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Modèle de cicatrisation des plaies excisional murine et analyse histologique des plaies morphométriques

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DOI :

10.3791/61616

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21 août 2020

 , 
1Department of Anatomy and Cell Biology, University of Iowa

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit comment générer des blessures excisionnelles bilatérales et pleine épaisseur chez la souris et comment surveiller, récolter et préparer les plaies pour l’analyse morphométrique. On y trouve une description détaillée de la façon d’utiliser les sections histologiques périodiques pour définir, quantifier et détecter avec précision les défauts morphométriques.

Résumé

Le modèle de blessure excisional murine a été employé intensivement pour étudier chacune des phases séquentiellement superposées de la guérison de blessure : inflammation, prolifération et remodelage. Les plaies murines ont un lit de plaie histologiquement bien défini et facilement reconnaissable sur lequel ces différentes phases du processus de guérison sont mesurables. Sur le terrain, il est courant d’utiliser un « milieu » arbitrairement défini de la plaie pour des analyses histologiques. Cependant, les blessures sont une entité tridimensionnelle et souvent pas histologically symétrique, soutenant la nécessité d’une méthode bien définie et robuste de quantification pour détecter des défauts morphométriques avec une petite taille d’effet. Dans ce protocole, nous décrivons la procédure pour créer des plaies excisionnelles bilatérales de pleine épaisseur chez la souris ainsi qu’une instruction détaillée sur la façon de mesurer les paramètres morphométriques à l’aide d’un programme de traitement d’image sur certaines sections de série. Les mesures en deux dimensions de la longueur de la plaie, de la longueur épidermique, de la zone épidermique et de la zone de la plaie sont utilisées en combinaison avec la distance connue entre les sections pour extrapoler la zone épidermique à trois dimensions couvrant la plaie, la zone globale de la plaie, le volume épidermique et le volume des plaies. Bien que cette analyse histologique détaillée soit plus longue et plus gourmande en ressources que les analyses conventionnelles, sa rigueur augmente la probabilité de détecter de nouveaux phénotypes dans un processus intrinsèquement complexe de cicatrisation des plaies.

Introduction

La cicatrisation cutanée des plaies est un processus biologique complexe dont les phases se chevauchent séquentiellement. Il nécessite la coordination des processus cellulaires et moléculaires qui sont régulés temporellement et spatialement afin de restaurer la fonction barrière de l’épithélium endommagé. Dans la première phase, l’inflammation, les neutrophiles et les macrophages migrent dans la plaie, mobilisant les défenses locales etsystémiques 1. Suivre et chevaucher la phase inflammatoire est le stade de prolifération. Les fibroblastes commencent à proliférer rapidement et à migrer dans le tissu de granulation. Les kératinocytes éloignés du bord d’attaque prolifèrent vers la plaie à mesure que les kératinocytes différenciés du bord d’attaque migrent pour rééthélialiserla plaie 2. Enfin, la phase de remodelage et de maturation commence, au cours de laquelle les fibroblastes dans le tissu de granulation commencent à synthétiser et à déposer le collagène. Le remodelage et l’organisation de la nouvelle matrice peuvent durer jusqu’à 1 an après la blessure3. En raison de la complexité des événements qui se chevauchent impliquant des discussions croisées entre plusieurs types de cellules, et malgré des années de recherche, bon nombre des mécanismes cellulaires et moléculaires sous-jacents à la cicatrisation des plaies demeurent mal compris.

Le modèle de souris est le modèle mammifère prédominant pour étudier les mécanismes de cicatrisation des plaies en raison de leur facilité d’utilisation, de leur coût relativement faible et de leur manipulabilitégénétique 1,4,5. Bien que différents types de blessures aient été décrits dans le modèle murin, le plus commun est une blessure excisionnelle (coup de poing bilatéral ou biopsie directe de poinçon), suivie des modèles incisionnelsde blessure 4. Le modèle excisionnel de blessure a un avantage distinct au-dessus du modèle incisionnel car il génère intrinsèquement le tissu de contrôle qui n’a pas subi le processus curatif. Le tissu de biopsie de poinçon qui est excisé dans le cadre du protocole chirurgical peut être traité de la même manière que le tissu blessé et employé pour établir les conditions homéostatiques pour un critère désiré. Le tissu de contrôle excisé peut également être utile si l’évaluation des effets d’un prétraitement de peau ou la confirmation de l’altération réussie de gène au moment de lablessure 4.

