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Une méthode de culture pour maintenir les cellules souches hématopoïétiques humaines quiescentes

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DOI :

10.3791/61938

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17 mai 2021

 , 
1Department of Stem Cell Biology, Research Institute, National Center for Global Health and Medicine

Dans cet article

Résumé

Ce protocole permet le maintien des cellules souches hématopoïétiques humaines quiescentes in vitro en imitant le microenvironnement de moelle en utilisant des acides gras abondants, le cholestérol, des concentrations plus faibles de cytokines, et l’hypoxie.

Résumé

Les cellules souches hématopoïétiques humaines (HSC), comme d’autres HSC mammifères, maintiennent l’hématopoiesis à vie dans la moelle osseuse. Les HSC restent in vivo quiescents, contrairement aux progéniteurs plus différenciés, et entrent rapidement dans le cycle cellulaire après la chimiothérapie ou l’irradiation pour traiter des lésions de moelle osseuse ou la culture in vitro. En imitant le microenvironnement de moelle osseuse en présence d’acides gras abondants, de cholestérol, d’une faible concentration de cytokines et d’hypoxie, les HSC humains maintiennent la quiescence in vitro. Ici, un protocole détaillé pour maintenir les HSC fonctionnels dans l’état de quiescent in vitro est décrit. Cette méthode permettra d’études sur le comportement des HSC humains dans des conditions physiologiques.

Introduction

Les cellules souches hématopoïétiques (HSC) et les cellules progénitrices multipotentes (MPP) forment de façon coordonnée un réservoir pour la reconstitution continue des cellules différenciées afin de maintenir l’hématopoïèse tout au long de la vie chezl’homme 1. La quiescence du cycle cellulaire est une caractéristique importante des CSH, les différeciant des MPPs2. Traditionnellement, les HSC sont pensés pour résider au sommet de la hiérarchie du système hématopoïétique, produisant toutes les cellules sanguines différenciées. Ce modèle hiérarchique a été principalement déduit des expériences de transplantation3. Cependant, des études récentes ont indiqué que la dynamique des HSC diffère in vivo par rapport à ceux dans les expériences de transplantation4,5,6,7. Les expériences de traçage de lignée utilisant plusieurs systèmes de codage à barres ont indiqué que les HSCs murins phénotypiques ne sont pas un type cellulaire unique qui contribue à l’hématopoïèse à l’état stable, et les MPP, qui affichent une activité d’auto-renouvellement limitée sur les paramètres de transplantation, fournissent continuellement des cellules sanguines matures4,5,8. En revanche, la contribution des HSC aux cellules matures est augmentée après une lésion de moelleosseuse 4. Ceci peut être attribué aux changements radicaux dans le microenvironnement suivant l’ablation de moelle, y compris la transplantation de moelle. Bien qu’il soit difficile d’appliquer le traçage de lignée des cellules murines aux cellules humaines, l’analyse phylogénétique combinant l’isolement unicellulaire de colonie et le séquençage du génome entier a révélé une propriété similaire du système hématopoïétique, dans laquelle les HSC et les MPP sont responsables de la production quotidienne de cellulesmatures 7. Ainsi, bien que la transplantation soit essentielle pour examiner l’activité murine ou humaine de HSC, d’autres modèles expérimentaux sont nécessaires pour comprendre les comportements des HSCs dans des conditions physiologiques.

Les méthodes de culture des HSC ont été étudiées en détail pour comprendre leurs applications et caractéristiques cliniques. Les HSC humains peuvent être étendus in vitro à l’aide d’une combinaison de cytokines, de reconstitution de matrices extracellulaires, d’ablation d’antagonistes de l’auto-renouvellement, de co-culture avec des cellules mésenchymiques ou endothéliales, d’ajout d’albumine ou de son remplacement, de transduction de facteurs de transcription d’auto-renouvellement et d’ajout de composés à petitesmolécules 9,10. Certaines de ces méthodes, y compris l’ajout de petits composés SR111 et UM17112, ont été testées dans des essais cliniques avec des résultatsprometteurs 9. Compte tenu de la nature quiescente des HSC in vivo, le maintien des HSC avec le cycle cellulaire minimal est critique pour récapituler le comportement de HSC in vitro. Les HSC quiescents et proliférants présentent l’entrée différentielle de cyclecellulaire 13,le statutmétabolique 14,et la tolérance contre des contraintesmultiples 15. Les méthodes utilisées pour maintenir la quiescence des HSC humains in vitro sont limitées.

