Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Mesure des anticorps naturels acquis de phagocytose induisant des parasites de plasmodium falciparum par un essai basé sur la cytométrie de flux

5.8K vues

⸱

DOI :

10.3791/61538

⸱

6 août 2020

 ,  , 
1Centre for Medical Parasitology, Department of Immunology and Microbiology, Faculty of Health and Medical Sciences, University of Copenhagen, 2West African Centre for Cell Biology of Infectious Pathogens, Department of Biochemistry, Cell and Molecular Biology, University of Ghana, 3Department of Immunology, Noguchi Memorial Institute for Medical Research, 4Centre for Medical Parasitology, Department of Infectious Diseases, Rigshospitalet

Dans cet article

Résumé

L’objectif global de ce protocole est de fournir des instructions sur la façon de mesurer la capacité des anticorps présents dans les sérums ou le plasma des individus, naturellement exposés à l’infection de Plasmodium falciparum, d’opsoniser et d’induire la phagocytose des érythrocytes infectés par le parasite (EI).

Résumé

Le protocole décrit comment mettre en place et exécuter un test de phagocytose à base de cytométrie de flux de Plasmodium falciparum-infectés érythrocytes (IE) opsonized par des anticorps IgG naturellement acquis spécifiques pour VAR2CSA. VAR2CSA est l’antigène parasite qui joue un médiateur dans la séquestration sélective des EI dans le placenta qui peut causer une forme grave de paludisme chez les femmes enceintes, appelée paludisme placentaire (PM). La protection contre les PARTICULES est médiée par des anticorps spécifiques à VAR2CSA qui sont censés fonctionner en inhibant la séquestration placentaire et/ou en opsonisant les EI pour la phagocytose. L’essai emploie des IE synchronisés à un stade avancé qui ont été sélectionnés in vitro pour exprimer VAR2CSA, plasma/sérique-anticorps de femmes avec l’immunité naturellement acquise pm-spécifique, et la ligne de cellules phagocytiques THP-1. Cependant, le protocole peut facilement être modifié pour évaluer la fonctionnalité des anticorps à tout antigène parasite présent sur la surface de l’IE, qu’il soit induit par une exposition naturelle ou par la vaccination. L’essai offre une évaluation simple et à haut débit, avec une bonne reproductibilité, d’un aspect fonctionnel important de l’immunité sous médiation des anticorps dans le paludisme. Il est donc utile lors de l’évaluation de l’immunité clinique contre le paludisme à P. falciparum, une cause majeure de morbidité et de mortalité sous les tropiques, en particulier en Afrique subsaharienne.

Introduction

Le paludisme est une maladie à transmission vectorielle causée chez l’homme lors de l’infection par cinq espèces différentes du genre Plasmodium. L’espèce la plus répandue est P. falciparum, qui est également responsable de la plus grande morbidité et mortalité1. La présentation clinique du paludisme varie des infections asymptomatiques ou bénignes aux maladies compliquées/graves, ces dernières se produisant principalement chez les enfants de moins de cinq ans. L’exposition à P. falciparum n’induit pas l’immunité stérile, mais les individus vivant dans les zones endémiques développent lentement l’immunité contre la maladie clinique. La protection dépend de l’âge et de l’exposition et l’immunité est normalement acquise au cours des 5 à 10 premières années de vie2. Les femmes adultes sont une exception importante, car le paludisme sévère peut se produire pendant la grossesse dans une présentation clinique connue sous le nom de paludisme placentaire (PM). Le PM est une cause importante d’avortement, de mortinaissance, d’accouchement prématuré, de faible poids à la naissance, de mort fœtale et d’anémie maternelle. La résistance au PM se développe au cours des grossesses successives3. La protection contre les PARTICULES est associée à l’acquisition d’anticorps contre le type VAR2CSA PfEMP14,5, un antigène de surface infecté par l’érythrocyte (EI) qui se lie au sulfate de chondroïne A (ASC) permettant la séquestration de l’IE dans le placenta. Anticorps mediatise protection effectuant diverses activités fonctionnelles (examinés dans6,7) y compris l’opsonisation des IE pour induire la phagocytose. Des études in vitro précoces ont montré que les anticorps peuvent limiter la croissance de P. falciparum en présence de monocytes par phagocytose8,9. Des études plus récentes ont montré que des niveaux plus élevés d’anticorps induisant la phagocytose sont associés à de meilleurs résultats de la grossesse (dans le contexte de la co-infection par le VIH)10,11, indiquant la pertinence de cette fonction effecteur dans la réponse immunitaire acquise naturellement.

