Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Pancréatite aiguë sévère induite par le taurocholate de sodium chez les souris C57BL/6

3.8K vues

⸱

DOI :

10.3791/61547

⸱

28 juin 2021

 ,  ,  ,  , 
1Discipline of Clinical Emergencies, Department of Clinical Medicine, HCFMUSP / LIM 51, University of São Paulo Medical School

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Les modèles animaux pour la pancréatite aiguë sévère permettent l’étude des changements physiopathologiques au stade initial, facilitant l’observation de l’évolution des événements inflammatoires. Nous fournissons ici un protocole pour l’induction de la pancréatite biliaire aiguë sévère par perfusion rétrograde de taurocholate de sodium dans le canal pancréatique de souris C57BL/6 anesthésiées.

Résumé

L’induction de la pancréatite aiguë biliaire par perfusion de taurocholate de sodium a été largement utilisée par la communauté scientifique en raison de la représentation de l’état clinique humain et de la reproduction des événements inflammatoires correspondant à l’apparition de la pancréatite biliaire clinique. La gravité des lésions pancréatiques peut être évaluée en mesurant la concentration, la vitesse et le volume de l’acide biliaire infusé. Cette étude fournit une liste de contrôle mise à jour des matériaux et des méthodes utilisés dans la reproduction du protocole et montre les principaux résultats de ce modèle de pancréatite aiguë (PA). La plupart des publications précédentes se sont limitées à reproduire ce modèle chez le rat. Nous avons appliqué cette méthode chez la souris, ce qui offre des avantages supplémentaires (c’est-à-dire la disponibilité d’un arsenal de réactifs et d’anticorps pour ces animaux ainsi que la possibilité de travailler avec des souches de souris génétiquement modifiées) qui peuvent être pertinents pour l’étude. Pour l’induction de la pancréatite aiguë chez la souris, nous présentons un protocole systématique, avec une dose définie de taurocholate de sodium à 2,5% à une vitesse de perfusion de 10 μL / min pendant 3 min chez les souris C57BL / 6 qui atteint son niveau maximal de gravité dans les 12 heures suivant l’induction et mettons en évidence les résultats avec des résultats qui valident la méthode. Avec la pratique et la technique, le temps total estimé, de l’induction de l’anesthésie à la fin de la perfusion, est de 25 min par animal.

Introduction

Chez l’homme, la présence de calculs biliaires est la cause la plus fréquente de pancréatite due à l’obstruction de la partie terminale du cholédochal, interrompant le flux des sécrétions pancréatiques et provoquant un processus inflammatoire intense dans le pancréas, avec une augmentation de la concentration d’enzymes digestives dans le sérum et les médiateurs inflammatoires1,2.

Deux théories différentes ont été proposées pour expliquer le développement de la pancréatite aiguë (PA). La théorie du « canal commun » suggère que les calculs présents dans la vésicule biliaire obstruent le système des voies biliaires communes distales, permettant à la sécrétion biliaire de s’écouler rétrograde dans le canal pancréatique. La deuxième théorie (la théorie de « l’obstruction des canaux ») suggère que l’obstruction du canal pancréatique par un excès de calculs biliaires provoque un blocage de l’écoulement de la sécrétion pancréatique vers le duodénum, provoquant une hypertension canalaire3. Bien que les mécanismes qui conduisent à la pancréatite biliaire aiguë ne soient pas entièrement compris, le résultat est un processus inflammatoire intense. L’éruption des enzymes digestives et l’auto-digestion du pancréas entraînent des changements histopathologiques, une augmentation des cytokines inflammatoires (IL-1β, IL-6, TNF-α) dans le liquide ascitique et le sérum, et une augmentation des protéines de phase aiguë4,5,6.

La pancréatite aiguë sévère est une affection qui mérite une attention clinique en raison de l’implication de plusieurs organes et d’un risque de mortalité élevé. Les modèles animaux pour la reproduction de la pancréatite aiguë (PA) sont importants car ils expliquent les mécanismes physiopathologiques de la maladie et aident à surveiller l’évolution des événements inflammatoires, à partir des stades initiaux de la maladie. Cela n’est généralement pas possible dans les cliniques2,7. En outre, l’accès aux tissus pancréatiques est facile dans les études précliniques, favorisant l’élucidation des changements liés aux conditions cliniques8 ainsi que la possibilité de travailler avec des espèces isogéniques, éliminant les variables indésirables et reflétant la similitude clinique avec les résultats observés dans la condition humaine9.