Les paramètres de guérison peuvent être évalués par de nombreuses techniques différentes, y compris la planimétrie ou l’histologie. Cependant, la planimétrie ne peut évaluer que les caractéristiques visibles de la plaie, et en raison de la présence d’une croûte, souvent n’est pas corrélée aux mesures de guérison qui sont visualisées par l’histologie, faisant ainsi de l’histologie l’étalon-or del’analyse 4. Bien que l’analyse histologique soit l’étalon-or, elle est le plus souvent effectuée sur un sous-ensemble arbitraire dela plaie 6,7. Par exemple, couper la plaie en « moitié » avant d’intégrer et de sectionner la plaie est actuellement une pratique courante pour réduire le temps et les ressources consacrés à la section des matériaux et à l’analyse des données. La méthode d’analyse morphométrique décrite dans ce protocole a été développée pour englober le tissu entier de blessure, pour refléter exactement les caractéristiques morphologiques de la blessure, et pour augmenter la probabilité de détecter des défauts curatifs de blessure avec une petite taille d’effet. Dans ce protocole, nous détaillons une méthode chirurgicale pour générer la blessure murine la plus couramment étudiée, la blessure excisionnelle bilatérale pleine épaisseur, aussi bien qu’une méthode détaillée et rigoureuse pour l’analyse histologique telle est rarement employée dans le domaine.

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Protocole

Toutes les expériences ont été réalisées conformément à la réglementation fédérale et la politique et les procédures de l’Université de l’Iowa ont été approuvées par l’IACUC de l’Université de l’Iowa.

1. Animaux et élevage

  1. Utilisez des souris adultes de la lignée de souris désirée à l’âge de 8-10 semaines lorsque le stade du follicule pileux est en télogène.
  2. Le jour de la chirurgie, séparez les souris dans des cages propres et individuellement maison pour minimiser la perturbation des plaies.

2. Chirurgie

REMARQUE : Il n’est pas nécessaire de maintenir des conditions chirurgicales stériles. Bien qu’il soit nécessaire de prendre soin de maintenir la stérilité entre les animaux, la biopsie de poinçon elle-même se fait sur une surface propre, mais non stérile. La durée de la chirurgie par animal se situe entre 10 et 15 min.