Ici, nous présentons un protocole pour mesurer cette fonction des anticorps présents dans le plasma humain / sérum, en utilisant in vitro cultivés IEs exprimant VAR2CSA avec la ligne de monocytes THP-1. L’essai a été précédemment utilisé11,12,13,14 ,15,16,17,,18 et est considéré comme une approche améliorée et plus facile par rapport aux protocoles antérieurs à base de microscope8, car il permet l’essai d’un plus grand nombre d’échantillons d’anticorps en une seule course en utilisant de plus petits volumes d’anticorps et en évitant le comptage fastidieux et biaisé de la microscopie.17 Même si l’essai a été utilisé par plusieurs laboratoires et que son exécution est assez simple, il nécessite une planification et une préparation minutieuses, par conséquent, un protocole détaillé permettrait son application par des laboratoires et des chercheurs dépourvus d’expérience antérieure. Nous utilisons, à titre d’exemple, des IE synchronisés à un stade avancé exprimant l’opsonized VAR2CSA avec des anticorps présents dans le sérum recueilli auprès des femmes atteintes d’une immunité spécifique aux PARTICULES naturellement acquise. Cependant, le protocole peut facilement être modifié pour évaluer la fonctionnalité des anticorps à tout antigène parasite présent sur la surface de l’IE, qu’il soit induit par une exposition naturelle ou par la vaccination.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Les échantillons de sérum humain utilisés pour les résultats présentés ici ont été prélevés dans une étude distincte19. La collecte a été approuvée par le Comité d’examen institutionnel du Noguchi Memorial Institute for Medical Research de l’Université du Ghana (étude 038/10-11) et par les Comités régionaux d’éthique de la recherche de la région de la capitale du Danemark (protocole H-4-2013-083).

1. Culture parasite

REMARQUE : Suivez les règlements locaux pour la manipulation des agents pathogènes humains.