Les modèles biliaires et non biliaires pour l’induction de la pancréatite aiguë chez les espèces de rats et de souris ont été fréquemment étudiés dans la littérature scientifique. Les méthodes non biliaires d’induction comprennent l’administration de doses supramaximales stimulantes du sécrétagogue de la cholécystokinine ou de son analogue cérulérine10; administration de doses presque létales de L-arginine; ou l’administration d’un régime alimentaire déficient en choline complété par de l’éthionine11. Bien que ces méthodes soient faciles à reproduire et entraînent une inflammation pancréatique, elles ne répliquent pas les mécanismes qui, en théorie, déclenchent l’AP (c’est-à-dire le reflux de la sécrétion biliaire dans le canal pancréatique). La technique qui aborde le modèle biliaire est basée sur l’infusion rétrograde d’acides biliaires dans le canal pancréatique et nécessite des chercheurs bien formés pour réaliser ce protocole. Plusieurs études ont été publiées utilisant cette méthode chez le rat (apparemment pour des raisons techniques puisque ces expériences impliquent des interventions chirurgicales)12,13. Cependant, l’approche chez la souris peut offrir des résultats plus intéressants dans l’étude de l’inflammation3,14,15. Dans cette étude, nous montrerons une liste de contrôle des étapes à suivre pour la reproduction de la pancréatite aiguë sévère par perfusion de taurocholate de sodium chez des souris anesthésiées en C57BL/6.

Pour les travaux qui impliquent la nécessité d’expériences avec des anticorps et l’analyse de l’expression des gènes et des protéines, l’utilisation de souris est préférable en raison de l’arsenal plus important de matériaux pour ces animaux et de la possibilité de travailler avec des espèces isogéniques et knock-out, entre autres qui peuvent être utilisées en rapport avec des études16. Souris C57BL/6 est une souche consanguine de souris développée à l’origine pour l’étude de l’activité antitumorale et de l’immunologie. Cette souche est de plus en plus préférée par les chercheurs pour être isogénique, ce qui permet une plus grande reproductibilité des résultats, ce qui peut impliquer l’utilisation d’un plus petit nombre d’animaux dans une expérience et moins de variabilité des résultats entre le même groupe17,18.

Perides et coll. (2010)14 ont publié un protocole pour l’induction de l’AP chez la souris par perfusion de taurocholate de sodium. Ici, nous mettons à jour ce modèle en utilisant une concentration plus élevée de taurocholate de sodium (2,5%) chez les souris C57BL / 6, avec un volume et une vitesse de perfusion définis (Figure 1). Le niveau maximal de gravité est atteint dans les 12 heures suivant l’induction chez la souris. L’élévation de la concentration d’IL-6 à la fois dans le sérum et dans la cavité péritonéale est corrélée à la progression de l’AP. Avec la pratique, le temps total estimé entre l’induction de l’anesthésie et la fin de la perfusion est de 25 min par animal. Il est essentiel qu’un chercheur qualifié mène cette expérience. Pour vous assurer que la solution est correctement injectée dans le canal biliaire commun, effectuez plusieurs séances de formation pilote en utilisant du bleu de méthylène au lieu du taurocholate de sodium.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Ce protocole a été approuvé par le Comité d’éthique pour l’utilisation des animaux de l’USP Medicine School, Num. Projet: 1343/2019-CEUA: FMUSP. Pour ce protocole, des souris C57BL/6, âgées de 6 semaines, pesant 20 ± 2 g ont été utilisées (n = 9/groupe).