  1. Anesthésie
    1. Anesthésier l’animal pendant 1-2 min dans une chambre d’induction avec le vaporisateur d’isoflurane réglé à un débit de 4-5% et le compteur d’écoulement d’oxygène fixé à 1 litre par minute. Voir Discussion pour d’autres options d’anesthésie.
    2. Confirmer l’anesthésie appropriée avant de commencer la procédure. La profondeur de l’anesthésie peut être confirmée par un pincement ferme des pieds.
    3. Transférer la souris du récipient d’induction vers un cône nasal et réduire le débit d’isoflurane à 1,5% et le débit d’oxygène à 0,5 L/min.
    4. Appliquez de l’onguent ophtalmique sur les deux yeux car la procédure dépasse 5 min.
    5. Maintenez la température normale du corps à l’aide d’un tampon thermique.
  2. Préparation du site de la plaie
    1. Utilisez une tondeuse à rasoir électrique dans un mouvement rostral caudal pour enlever la fourrure sur le dos de la souris au niveau des épaules. Retirez les cheveux plus bas sur le dos au besoin si vous effectuez plus de deux blessures.
    2. Retirez le reste des cheveux à l’aide d’une lame de rasoir dans un mouvement caudal rostral maintenu à 20° de l’arrière de la souris pour raser de près la zone coupée (figure 1A).
    3. Nettoyez la zone rasée avec un écouvillon povidone-iode.
    4. Essuyez la peau avec un tampon stérile de préparation à l’alcool isopropylique à 70 % pour réduire l’irritation cutanée potentielle de l’écouvillon d’iode.
  3. Blessant
    1. Pincez la peau entre les omoplates le long de la ligne médiane dorsale et tirez le skinfold pris en sandwich loin du corps (Figure 1B).
    2. Placez la souris sur le côté avec le bandeau sur une surface plane drapée d’une serviette propre à base de papier ou équivalent. Utilisez une feuille de cire dentaire sous la serviette pour protéger la surface sous-jacente contre les dommages (figure 1C).
    3. Placez le punch biopsie de la taille désirée aussi près du corps que possible et laissez la peau se détendre. Ne pas étirer la peau, ou la taille de la plaie sera plus grande que la taille de poinçon désigné( Figure 1D).
    4. Perforer la peau en appuyant sur le bas, un mouvement de bascule peut être utilisé pour s’assurer que toutes les couches de la peau des deux côtés ont été pénétrées (Figure 1E). Utilisez un nouveau punch biopsie pour chaque animal.
    5. Retirez les biopsies perforées desplaies ( Figure 1F). S’il ya encore des sites d’attachement utiliser des ciseaux stériles et pinces à épiler pour libérer le punch de la peau environnante. Traiter le tissu de contrôle de la biopsie par poinçon au besoin en fonction des plans en aval pour les analyses de cicatrisation des plaies (voir Discussion pour obtenir des suggestions).
    6. Prenez des photos macroscopiques à distance égale des sites de plaie ou avec une règle dans le cadre afin de mesurer la zone de la plaie initiale et d’éliminer les valeurs aberrantes de l’analyse.
    7. Administrer l’analgésie pendant au moins 24 h conformément à un protocole animal approuvé. Par exemple : Buprénorphine SR-LAB, injectée sous forme de dose unique sous-cutanée à 0,5-2 mg/kg pour 48 h de soulagement de la douleur (voir Discussion pour d’autres suggestions et considérations).
    8. Surveillez la souris pendant qu’elle sort de l’anesthésie jusqu’à ce qu’elle maintienne une posture verticale et marche normalement autour de la cage.

3. Surveillance post-blessure

  1. Surveillez quotidiennement les souris pour les critères d’évaluation expérimentaux déterminés par l’investigateur et conformément aux protocoles institutionnels. Par exemple: infection, perte de poids visible, ou une posture voûtée.
  2. Prenez quotidiennement des photos macroscopiques d’une manière contrôlée comme cela a été fait après la chirurgie initiale.

4. Récolte des blessures

  1. Euthanasier les souris au moment désiré après la blessure conformément à un protocole animal approuvé.
  2. Prenez des photographies macroscopiques des sites de plaies d’une manière contrôlée, conformément à l’acquisition de photographies antérieures (figure 2A,C).
  3. Couper un large rectangle autour des sites de plaies à l’aide d’un scalpel( Figure 2D,E).
  4. Libérez le morceau rectangulaire de tissu à l’aide de ciseaux et de pinces à épiler pour peler et couper la peau du tissusous-jacent (figure 2F). Placer dans une boîte de Pétri( Figure 2G).
  5. Récoltez les blessures. Coupez jusqu’à 2 mm de tissu non enroulé entourant tous les côtés de la plaie en forme rectangulaire (Figure 2H,I). Voir Discussion pour d’autres options pour récolter la plaie.
  6. Traiter les plaies selon les besoins pour les études subséquentes. Réservez au moins une plaie par souris pour l’intégration de la paraffine et l’analyse histologique.

5. Fixation et intégration des plaies

  1. Réparer la plaie
    1. Fixer le tissu de la plaie dans une solution de paraformaldéhyde fraîchement préparée4% 8 pour 3 h à température ambiante, puis transférer à 4 °C pendant la nuit. La microscopie électronique (EM) de qualité paraformaldéhyde et la filtration de solution ne sont pas nécessaires.
    2. Laver les plaies deux fois pendant 30 min en 1x PBS.
    3. Remplacer PBS par 70% ETOH et conserver à 4 °C jusqu’à l’intégration. Traiter les tissus dans les 24-48 h pour éviter la perte d’antigène ou dans les 1-2 semaines si seulement l’évaluation des caractéristiques histologiques.
  2. Traiter et intégrer la plaie
    1. Transférer chaque plaie sur une cassette d’intégration. Étiquetez les cassettes d’intégration au crayon car le processus enlèvera les encres.
    2. Traiter le tissu manuellement ou à l’aide d’un processeur automatisé en déshydratant le tissu avec des pourcentages croissants d’éthanol, en dégageant avec du xylène, puis en infiltrant le tissu avec de la cire de paraffine (tableau 1).
    3. Intégrer la plaie à 90° (« debout ») de la surface horizontale du moule d’intégration (Figure 3A,B).