  1. Maintenir les parasites P. falciparum selon le protocole standard tel que décrit avant20 dans le milieu de culture parasite (voir tableau des matériaux).
  2. Gardez les parasites étroitement synchronisés à l’aide du traitement sorbitol comme décrit précédemment21.
  3. Pour assurer l’expression VAR2CSA à la surface de l’IE, effectuer des cycles répétés de sélection immunomagnétienne à l’aide d’un anticorps anti-VAR2CSA (p. ex., anticorps PAM1.4, un igG22monoclonal humain interréactinel spécifique à l’IgG 22 ) couplé à des perles g-magnétiques protéiques23.
    1. En bref, incuber la trophozoïte-IEs à un stade avancé avec des perles magnétiques couplées à un anticorps anti-VAR2CSA et sélectionner positivement à l’aide d’un aimant.
    2. Développez les parasites sélectionnés en culture pendant quelques cycles jusqu’à ce que la parasitemie soit d’au moins 5%.
    3. Sinon, sélectionnez les parasites qui se lient à l’ASC immobilisée en plastique (le récepteur de VAR2CSA) comme décrit précédemment24.
  4. Pour vérifier l’expression VAR2CSA sur les parasites sélectionnés effectuer la cytométrie de flux comme précédemment décrit25.
    1. En bref, étiqueter la trophozoïte-IEs à un stade avancé avec le même anticorps utilisé pour la sélection magnétique (étape 1.3) suivie d’un anticorps secondaire fluorescent.
    2. Mesurer la réactivité de surface de l’IE par cytométrie de flux. La sélection réussie d’anticorps donne normalement lieu à une population de parasites qui exprime VAR2CSA dans la plupart des parasites (≈80 %).
  5. Pour l’essai de phagocytose, utilisez la trophozoïte-IEs purifiée de milieu à tard-étape. Effectuer la purification à l’aide de la séparation magnétique comme décrit précédemment26.
    REMARQUE : Pour déterminer avec précision le stade des parasites, effectuer la coloration de Giemsa sur les frottis sanguins suivis d’une légère observation de la microscopie. Suivre les procédures standard et les lignes directrices morphologiques décrites avantle 27. La purification à un stade avancé peut également être effectuée à l’aide d’un milieu de gradient de densité. Le rendement de l’IE, cependant, dans notre expérience est plus faible et, par conséquent, la purification magnétique est préférable.
    1. Pour la séparation magnétique, faites tourner la culture parasite (5-10% parasitemia) à 500 x g pendant 10 min à température ambiante. Retirer le supernatant et re-suspendre le granulé cellulaire dans 10 mL de milieu de culture parasite.
    2. Ajoutez la suspension parasite dans une colonne CS couplée à un aimant (voir Tableau des matériaux)et laissez-la passer lentement à travers la colonne. Trophozoïte-EI sont paramagnétiques (en raison de la présence d’hémozoïne) et resteront dans le maillage de colonne.
    3. Laver la colonne avec 50 mL de milieu de culture parasite et elute les IE de la colonne magnétique à l’aide de 50 mL de milieu de culture parasite.
  6. Faire tourner l’éluate de 1,5,3 à 500 x g pendant 10 min à température ambiante. Jeter soigneusement le supernatant et re-suspendre dans 1 mL de milieu de culture parasite.
  7. À l’aide d’un hémocytomètre, compter le nombre d’EI (facilement identifiés par microscopie légère comme érythrocytes avec pigment d’hémozoïne foncée) et le nombre total de cellules pour calculer la parasitemia final (pourcentage d’IE).
    REMARQUE : N’utilisez que des parasites d’au moins 80 % de pureté (80 % d’EIE).
  8. En fonction du nombre d’échantillons de sérum/anticorps prévus pour les tests, estimer la quantité totale d’EI nécessaires et augmenter les cultures de parasites en conséquence. Un flacon de culture de 75 cm2 avec 25 ml de culture à 5% d’hématocrit et de 5 à 10% de parasitemia devrait produire suffisamment d’EE pour exécuter une plaque complète de 96 puits. Pour une plaque complète (42 échantillons plus 6 contrôles en double), un minimum de 1,5 mL de suspension parasite à 3,3 x 107 IE/mL sont nécessaires.

2. Cellules THP-1

REMARQUE : La ligne de cellule THP-1 est utilisée dans ce test. Cette lignée de cellules monocytes est dérivée d’un patient atteint de leucémie monocytique28 et peut être achetée auprès d’ATCC. Maintenir la ligne cellulaire conformément aux instructions du fournisseur dans le support de culture THP-1 (voir tableau des matériaux).

  1. Pour un entretien régulier, commencez la culture cellulaire THP-1 à 2-4 x 105 cellules/mL et la sous-culture lorsque la concentration cellulaire atteint 8 x 105 cellules/mL.
    REMARQUE : Ne laissez pas la concentration cellulaire dépasser 1 x 106 cellules/mL et ne laissez pas suivre le nombre de passages. Évitez l’utilisation de cellules qui sont au-delà du passage 25. Le temps moyen de doublement de la ligne cellulaire THP-1 varie entre 19-50 h. Déterminer le temps de doublement du lot de cellules avant de commencer les expériences de phagocytose. Cela aidera à estimer à peu près la quantité nécessaire de culture nécessaire pour un nombre déterminé d’échantillons de sérum à tester (par exemple, pour une plaque complète de 96 puits, 10 mL de culture à 5 x 105 cellules/mL sont nécessaires).
  2. Vérifiez périodiquement les cellules THP-1 pour l’expression de surface des récepteurs Fcγ I (CD64), II (CD32) et III (CD16) comme décrit précédemment15.
    1. En bref, tachez les cellules THP-1 (séparément) avec des anticorps anti-CD64, anti-CD32 et anti-CD16 étiquetés fluorescents (Table des matériaux) pendant 30 min à température ambiante (1:100 dilution préparée dans 2% FBS dans PBS).
    2. Laver trois fois avec 2% FBS dans PBS et mesurer la coloration de surface par cytométrie de flux.
      REMARQUE : Les cellules THP-1 sont négatives pour cd16 et positives pour cd32 et CD64 comme indiqué précédemment29,30 ( Figure1).
  3. Pour l’essai de phagocytose, mettre en place un flacon de culture cellulaire THP-1 avec 2,5 x 105 cellules/mL la veille de l’expérience pour produire environ 5 x 105 cellules/mL le jour de l’essai.
    REMARQUE : Assurez-vous que 4-6 x 105 cellules/mL sont présentes le jour de l’essai.