1. Laparotomie

  1. Anesthésier les animaux avec de la xylazine (10 mg/kg) et une solution de kétamine (80 mg/kg), par voie sous-cutanée (0,1 mL/10 g de poids corporel) à l’aide d’une seringue de 1 mL et d’une aiguille de 13x0,45 mm 26G 1/2. Vérifiez la profondeur d’anesthésie suffisante en pinçant l’orteil. Contrôlez la température corporelle à l’aide de coussinets chauffants. Assurez-vous que tout le matériel chirurgical est stérile.
  2. Nettoyez la région abdominale avec une solution de povidone-iode à 5% et utilisez une tondeuse pour enlever les poils entre la poitrine et le bas-ventre (environ 2 cm2). Nettoyez la zone chirurgicale avec 70% d’alcool.
  3. Immobilisez l’animal sur le tableau chirurgical à l’aide de ruban chirurgical. Utilisez des ciseaux pour couper 5 mm de la peau horizontalement, sur la partie supérieure de l’abdomen et 1 cm en dessous du processus xiphoïde. Répétez la coupe sur le péritoine. Cela entraînera une laparotomie avec une exposition minimale de la cavité.

2. Localisation et exposition du pancréas

  1. À l’aide d’un rétracteur, tirez le foie vers la tête de la souris, à environ 1 cm de l’intestin.
  2. Localisez la région du pancréas qui sera injectée avec du taurocholate de sodium (tête du pancréas). Localisez le duodénum en référence au foie - sous le foie, sur le côté droit (à gauche lorsque la souris est vue). Le duodénum est la première partie de l’intestin grêle et est relié à la dernière partie de l’estomac.
  3. À l’aide de pinces, soulevez le foie vers la tête de l’animal et tirez doucement la partie de l’intestin grêle. Fixez les deux extrémités latérales de l’intestin grêle avec une suture en polypropylène 6-0 pour mieux voir la partie distale du canal biliaire commun.

3. Induction de la pancréatite aiguë sévère

  1. Obstruer temporairement le canal biliaire commun proximal avec un clip de microvaisseau pour empêcher la perfusion rétrograde de s’infiltrer dans le foie. Le canal biliaire commun peut être vu sur le côté hépatique du duodénum et sa jonction avec le duodénum apparaîtra blanche. Exposez l’organe hors de la cavité abdominale.
  2. Perforer la région périampullaire (partie blanchâtre de la paroi de l’intestin grêle) pour accéder au canal biliaire commun avec une aiguille de 0,4 mm reliée à un tube en polyéthylène de 0,54 mm.
  3. Faire une occlusion temporaire du canal biliaire commun distal avec 8-0 suture pour empêcher la solution de taurocholate de sodium de s’infiltrer dans le duodénum.
  4. Démarrez la pompe à perfusion et programmez une perfusion de solution de taurocholate de sodium à 2,5 % (diluée dans une solution saline à 0,9 %) à une vitesse constante de 10 μL/10 g de poids corporel pendant 3 min.
  5. Après la perfusion, retirez le clip du microvaisseau, le 8-0 temporaire suture, et l’aiguille d’injection du canal pancréatique biliaire pour reconstituer le flux physiologique de la bile.
  6. À la fin, suturez l’abdomen avec 6-0 suture de polypropylène monofilament non absorbant. Le temps entre la laparotomie et la suture d’extrémité doit être d’un maximum de 30 minutes (voir figure 1).
  7. Après la chirurgie, hébergez les animaux dans des boîtes en polyéthylène bordées de copeaux de bois et d’eau et de nourriture ad libitum.
  8. Traiter les souris témoins de la même manière que les souris expérimentales, mais s’assurer que l’infusat est constitué uniquement de solution saline. Effectuer l’intervention chirurgicale et la perfusion d’une solution saline (10 mL/min, pendant 3 min) dans un groupe témoin (SHAM) afin d’éliminer le biais inflammatoire causé par la chirurgie et la canulation.
  9. Utiliser le tramadol 12,5 mg / kg par voie sous-cutanée toutes les 8 heures, à partir de la récupération post-chirurgicale.