6. Analyse de la zone des plaies du jour 0

  1. Téléchargez le logiciel libre NIH-Image J ou NIH-Fiji (https://imagej.net/Fiji/Downloads).
  2. Ouvrez un dossier avec une photo des blessures du jour 0.
  3. Cochez la case "Zone" sous Analysez | Définir les mesures.
  4. Sélectionnez "Set Scale" sous Analyser. Entrez la distance en pixels, la distance correspondante connue et l’unité de la distance (= unité de longueur) si les mesures macroscopiques font partie de l’étude ou sautent cette étape si seules des mesures relatives sont nécessaires.
  5. Sélectionnez "Sélections à main levée" sur la barre d’outils fidjienne.
  6. Décrire le périmètre de la plaie.
  7. Cliquez sur Mesurer sous Analyser.
  8. Créez une feuille de calcul pour suivre les mesures par animal et par plaie.
  9. Copiez la mesure de la zone de la plaie dans la feuille de calcul.
  10. Calculez la zone moyenne et l’écart type de toutes les blessures pour une expérience donnée.
  11. Exclure les blessures en dehors de deux écarts types de la moyenne de l’analyse histologique.

7. Sections en série

  1. Réfrigérer les blocs de plaies encastrés paraffine à 4 °C pendant la nuit.
  2. Insérez le bloc de paraffine sur le support de bloc de la microtome et orientez de sorte que la lame coupera directement à travers le bloc. Orientez le bloc de telle sorte que le tissu « se trouve » à 90° permettant la section simultanée de l’épiderme et du derme (Figure 3C,D).
  3. Faire 2-4 rubans de 20-30 sections de paraffine de 7 μm chacun.
  4. Utilisez un pinceau sec et une aiguille de taquinerie de dissection pour transférer chaque ruban sur une surface ferme mais maniable comme une feuille de plastique noir ferme.
  5. Détachez la partie supérieure de chaque ruban à l’aide d’une lame de rasoir et placez-la sur une lame de microscope.
  6. Observez les sections non tachées sous un microscope à champ lumineux pour déterminer lesquelles contiennent des tissus blessés, qui peuvent être identifiés par l’absence de follicule pileux, les changements dans l’apparence du tissu conjonctif ou de l’épiderme, et/ou la présence d’une tavelure (figure 4A,B).
  7. Jeter les sections non enroulées jusqu’à 20 sections avant le début de la plaie.
  8. Section à travers la plaie en répétant les étapes 7.3 et 7.4 jusqu’à ce qu’aucune blessure ne soit détectée dans les sections non tachées.

8. Montage de sections de paraffine

  1. Séparez les sections de paraffine toutes les 5 sections avec une lame de rasoir, en commençant par le premier ruban( Figure 3E).
  2. Étiquetez les diapositives au microscope avec le numéro de diapositives et tous les numéros de section.
  3. Prenez le groupe de 5 sections avec un pinceau humide et faites-les flotter à la surface de l’eau d’un bain d’eau chaude (40-45 °C) pour les aplatir.
  4. Choisissez le groupe de 5 sections du bain d’eau à l’aide d’une des diapositives au microscope étiquetées (figure 3F) et placez-les sur un chauffe-glissière réglé à 37 °C jusqu’à 24 h.
  5. Rangez les diapositives verticalement dans une boîte à diapositives.

9. Coloration histologique

  1. Transférer chaque diapositive de microscope8 e (équivalent à chaque section de paraffine40 e) sur une grille de coloration et une tache avec de l’hématoxyline et de l’éosine.