3. Test de phagocytose (figure S1)

  1. Avant de commencer l’essai, bloquez (>1 h) deux plaques de puits de 96 à fond rond (l’une pour l’opsonisation et l’autre pour la phagocytose) à l’aide de 150 μL par puits de HBS stérile de 2 % dans pbs.
    REMARQUE : Étiquette la plaque 1 comme plaque d’opsonisation et l’utiliser à la fois pour la coloration et l’opsonisation du bromure d’éthidium (EtBr). Étiquette plaque 2 comme plaque de phagocytose et utiliser à la fois pour le placage cellulaire THP-1 et pour l’étape de phagocytose.
  2. Coloration et opsonisation des parasites
    1. Prenez la suspension IE préparée en 1,6 et ajustez le nombre de cellules à 3,3 x10 7 EE/mL en ajoutant un milieu de culture parasite et EtBr pour obtenir une concentration finale de 2,5 μg/mL (dilution de 1:40, à partir d’un stock de 0,1 mg/mL).
      REMARQUE : EtBr tache l’ADN du parasite, permettant la détection par cytométrie de flux.
      ATTENTION : EtBr est un irritant mutané et de peau, d’oeil et de respiratoire. Utiliser une protection appropriée et éliminer les déchets conformément à la réglementation locale.
    2. Retirez la solution de blocage de l’une des 96 plaques de puits (plaque d’opsonisation), en faisant glisser la plaque et en enlevant l’excès liquide sur un morceau de papier absorbant.
    3. Ajouter 30 μL par puits de la suspension IE préparée ci-dessus dans la moitié supérieure de la plaque. Laissez un puits vide et ajoutez 30 μL de milieu de culture parasite (sans IE pour le contrôle THP-1 seul). (Figure S2A). Incuber pendant 10 min à température ambiante et à l’abri de la lumière.
    4. Ajouter 170 μL par puits de milieu de culture parasite. Faites tourner la plaque à 500 x g pendant 3 min à température ambiante et retirez le supernatant en faisant glisser la plaque sur un contenant de déchets approprié.
    5. Laver les IE étiquetés EtBr deux fois de plus à l’aide de 200 μL par puits de culture parasite moyenne tournant la plaque à 500 x g pendant 3 min à température ambiante. Le supernatant du premier lavage peut être enlevé en feuilletant la plaque. Retirez soigneusement le supernatant du deuxième lavage à l’aide d’une pipette multicanal pour vous assurer que tout le volume du milieu de lavage est enlevé. Ne pas déranger le granulé.
    6. Re-suspendre les IE étiquetés EtBr dans 30 μL de solution anticorps/plasma/sérum préparées aux concentrations souhaitées dans le milieu de culture parasite.
    7. Incluez toujours les contrôles suivants (Figure S2B) : un contrôle sans contrôle des cellules IE/THP-1 (milieu de culture parasite); un contrôle sans anticorps ni plasma/sérum (contrôle non opsonisé); un contrôle positif à l’aide de l’anticorps anti-humain d’érythrocyte de lapin disponible dans le commerce à 1:100 dilution (voir tableau des matériaux); deux contrôles plasma/sérum négatifs à 1:5 dilution (une piscine naïve au paludisme et une piscine de mâles exposés au paludisme); et un contrôle positif du sérum à 1:5 dilution (un pool de femmes exposées au paludisme, qui ont déjà été enceintes (de préférence multigravidae)).
      REMARQUE : Une dilution de 1:100 pour le contrôle positif semble fonctionner uniformément entre différents lots d’anticorps achetés (données non montrées). Cependant, il est recommandé d’exclure les variations entre les lots en testant plusieurs dilutions chaque fois qu’un nouveau lot d’anticorps est utilisé.
    8. Incuber pendant 45 min dans l’obscurité à 37 °C.
  3. Préparation et phagocytose des cellules THP-1
    1. Pendant que les IE sont opsonisées (3.2.8), commencez à préparer les cellules THP-1.
    2. Retirez les cellules THP-1 de la fiole de culture, faites-les tourner vers le bas (500 x g pendant 5 min à température ambiante), décantez le supernatant et re-suspendez le granulé dans le milieu de culture cellulaire THP-1.
    3. Tourner à nouveau (500 x g pendant 5 min à température ambiante), décanter le supernatant et re-suspendre le granulé cellulaire dans 1 mL de THP-1 milieu de culture cellulaire.
    4. Déterminer le nombre de cellules dans la solution préparée ci-dessus et ajouter plus de milieu pour obtenir une concentration finale de 5 x 105 cellules/mL.
    5. Retirez la solution de blocage de la plaque de puits restante de 96 (plaque de phagocytose) en faisant glisser la plaque et en éliminant l’excès liquide sur un morceau de papier essuie-tout.
    6. Ajouter 100 μL par puits de la suspension cellulaire THP-1 préparée en 3.3.4 et remettre dans l’incubateur de culture cellulaire (Figure S2C).
    7. Une fois le temps d’incubation de l’anticorps/plasma/sérique terminé, ajoutez 170 μL par puits de milieu de culture parasite. Faites tourner la plaque à 500 x g pendant 3 min à température ambiante et retirez le supernatant en faisant glisser la plaque sur un contenant de déchets approprié.