4. Méthodes d’analyse

  1. À 12 h après l’induction de l’AP, anesthésier les animaux avec de la xylazine (10 mg/kg) et de la kétamine (80 mg/kg) pour prélever environ 250 μL de sang via le plexus orbitaire.
    1. Tenez doucement la peau sur le dos, favorisant une légère saillie du globe oculaire, et positionnez-la avec l’œil tourné vers le haut.
    2. Instillez une goutte de pommade pour les yeux contenant un anesthésique local dans l’œil de l’animal.
    3. Placez l’extrémité du tube capillaire dans le coin médian de l’œil et insérez-la doucement sous le globe oculaire, avec un angle d’environ 30 ° à 45 °. Faites pivoter le tube capillaire jusqu’à ce que le flux sanguin commence. Rappelez-vous qu’il n’est pas nécessaire d’utiliser la force pour la procédure.
    4. Une fois la collecte terminée, assurez-vous de l’homéostasie en gardant les paupières fermées par une légère compression avec la gaze. Jetez le tube capillaire dans le récipient pour objets tranchants19.
    5. Centrifuger le sérum (700 x g, 15 min) et stocker le surnageant pour le dosage de l’amylase et de l’IL-6 (étapes 4.7 et 4.8).
  2. Euthanasier les souris par asphyxie au CO2 .
  3. Utilisez une aiguille de 27 G pour injecter 4 mL de PBS glacé 1x dans la cavité péritonéale. Tenez la peau abdominale et assurez-vous que l’aiguille est poussée lentement dans le péritoine pour ne pas percer d’organes. Après l’injection, massez doucement le péritoine pendant 10 s pour éliminer les cellules adhérées au péritoine.
  4. À l’aide de ciseaux et de pinces à épiler, faites une petite coupe (0,5 cm) sur l’intérieur de la peau et la musculature pour exposer la cavité abdominale. Insérez une pipette à bulbe dans le péritoine et collectez le liquide. Veillez à ne pas aspirer les tissus adipeux ou d’autres organes.
  5. Recueillez autant de liquide que possible et déposez la suspension cellulaire recueillie dans des tubes maintenus sur la glace. Jetez la pipette à ampoule dans le récipient pour objets tranchants20. Centrifuger le liquide péritonéal (250 x g, 5 min) et stocker le surnageant pour le dosage de l’IL-6 (étape 4.9).
  6. Recueillir la région du pancréas adjacente au duodénum (<5mm).
  7. Traiter le pancréas en le fixant à 10% de formol et l’incorporer dans la paraffine.
    1. Tassez les lames avec de l’hématoxyline et de l’éosine pour des analyses histopathologiques en microscopie optique. Utilisez le protocole de Schmidt21 (œdème pancréatique, cellule acineuse, blessure/nécrose, inflammation pancréatique) pour évaluer l’étendue de l’AP.
  8. Mesurez l’amylase (U/dL) à l’aide de kits disponibles dans le commerce conformément aux recommandations du fabricant.
  9. Mesurez l’IL-6 par des tests Luminex à l’aide de kits commerciaux conformément aux recommandations du fabricant.
  10. Conserver le sérum et le liquide péritonéal surnageant obtenus aux étapes 4.1 et 4.4 dans un congélateur à -80 °C si nécessaire.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

La gravité de la pancréatite a été notée entre 0-3 selon l’échelle de Schmidt21 où zéro correspond à l’absence, 1 correspond à une présence légère (<25%), 2 correspond à une présence modérée (entre 25 et 50%) et 3 correspond à une présence intense (> 50%) (tableau 1). Les mesures effectuées étaient l’activité plasmatique de l’amylase, l’œdème pancréatique, la cellule acineuse, la lésion / nécrose, l’inflammation pancréatique (par analyse hist...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