10. Imagerie microscopique

  1. Acquérir des images à l’aide d’un microscope à champ lumineux équipé d’un objectif 4x et de capacités d’acquisition numérique. Enregistrez l’échelle à laquelle l’image est prise.
  2. Imagez toute la plaie de la partie supérieure de chaque glissière tachée et assurez-vous d’inclure du tissu non tissé de chaque côté. Prenez plusieurs photos qui se chevauchent si la plaie est plus grande que le cadre d’une seule image.
  3. Enregistrez le fichier, y compris le numéro de section pour l’analyse morphométrique. Utilisez le numéro de section suivi d’un, b, c, etc. pour les images qui se chevauchent de la même blessure.

11. Analyse morphométrique

REMARQUE : Lorsque la plaie s’étend sur plusieurs photos, résumez les mesures prises à partir des photos individuelles pour obtenir une valeur par section métrique par blessure à enregistrer dans la feuille de calcul.

  1. Dans Image J, ouvrez un fichier numérique d’une image de plaie tachée. N’utilisez pas d’images cousues pour l’analyse. Effectuez des mesures sur les images superposées zoomées en trouvant des repères à laisser de côté et prenez des mesures d’une image à l’autre.
  2. Définissez l’échelle et les préférences de mesure.
    1. Sélectionnez "Set Scale" sous Analyser. Entrez la distance en pixels, la distance correspondante connue et l’unité de la distance (= unité de longueur). L’échelle doit apparaître dans la fenêtre et doit correspondre à l’échelle à l’échelle à l’image acquise.
    2. Cochez la case" Global" pour garder l’échelle la même pour chaque image ouverte.
    3. Répétez les étapes 11.2.1 à 11.2.2 chaque fois que l’image J est fermée et rouverte.
    4. Cochez la case "Zone" sous Analysez | Définir les mesures.
  3. Mesurer la longueur de la plaie
    1. Sélectionnez "Sélections à main levée" sur la barre d’outils fidjienne.
    2. Mesure à partir du dernier follicule pileux du tissu non blessé d’un côté de la plaie au premier follicule pileux du tissu non blessé de l’autre côté de la plaie (Figure 4A,B).
    3. Tracez le long de la jonction dermo-épidermique pour atteindre ces deux points de repère. Si l’épiderme ne couvre pas toute la plaie, suivez la jonction dermo-épidermique d’un côté de la plaie et où la langue migrante se termine continuer à suivre l’aspect supérieur du tissu granulation ou la jonction entre le tissu de granulation et la tavelure jusqu’à ce que vous atteigniez la langue migrante, puis enfin le premier follicule pileux du tissu non blessé de l’autre côté (Figure 4E,F).
    4. Sous Analyser, cliquez sur Mesurer. La longueur de la mesure apparaîtra dans les mêmes unités que dans l’échelle.
    5. Créez une feuille de calcul pour suivre les mesures (Tableau supplémentaire 1).
    6. Copiez la longueur de la plaie dans la feuille de calcul.
  4. Mesurer la longueur épidermique
    1. Si l’épiderme couvre toute la plaie, la longueur épidermique est la même que la longueur de la plaie.
      1. Copiez la mesure de la « longueur des plaies » dans la colonne « longueur épidermique » de la feuille de calcul Excel et passez à l’étape 11.5.
    2. Si l’épiderme ne couvre pas toute la plaie, sélectionnez les «sélections à main levée» et mesurez la distance entre chaque bord d’attaque épidermique suivant l’aspect supérieur du tissu granulation ou la jonction entre le tissu granulationnel et la tavelure au premier follicule pileux(figure 4C,D).
      1. Sous Analyser, cliquez sur Mesurer.
      2. Soustrayez cette mesure de la longueur de la plaie et enregistrez le nombre sous « longueur épidermique » dans la feuille de calcul Excel.
  5. Mesurer la zone de la plaie
    1. Sélectionnez "Sélections à main levée" sur la barre d’outils fidjienne.
    2. Mesurez à partir du dernier follicule pileux du tissu non blessé d’un côté de la plaie au premier follicule pileux du tissu non blessé de l’autre côté de la plaie (Figure 4A,B,E,F).