En imitant le microenvironnement de la moelle osseuse (hypoxique et riche en lipides) et en optimisant la concentration des cytokines, les HSC humains peuvent être maintenus indifférenciés et quiescents sous culture. La récapitulation in vitro de la nature quiescente des HSC améliorera la compréhension des propriétés à l’état stable des HSC et permettra une manipulation expérimentale des HSC.

Protocole

Le protocole suit les lignes directrices du National Center for Global Health and Medicine. Toutes les procédures expérimentales effectuées sur des souris sont approuvées par le Comité d’expérimentation animale du National Center for Global Health and Medicine.
REMARQUE : Un aperçu du protocole est illustré à la figure 1.

1. Préparation lipidique

  1. Dissoudre les lipides suivants dans le méthanol dans les tubes de verre aux concentrations indiquées : palmitate de sodium, 16 mg/mL; oléate de sodium, 30 mg/mL; et le cholestérol, 4 mg/mL. Conserver la solution lipidique à -30 °C et décongeler l’échantillon avant utilisation.
  2. Mélanger les solutions lipidiques préparées à l’étape 1.1 dans un tube de verre frais aux doses nécessaires pour obtenir la concentration finale de 100 μg/mL de palmitate, 100 μg/mL d’oléate et 20 μg/mL de cholestérol. Par exemple, lors de la préparation de 10 mL de culture, mélanger 62,5 μL de solution palmitate, 33 μL de solution oléate, et 50 μL de solution de cholestérol dans le tube de verre.
  3. Évaporer le méthanol en passant du gaz azoté à travers la solution lipidique (figure 2A et 2B). Si le gaz azoté n’est pas disponible, passez l’air à travers la solution à l’aide d’une pipette-aid.
  4. Évaporez complètement le méthanol restant en chauffant le tube de verre dans un bain d’eau à 37 °C (figure 2C).
    REMARQUE : L’utilisation d’une forte concentration de gaz N2 dans l’espace confiné est potentiellement nocive. Bien que le volume utilisé dans le protocole pour évaporer le méthanol soit limité et donc considéré comme sûr, il est important de ventiler adéquatement la pièce et d’étiqueter les zones de concentrations potentiellement élevées de gaz N2 en cas de fuite de gaz inattendue.

2. Préparation moyenne

  1. Préparer le milieu Eagle modifié (DMEM)/F12 de Dulbecco (avec HEPES et glutamine). Ajouter la pénicilline et le sulfate de streptocycine au milieu à la concentration finale de 50 unités et 50 μg/mL, respectivement. Le milieu DMEM/F12 contenant des antibiotiques peut être conservé à 4 °C pendant au moins 2 mois.
  2. Ajouter 4 % w/v d’albumine de sérum bovin (BSA) au milieu Eagle modifié (DMEM)/F12 de Dulbecco (avec HEPES et glutamine).
  3. Réglez le pH du milieu au pH 7.4-7.8 en utilisant la solution NaOH, généralement au pH 7.6.
  4. Ajouter le milieu au tube de verre préparé à l’étape 1. Pour parvenir à une solution avec une solubilité maximale, l’ajout de 3-15 mL moyen est recommandé.
  5. Dissoudre complètement les lipides par sonication (optimale : plus de 20 min de sonication). Après la dissolution de la BSA et des lipides, l’échantillon doit être stocké à -80 °C et utilisé dans les 2 mois. Décongeler immédiatement avant l’utilisation.
  6. Ajouter 1/1 000 du mélange d’insuline, de transferrine, de sélénite de sodium et d’éthanol amine (ITS-X) au mélange DMEM/F12. Filtrer le milieu mixte à l’aide d’un filtre de 0,22 μm (désigné comme « média de culture »). Avant utilisation, ajouter le facteur de cellules souches humaines (SCF) et la thrombopoïétine humaine (TPO) aux médias de culture à une concentration finale de 3 ng/mL chacune. Après avoir ajouté les cytokines et ITS-X, le milieu ne peut pas être stocké.
  7. Tampon de coloration : Ajouter 10 % de FCS à la solution saline tamponnée de phosphate (PBS) sans ca et mg. Cette solution peut être stockée à 4 °C pendant 2 semaines.
  8. Décongeler les supports : Ajouter 10 % de FCS au DMEM/F12. Cette solution est à usage unique.
  9. Solution de stock de cytokine : Dissoudre chaque SCF humain ou TPO humain dans PBS (Ca- et Mg-free) à 20 μg/mL. Cette solution peut être stockée à -80 °C pendant au moins un an sans perte d’activité. Une fois décongelée, conserver la solution de bouillon à 4 °C et l’utiliser dans un délai de 1 mois.
    REMARQUE : Examinez le lot après chaque achat afin d’éviter toute variation des contaminants dans la BSA. Culture HSCs en même temps avec différents lots de BSA et d’examiner le nombre phénotypique HSC au jour 7 comme décrit ci-dessous. Si un lot bsa montre un faible nombre ou fréquence de cellules CD34+ (par exemple moins de la moitié du nombre de cellules d’entrée), évitez d’utiliser ce lot.