La méthode d’induction de la pancréatite aiguë par perfusion rétrograde de taurocholate de sodium a déjà été démontrée chez le rat22,23,24. Trois ouvrages similaires, publiés en 2008, 2010 et 2015, ont servi de référence pour le protocole3,14,15. Dans ce travail, nous énumérons toutes les étapes critiques pour reproduire cette méthode c...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Les auteurs grâce au programme de post-diplôme de la clinique médicale de l’Université de São Paulo; Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES) et École de médecine de l’Université de São Paulo (FMUSP).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Aiguille 0,4 mmINTRAG MEDICAL TECH30G
  ; Tube en polyéthylène de 0,54 mmTygon730010-Bloc
de polystyrène---
Ruban de masquage pour le montage de la sourisMissner1236-Pompe
à perfusion programmée à 10µ ; L / min.Pompe aparatus-péristaltique Havard sérieMA1 55-7766  ; Modèle 66 Petit péristaltique
Ciseaux et pinces
Antiseptique prodigine iodePfizer12086ORantisepsie
70 % éthanolSIGMA459836Mix 700 mL 100 % éthanol avec 300 mL dH2O
Lame de rasoirLordbdk9a1ghk6Pour la trichotomie
Taurocholate de sodiumSigma-Aldrich86339- 1G NUMÉROCAS- 345909-26-4
clip pour microvaisseauxMedicon Surgical56.87.35Approximateur, ouverture 4,0 mm, pression de fermeture 30 -  ; 40 g
6-0 proleneBioline5162Ligne de suture
Ketamin NP (cloridrato de dextrocetamina) 50mg/mLCristá ; lia
Xilazine 2 %Syntec
Solution saline stérile (0,9 % (poids/vol) saline)Farmace105851
Methyl BlueSigma-Aldrich ChemicalsM5528
MILLIPLEX  ; CARTE  ; Panel de billes magnétiques de cytokines/chimiokines de souris - Immunology Multiplex AssayMERCKMCYTOMAG-70KAnalysez simultanément plusieurs biomarqueurs de cytokines et de chimiokines avec des tests multiplexes basés sur des billes à l’aide de la technologie Luminex, dans des échantillons de sérum, de plasma et de culture cellulaire de souris.
Amylase AssayLabtest11
Écarteur Desmarres 13 mm
largeur		ROBOZRS-6672
90183210