    3. Tracez l’aspect supérieur de l’épiderme (n’incluez pas la tavelure) ou l’aspect supérieur du tissu de granulation si la plaie n’est pas entièrement couverte par l’épiderme.
    4. Continuer à tracer verticalement le long du follicule pileux dans le tissu de granulation une fois que le follicule pileux opposé est atteint et jusqu’à ce que le tissu adipeux ou le muscle est atteint. Suivez la bordure inférieure du tissu granulé de l’autre côté de la plaie et rejoignez le point de départ le long du follicule pileux pour fermer la zone (Figure 4E,F).
    5. Sous Analyser, cliquez sur Mesurer.
    6. Copiez la zone de la plaie dans la feuille de calcul sous « zone de blessure mesurée ».
  6. Mesurer la zone épidermique
    1. Sélectionnez "Sélections à main levée" sur la barre d’outils fidjienne.
    2. Si la plaie est entièrement épithélialisée :
      1. Tracez le long de l’aspect supérieur de l’épiderme jusqu’à ce que le follicule pileux opposé soit atteint et complétez la zone en « revenant » au point de départ suivant la jonction dermo-épidermique entre l’épiderme et le derme (figure 4D).
      2. Sous Analyser, cliquez sur Mesurer.
      3. Copiez la zone épidermique dans la feuille de calcul Excel sous « zone épidermique mesurée » et passez à l’étape 11.7.
    3. Si la plaie n’est pas entièrement épithélialisée :
      1. Tracez le long de l’aspect supérieur de l’épiderme jusqu’au bord d’attaque et retournez au point de départ suivant la jonction dermo-épidermique(figure 4C).
      2. Sous Analyser, cliquez sur Mesurer.
      3. Répétez l’étape 11.6.3.1 et 11.6.3.2 de l’autre côté de la plaie.
      4. Sous Analyser, cliquez sur Mesurer.
      5. Résumer les deux chiffres obtenus aux étapes 11.6.3.2 et 11.6.3.4 et entrer le résultat sous « zone épidermique mesurée » dans la feuille de calcul.
  7. Répétez les étapes 11.3 à 11.6 sur chaque40ème section (chaque 8ème diapositive).
  8. Calculer la zone épidermique de toute la plaie.
    1. Créez une nouvelle colonne dans la feuille de calcul « zone épidermique calculée » à côté de la « longueur épidermique ».
    2. Multipliez le nombre de « longueur épidermique » par 280 pour chaque section à l’exception de la dernière (section de 7 μm d’épaisseur x 40 sections).
    3. Multipliez le nombre de « longueur épidermique » par 7 pour la dernière section (épaisseur de la section).
    4. Sommez la valeur de la « zone épidermique calculée » pour chaque section afin d’obtenir la zone épidermique de l’ensemble de la plaie.
  9. Calculer la zone de la plaie de toute la plaie.
    1. Répétez les étapes 11.8.1 à 11.8.4 en utilisant les mesures de longueur de la plaie.
  10. Calculer le volume épidermique de toute la plaie.
    1. Répétez les étapes 11.8.1 à 11.8.4 en utilisant les mesures « zone épidermique mesurée ».
  11. Calculer le volume de la plaie entière.
    1. Répétez les étapes 11.8.1 à 11.8.4 en utilisant les mesures de la « zone de blessure mesurée ».
  12. Calculer le pourcentage de volume épidermique dans la plaie.
    1. Divisez le volume épidermique total par le volume total de plaies et multipliez par 100 pour obtenir le pourcentage (ne faites pas ce ratio pour chaque section).
  13. Calculer le pourcentage de zone épidermique parmi la zone de la plaie.
    1. Diviser la zone épidermique totale par la zone de plaie totale et multiplier par 100 pour obtenir le pourcentage. Si une plaie est entièrement épithélialisée, ce nombre devrait être de 100.

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Résultats

La figure 5 représente la fourchette des valeurs mesurées et calculées obtenues en effectuant une analyse morphométrique sur des plaies de type sauvage générées par plusieurs chirurgiens et analysées par différents individus dans différentes souches de souris. Les souris de type sauvage de différentes souches peuvent afficher des différences statistiques telles que décrites dans nos études et dans lalittérature 9,10. Sur la base de c...