    8. Laver les IEs opsonisés deux fois de plus à l’aide de 200 μL par puits de culture parasite moyenne, en faisant tourner la plaque à 500 x g pendant 3 min à température ambiante. Le supernatant du premier lavage peut être enlevé en feuilletant la plaque. Retirez soigneusement le supernatant du deuxième lavage, à l’aide d’une pipette multicanal pour vous assurer que le volume entier du milieu de lavage est enlevé. Ne pas déranger le granulé.
    9. Enfin re-suspendre les IE opsonized dans 100 μL de pré-réchauffé THP-1 milieu de culture cellulaire. Transférer 50 μL de suspension IE opsonisée dans chaque puits de la plaque de phagocytose. Puisqu’il y a un total de 100 μL d’IE, chaque dilution anticorps/sérum peut être exécuté en doublons dans la plaque de phagocytose (Figure S2D)
      REMARQUE : La quantité d’IE et de cellules THP-1 utilisées dans l’essai correspond à un ratio de 10:1.
    10. Incuber pendant 40 min dans l’obscurité à 37 °C, 5% CO2.
      REMARQUE : Ne laissez pas la phagocytose se poursuivre pendant plus de 40 min.
    11. Arrêter la phagocytose par centrifugation à 4 °C (500 x g, 5 min) et jeter le supernatant en faisant glisser la plaque. Ajouter 150 μL de solution de lysage de chlorure d’ammonium à température ambiante(Table des matériaux)et mélanger par pipetage, incuber pendant exactement 3 min.
      REMARQUE : Cette étape lysera les érythrocytes qui n’ont pas été phagocytoses par les cellules THP-1.
    12. Arrêtez la lyse en ajoutant 100 μL de HBS de 2 % de glace dans pbs. Faites tourner la plaque à 4 °C (500 x g pendant 3 min) et retirez le supernatant en faisant glisser la plaque sur un contenant de déchets approprié.
    13. Laver trois fois à l’aide de 200 μL par puits de 2 % de FBS glacés dans pbs tournant la plaque à 4 °C (500 x g pendant 3 min). Après le lavage final, re-suspendre dans 200 μL de glace 2% FBS dans PBS et immédiatement analyser par cytométrie de flux.
      REMARQUE : Les publications précédentes ont employé la fixation de cellule dans le paraformaldéhyde de 2% avant la cytométrie de flux31, mais les résultats présentés ici ont été acquis immédiatement après l’achèvement d’essai. Il n’est pas recommandé de reporter l’acquisition de données de cytométrie par le stockage de la plaque à 4°C, puisque le pourcentage de cellules EtBr+ THP-1 se désintègre rapidement (Figure S3).
  4. Acquisition et analyse de la cytométrie des flux
    REMARQUE : Tout cytomètre de flux prenant en charge le format de plaque de puits 96 et ayant les lasers/filtres appropriés pour mesurer la fluorescence d’EtBr peut être employé.
    1. Pour l’acquisition, la porte sur les cellules THP-1 utilisant une parcelle linéaire de dispersion avant (FSC) vs parement latéral linéaire (SSC) utilisant les puits n’a été ajoutée (figure 2A)et n’a pas acquis 10 000 événements sur cette porte.
    2. Mesurer l’intensité de fluorescence pour EtBr (FL3-Log) sur la porte THP-1 à l’aide d’une parcelle d’histogramme.
    3. Pour la gation, la première porte sur les cellules THP-1 dans une parcelle de densité FSC vs SSC, en utilisant les puits n’étaient pas des IE ont été ajoutés (Figure 2A). Ensuite, installez une porte positive dans un histogramme FL3 (EtBr), à l’aide des cellules THP-1 (pas d’IEs ajouté) et du contrôle non opsonisé (Figure 2B).
    4. Copiez ces portes dans tous les autres échantillons testés dans la même plaque et déterminez le pourcentage de cellules THP-1 positives d’EtBr (cellules THP-1 qui ont phagocytisé au moins un IE). Pour chacun des échantillons testés, la phagocytose peut être signalée comme les valeurs absolues (pourcentage de cellules EtBr+ THP-1) ou comme phagocytose relative calculée en pourcentage en utilisant le contrôle positif comme maximum.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Ici, nous présentons en détail un protocole qui a déjà été décrit31 et utilisé11,12,13,14,15,16,17,18 pour mesurer la capacité des anticorps ciblant la surface de P. falciparum IEs pour induire l’opsonisation et la phagocyto...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Le protocole présenté ici a été précédemment décrit et utilisé12,15,17,31 pour mesurer la capacité des anticorps ciblant la surface des IEs de P. falciparum pour induire l’opsonisation et la phagocytose par les cellules de THP-1. Les résultats présentés ici se concentrent sur les anticorps naturellement acquis var2CSA-spécifiques dans le plasma / sérum des femmes vivant dans une région...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à révéler.

