physiology. 331 (3), 192-200 (2019).
  27. Teets, N. M., Hahn, D. A. Genetic variation in the shape of cold-survival curves in a single fly population suggests potential for selection from climate variability. Journal of Evolutionary Biology. 31 (4), 543-555 (2018).
  28. Kelty, J. D., Lee, R. E. Induction of rapid cold hardening by cooling at ecologically relevant rates in Drosophila melanogaster. Journal of Insect Physiology. 45 (8), 719-726 (1999).
  29. MacMillan, H. A., Sinclair, B. J. Mechanisms underlying insect chill-coma. Journal of Insect Physiology. 57 (1), 12-20 (2011).
  30. Salachan, P. V., Sørensen, J. G. Critical thermal limits affected differently by developmental and adult thermal fluctuations. Journal of Experimental Biology. 220 (23), 4471-4478 (2017).
  31. Hoffmann, A. A., Hallas, R., Anderson, A. R., Telonis-Scott, M. Evidence for a robust sex-specific trade-off between cold resistance and starvation resistance in Drosophila melanogaster. Journal of Evolutionary Biology. 18 (4), 804-810 (2005).
  32. Kelty, J. D., Lee, R. E. Rapid cold-hardening of Drosophila melanogaster (Diptera: Drosophilidae) during ecologically based thermoperiodic cycles. Journal of Experimental Biology. 204 (9), 1659-1666 (2001).
  33. Sinclair, B. J., Vernon, P., Klok, C. J., Chown, S. L. Insects at low temperatures: An ecological perspective. Trends in Ecology and Evolution. 18 (5), 257-262 (2003).

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