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Discussion

Le modèle bilatéral de blessure excisional est une procédure hautement personnalisable qui peut être employée pour étudier beaucoup de différents aspects de la guérison de blessure. Avant de commencer un projet de cicatrisation des plaies, les chercheurs devraient effectuer une analyse de puissance pour déterminer le nombre de blessures nécessaires pour détecter un défaut d’une taille d’effet particulière. Des incohérences existent dans la littérature sur la question de savoir si des souris ou des blessures individuelles...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Remerciements

Nous sommes reconnaissants à tous les membres du Laboratoire Dunnwald qui ont contribué à l’optimisation de ce protocole au fil des ans, et à Gina Schatteman dont la persistance dans la promotion de l’utilisation de la section sérielle pour l’analyse des plaies a rendu possible sa création. Ces travaux ont été soutenus par le financement des NIH/NIAMS à Martine Dunnwald (AR067739).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
100 % éthanol
70 % éthanol
80 % éthanol
95 % éthanol
Préparation à l’alcoolNOVAPLUSV910070 % alcool isopropylique, hydroxyde
d’ammonium
biopsieCellpath22-222-012
FeuilleQuelque chose de ferme mais manipulable de la taille d’une feuille de papier
MicroscopeAvec des capacités d’acquisition numérique et un objectif 4X
Applicateurs
Lambeaux de22 x 60 #1
Feuilles
de cire dentaireAppareil photoInclure une règle pour l’échelle, le cas échéant
Dissection aiguille de taquinage (droite)
Moules d’enrobage22 x 22 x 12
Anneaux d’enrobageSimport Scientific Inc.M460
Eosin Y
Acide
Tondeuse à
Coussin chauffantConairCoussin chauffant sec et humide
Hématoxyline
Microtome
Pinceaux Paraffine
Type 6
Paraformaldéhyde
Permount
Solution tampon de phosphate (PBS)
Povidone-iodeAplicare82-255
Cassette de traitementSimport Scientific Inc.M490-2
Lames de rasoirASR.009Lames de scalpel à usage régulier
#10
Manche
Ciseaux chirurgicaux tranchants stérilespour la chirurgie
PoinçonsTaille déterminée par le chercheur
Boîtes de
Chauffe-lames
Lames de microscope supergivréesFisher Scientific22 037 246
Bain-marie
Station d’enrobagede tissus Minimum d’un distributeur de paraffine et d’une plaque froide
Processeurde tissus Minimum d’un four avec pompe à vide
Triple antibiotique Pince à épiler pour pommade
, pointestérile pour
pince à épiler chirurgicale, pointestérile pour la chirurgie
WypAll X60Kimberly-Clark34865
stérile Coussinets de de plastique noire à fond clair à pointe de coton recouvrement numérique acétique glacialcheveux lames de microtome de scalpel de biopsie cutanée lamesde contrôle de la températureophtalmique incurvée effilée

Références

  1. Eming, S. A., Martin, P., Tomic-Canic, M. Wound repair and regeneration: mechanisms, signaling, and translation. Science Translational Medicine. 6 (265), (2014).
  2. Park, S., et al. Tissue-scale coordination of cellular behaviour promotes epidermal wound repair in live mice. Nature Cell Biology. 19 (2), 155-163 (2017).
  3. Gurtner, G. C., Werner, S., Barrandon, Y., Longaker, M. T. Wound repair and regeneration. Nature. 453 (7193), 314-321 (2008).
  4. Ansell, D. M., Campbell, L., Thomason, H. A., Brass, A., Hardman, M. J. A statistical analysis of murine incisional and excisional acute wound models. Wound Repair Regeneration. 22 (2), 281-287 (2014).
  5. Elliot, S., Wikramanayake, T. C., Jozic, I., Tomic-Canic, M. A Modeling Conundrum: Murine Models for Cutaneous Wound Healing. Journal of Investigative Dermatology. 138 (4), 736-740 (2018).
  6. Crowe, M. J., Doetschman, T., Greenhalgh, D. G. Delayed wound healing in immunodeficient TGF-beta 1 knockout mice. Journal of Investigative Dermatology. 115 (1), 3-11 (2000).
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