Remerciements

Maiken Visti est remercié pour son excellente assistance technique. Ces travaux ont été financés en partie par une subvention (MAVARECA II; 17-02-KU) du Ministère des affaires étrangères du Danemark et administrée par le Danida Fellowship Centre. Le bailleur de fonds n’a joué aucun rôle dans la conception de l’étude, la collecte et l’analyse des données, la décision de publier ou la préparation du manuscrit.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Plaques de culture cellulaire à 96 puits, fond rond avec couvercleCorning3799Toute plaque similaire peut être utilisée, assurez-vous qu’elle est compatible avec l’instrument de cytométrie en flux que vous avez l’intention d’utiliser
AlbuMAX-IIGibco11021-037
AlbuMAX-II (5 %)--5 % AlbuMAX-II (Gibco, 11021-037), 0,2 g/L d’hypoxanthine (Sigma, H9377) en RPMI1640 (Sigma, R5886)
Anti-globules rouges anticorpsAbcamab34858Préparer 2μ ; l aliquotes et congeler a -20° ;C. Utilisez une aliquote par expérience.
DPBSSigmaP8622
Dynabeads Protein GInvitrogen10003D
Solution de bromure d’éthidiumSigmaE1510Préparer une solution mère à 0,1 mg/mL dans RPMI1640 (R5886). Conserver à l’abri de la lumière
Cytomètre en flux FC500Beckman CoulterTout cytomètre en flux prenant en charge le format de plaque à 96 puits et disposant des lasers/filtres appropriés pour mesurer la fluorescence EtBr peut être utilisé.
Sérum fœtal bovin (FBS)Gibco10099-141Inactiver la chaleur avant utilisation.
FITC souris anti-humaine CD16BD Biosciences555406 ou 556618
FITC souris anti-humaine CD32BD Biosciences552883
FITC souris anti-humaine CD64BD Biosciences555527
logiciel FlowLogicInivaiN’importe quelle analyse par cytométrie en flux peut être utilisée, par exemple FlowJo ou Winlist
Gentamicine (10mg/mL)SigmaG1272
HypoxanthineSigmaH9377
L-glutamine (200mM)SigmaG7513
Solution de lyse--15mM NH4Cl, 10mM NaHCO3, 1mM EDTA
MACS CS-colonne et accessoiresMiltenyi Biotec130-041-305
Milieu de culture parasitaire--2mM L-glutamine (Sigma, G7513), 50µ ; g/mL de gentamicine (Sigma, G1272), 0,5 % AlbuMAX-II (AlbuMAX-II 5 %) dans RPMI1640 (Sigma, R5886)
Pénicilline/Streptomycine (10000U et 10 mg/mL)SigmaP0781
RPMI-1640 MilieuSigmaR5886
THP-1-1-10% FBS (Gibco, 10099-141), 2 mM de L-glutamine (Sigma, G7513), 100U / mL de pénicilline, 0,1 mg / mL de streptomycine (Sigma, P0781) dans RPMI1640 (Sigma, R5886)
Aimant Vario MACSMiltenyi Biotec
Technologies de culture