Références

  1. Li, X., et al. Significantly different clinical features between hypertriglyceridemia and biliary acute pancreatitis: A retrospective study of 730 patients from a tertiary center. BMC Gastroenterology. 18 (1), 1-8 (2018).
  2. Rechreche, H., Abbes, A., Iovanna, J. L. Induction of antioxidant mechanisms in lung during experimental pancreatitis in rats. Indian Journal of Experimental Biology. 58 (5), 297-305 (2020).
  3. T, L., et al. Intraductal infusion of taurocholate followed by distal common bile duct ligation leads to a severe necrotic model of pancreatitis in mice. Pancreas. 44 (3), (2015).
  4. Botoi, G., Andercou, A. Interleukin 17-prognostic marker of severe acute pancreatitis. Chirurgia. 104 (4), 431-438 (2009).
  5. Li, D., Li, J., Wang, L., Zhang, Q. Association between IL-1beta, IL-8, and IL-10 polymorphisms and risk of acute pancreatitis. Genetics and Molecular Research. 14 (2), 6635-6641 (2015).
  6. Feng, C., et al. Effect of peritoneal lavage with ulinastatin on the expression of NF-kappaB and TNF-alpha in multiple organs of rats with severe acute pancreatitis. Experimental and Therapeutic Medicine. 10 (6), 2029-2034 (2015).
  7. Fang, D. Z., et al. Effects of sildenafil on inflammatory injury of the lung in sodium taurocholate-induced severe acute pancreatitis rats. International Immunopharmacology. 80, (2020).
  8. Ceranowicz, P., Cieszkowski, J., Warzecha, Z., Dembinski, A. Experimental models of acute pancreatitis. Postępy Higieny i Medycyny Doświadczalnej(Online). 69, 264-269 (2015).
  9. Wan, M. H., et al. Review of experimental animal models of biliary acute pancreatitis and recent advances in basic research. HPB (Oxford). 14 (2), 73-81 (2012).
  10. Mayerle, J., Sendler, M., Lerch, M. M. Secretagogue (Caerulein) induced pancreatitis in rodents. Pancreapedia: The Exocrine Pancreas Knowledge Base. (1), (2013).
  11. Wang, N., et al. Resveratrol protects against L-arginine-induced acute necrotizing pancreatitis in mice by enhancing SIRT1-mediated deacetylation of p53 and heat shock factor 1. International Journal of Molecular Medicine. 40 (2), 427-437 (2017).
  12. Ma, Z. H., et al. Effect of resveratrol on peritoneal macrophages in rats with severe acute pancreatitis. Inflammation Research. 54 (12), 522-527 (2005).
  13. Souza, L. J., et al. Anti-inflammatory effects of peritoneal lavage in acute pancreatitis. Pancreas. 39 (8), 1180-1184 (2010).
  14. Perides, G., Acker, G. J. v, Laukkarinen, J. M., Steer, M. L. Experimental acute biliary pancreatitis induced by retrograde infusion of bile acids into the mouse pancreatic duct. Nature Protocols. 5 (2), 335-341 (2010).
  15. Wittel, U. A., et al. Taurocholate-induced pancreatitis: a model of severe necrotizing pancreatitis in mice. Pancreas. 36 (2), 9-21 (2008).
  16. Tao, L., Reese, T. A. Making mouse models that reflect human immune responses. Trends Immunology. 38 (3), 181-193 (2017).
  17. Vandamme, T. F. Use of rodents as models of human diseases. Journal of Pharmacy and Bioallied Science. 6 (1), 2-9 (2014).
  18. Song, H. K., Hwang, D. Y. Use of C57BL/6N mice on the variety of immunological researches. Laboratory Animal Research. 33 (2), 119-123 (2017).
  19. Bogdanske, J. J., Stelle, S. H. -V., Riley, M. V., Schiffman, B. M. Suturing Principles and Techniques in Laboratory Animal Surgery. 1st edition. (1), CRC Press. (2010).
  20. Ray, A., Dittel, B. N. Isolation of mouse peritoneal cavity cells. Journal of Visualized Experiments. (35), e1488(2010).
  21. Schmidt, J., et al. A better model of acute pancreatitis for evaluating therapy. Annals of Surgery. 215 (1), 44-56 (1992).
  22. Liu, D. L., et al. Resveratrol improves the therapeutic efficacy of bone marrow-derived mesenchymal stem cells in rats with severe acute pancreatitis. International Immunopharmacology. 80, 106128(2020).
  23. Yang, X. F., et al. Chaiqin chengqi decoction alleviates severe acute pancreatitis associated acute kidney injury by inhibiting endoplasmic reticulum stress and subsequent apoptosis. Biomedicine & Pharmacotherapy. 125 (12), 110024(2020).
  24. Yang, X. F., et al. Chaiqin chengqi decoction alleviates severe acute pancreatitis associated acute kidney injury by inhibiting endoplasmic reticulum stress and subsequent apoptosis. Biomedicine & Pharmacotherapy. 125, 110024(2020).
  25. Venglovecz, V., Z, R., Hegyi, P. The effects of bile acids on pancreatic ductal cells. Pancreapedia: The Exocrine Pancreas Knowledge Base. (1), (2019).
  26. Roberts, S. E., Akbari, A., Thorne, K., Atkinson, M., Evans, P. A. The incidence of acute pancreatitis: impact of social deprivation, alcohol consumption, seasonal and demographic factors. Alimentary Pharmacology and Therapeutics. 38 (5), 539-548 (2013).
  27. Lerch, M. M., Gorelick, F. S. Models of acute and chronic pancreatitis. Gastroenterology. 144 (6), 1180-1193 (2013).
  28. Nakamura, K., Fukatsu, K., Sasayama, A., Yamaji, T. An immune-modulating formula comprising whey peptides and fermented milk improves inflammation-related remote organ injuries in diet-induced acute pancreatitis in mice. Biosci Microbiota Food Health. 37 (1), 1-8 (2018).
  29. Kui, B., et al. New insights into the methodolgy of L-Arginine-induced acute pancreatitis. PLoS One. 10 (2), 011758(2015).
  30. Xue, J., et al. Alternatively activated macrophages promote pancreatic fibrosis in chronic pancreatitis. Nature Communication. 6, 7158(2015).
  31. Lesina, M., Wormann, S. M., Neuhofer, P., Song, L., Algul, H. Interleukin-6 in inflammatory and malignant diseases of the pancreas. Seminars in Immunology. 26 (1), 80-87 (2014).
  32. Rao, S. A., Kunte, A. R. Interleukin-6: An early predictive marker for severity of acute pancreatitis. Indian Journal of Critical Care Medicine. 21 (7), 424-428 (2017).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Pancréatite biliairelavage péritonéaldosage de l'interleukine-6amylase sériqueexamen histologiqueanalyse du tissu pancréatiquerégion de canulation
Pancréatite aiguë sévère induite par le taurocholate de sodium chez les souris C57BL/6
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.