Références

  1. World Health Organization. World Malaria Report - 2018. World Health Organization. , (2018).
  2. Pierce, S. K., Miller, L. H. World Malaria Day 2009: What malaria knows about the immune system that immunologists still do not. Journal of Immunology. 182 (9), 5171-5177 (2009).
  3. Gamain, B., Smith, J. D., Viebig, N. K., Gysin, J., Scherf, A. Pregnancy-associated malaria: Parasite binding, natural immunity and vaccine development. International Journal for Parasitology. 37 (3-4), 273-283 (2007).
  4. Staalsoe, T., et al. Variant surface antigen-specific IgG and protection against clinical consequences of pregnancy-associated Plasmodium falciparum malaria. Lancet. 363 (9405), 283-289 (2004).
  5. Feng, G., et al. Antibodies to variant surface antigens of plasmodium falciparum -Infected erythrocytes are associated with protection from treatment failure and the development of anemia in pregnancy. The Journal of Infectious Diseases. 200 (2), 299-306 (2009).
  6. Teo, A., Feng, G., Brown, G. V., Beeson, J. G., Rogerson, S. J. Functional Antibodies and Protection against Blood-stage Malaria. Trends in Parasitology. 32 (11), 1-12 (2016).
  7. Aitken, E. H., Mahanty, S., Rogerson, S. J. Antibody effector functions in malaria and other parasitic diseases: a few needles and many haystacks. Immunology & Cell Biology. 98 (4), 264-275 (2020).
  8. Celada, A., Cruchaud, A., Perrin, L. H. Opsonic activity of human immune serum on in vitro phagocytosis of Plasmodium falciparum infected red blood cells by monocytes. Clinical and Experimental Immunology. 47 (3), 635-644 (1982).
  9. Celada, A., Cruchaud, A., Perrin, L. H. Phagocytosis of Plasmodium falciparum-Parasitized Erythrocytes by Human Polymorphonuclear Leukocytes. The Journal of Parasitology. 69 (1), 49-53 (1983).
  10. Jaworowski, A., et al. Relationship between human immunodeficiency virus type 1 coinfection, anemia, and levels and function of antibodies to variant surface antigens in pregnancy-associated malaria. Clinical and Vaccine Immunology. 16 (3), 312-319 (2009).
  11. Ataíde, R., Mwapasa, V., Molyneux, M. E., Meshnick, S. R., Rogerson, S. J. Antibodies that induce phagocytosis of malaria infected erythrocytes: Effect of HIV infection and correlation with clinical outcomes. PLoS One. 6 (7), 22491(2011).
  12. Ghumra, A., et al. Immunisation with recombinant PfEMP1 domains elicits functional rosette-inhibiting and phagocytosis-inducing antibodies to Plasmodium falciparum. PloS One. 6 (1), 0016414(2011).
  13. Ghumra, A., et al. Induction of strain-transcending antibodies against Group A PfEMP1 surface antigens from virulent malaria parasites. PLoS Pathogens. 8 (4), 1002665(2012).
  14. Chan, J. A., et al. Targets of antibodies against erythrocytes in malaria immunity. J Clin Invest. 122 (9), 3227-3238 (2012).
  15. Quintana, M. P., Angeletti, D., Moll, K., Chen, Q., Wahlgren, M. Phagocytosis inducing antibodies to Plasmodium falciparum upon immunization with a recombinant PfEMP1 NTS DBL1α domain. Malaria Journal. 1, 1-9 (2016).
  16. Chan, J. A., et al. A single point in protein trafficking by Plasmodium falciparum determines the expression of major antigens on the surface of infected erythrocytes targeted by human antibodies. Cellular and Molecular Life Sciences. 73, 4141-4158 (2016).
  17. Quintana, M. P., et al. Antibodies in children with malaria to PfEMP1, RIFIN and SURFIN expressed at the Plasmodium falciparum parasitized red blood cell surface. Scientific Reports. 8 (1), 3262(2018).
  18. Hommel, M., et al. Evaluating antibody functional activity and strain-specificity of vaccine candidates for malaria in pregnancy using in vitro phagocytosis assays. Parasites & Vectors. 11 (69), 1-7 (2018).
  19. Ampomah, P., Stevenson, L., Ofori, M. F., Barfod, L., Hviid, L. B-cell responses to pregnancy-restricted and -unrestricted Plasmodium falciparum erythrocyte membrane protein 1 antigens in Ghanaian women naturally exposed to malaria parasites. Infection and Immunity. 82 (5), 1860-1871 (2014).
  20. Cranmer, S. L., Magowan, C., Liang, J., Coppel, R. L., Cooke, B. M. An alternative to serum for cultivation of Plasmodium falciparum in vitro. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene. 91 (3), 363-365 (1997).
  21. Lambros, C., Vanderberg, J. P. Synchronization of Plasmodium falciparum erythrocytic stages in culture. Journal of Parasitology. 65 (3), 418-420 (1979).
  22. Barfod, L., et al. Human pregnancy-associated malaria-specific B cells target polymorphic, conformational epitopes in VAR2CSA. Molecular Microbiology. 63 (2), 335-347 (2007).
  23. Staalsoe, T., et al. In vitro selection of Plasmodium falciparum 3D7 for expression of variant surface antigens associated with severe malaria in African children. Parasite Immunology. 25 (8-9), 421-427 (2003).
  24. Chan, S., et al. Regulation of PfEMP1-VAR2CSA translation by a Plasmodium translation-enhancing factor. Nature Microbiology. 2, 17068(2017).
  25. Barfod, L., et al. Evasion of immunity to Plasmodium falciparum malaria by IgM masking of protective IgG epitopes in infected erythrocyte surface-exposed PfEMP1. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (30), 12485-12490 (2011).
  26. Moll, K., Kaneko, A., Scherf, A., Wahlgren, M. Methods in Malaria Research. , MR4/ATCC. Manassas, Virginia. (2013).
  27. WHO. Basic malaria microscopy. Part I. Learner's Guide. World Health Organization. , (1991).
  28. Tsuchiya, S. Establishment and characterization of a human acute monocytic leukemia cell line (THP-1). International Journal of Cancer. Journal International Du Cancer. 26 (2), 171-176 (1980).
  29. Fleit, H. B., Kobasiuk, C. D. The human monocyte-like cell line THP-1 expresses FcyRl and Fc'yRIl. Journal of Leukocyte Biology. 49, 556-565 (1991).
  30. Auwerx, J., Staels, B., Van Vaeck, F., Ceuppens, J. L. Changes in IgG Fc receptor expression induced by phorbol 12-myristate 13-acetate treatment of THP-1 monocytic leukemia cells. Leukemia research. 16 (3), 317-327 (1992).
  31. Ataíde, R., et al. Using an improved phagocytosis assay to evaluate the effect of HIV on specific antibodies to pregnancy-associated malaria. PloS One. 5 (5), 10807(2010).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Explorer plus d’articles

Essai de phagocytoseérythrocytes infectésanticorps VAR2CSAcellules THP-1essai d'opsonisationimmunité médiée par les anticorpspaludisme placentairerécepteurs Fc gamma
Mesure des anticorps naturels acquis de phagocytose induisant des parasites de plasmodium falciparum par un essai basé sur la cytométrie de flux
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.