3. Préparation de la moelle osseuse humaine CD34+ cellules

  1. Achetez des cellules humaines CD34+ moelle osseuse et stockez les cellules dans de l’azote liquide jusqu’à utilisation. Alternativement, les cellules de moelle osseuse d’un volontaire en bonne santé ou de cellules sanguines fraîches de cordon ombilical peuvent être utilisées sur approbation par le comité éthique de l’institut et le consentement du donneur.
  2. Réchauffer 10 mL de décongeler les supports dans un tube conique de 15 mL dans un bain d’eau de 37 °C.
  3. Décongeler les cellules congelées dans des flacons dans un bain d’eau de 37 °C dans les 2 minutes. Après avoir essuyé le flacon avec 70 % d’éthanol pour éliminer les contaminants, transférez les cellules dans le tube conique de 15 mL contenant le milieu préchauffé à partir de l’étape 3.2.
  4. Centrifugeuse le tube de 15 mL à 200 × g pendant 15 min à température ambiante. Aspirer soigneusement le supernatant pour garder la pastille intacte (en laissant < 50 μL de milieu). Resuspendez les cellules avec le milieu restant et transférez-les dans un tube de 1,5 mL sur la glace.
    REMARQUE : L’exposition à des échantillons d’origine humaine directement dans la muqueuse, y compris l’œil ou les tissus blessés, peut causer une infection par des agents pathogènes connus ou inconnus; ainsi, les gants et les lunettes sont recommandés lors de la manipulation des cellules humaines. Même si les CD34 + cellules achetéessont négatifs pour le virus de l’hépatite B (VHB), le virus de l’hépatite C (VHC) et le virus de l’immunodéficience humaine 1 (VIH1), une surveillance attentive devrait être effectuée conformément aux lignes directrices institutionnelles en cas d’incidence d’exposition. Suivez les directives institutionnelles lors de l’élimination des matériaux exposés aux cellules humaines.

4. Tri des HSC

  1. Étiquetez les cellules avec des anticorps conjugués au fluorochrome. Mélangez 50 μL de tampon de coloration plus 10 μL d’anti-CD34-FITC, 2 μL d’anti-CD38-PerCP-Cy5.5, 5 μL d’anti-CD90-PE-Cy7 et 10 μL d’anti-CD45RA-PE. Resuspendez la pastille cellulaire dans le mélange d’anticorps. Incuber les cellules pendant 30 min à 4 °C dans l’obscurité.
  2. Ajouter 1 mL de tampon de coloration pour laver les anticorps. Centrifugeuse les tubes à 340 × g pendant 5 min à 4 °C. Jeter le surnatant.
  3. Resuspendez la pastille cellulaire dans 0,5 mL de tampon de coloration + 0,1% d’iodure de propidium. Transférer la suspension dans un tube de 5 mL à l’aide d’un filtre de 40 μm.
  4. Portez les HSC phénotypiques dans le PI-CD34+CD38-CD90+CD45RA- fraction utilisant le FACS Aria-IIIu et triez les cellules dans un tube de 1,5 mL rempli de 500 μL de médias culturels (Figure 3). À l’aide de la stratégie de gating indiquée à la figure 3,on s’attend à ce que ~10 % des cellules CD34+ soient phénotypiques. Enregistrez le numéro de cellule trié pour calculer le volume de médias pour résuspendre les cellules à l’étape 5.3.
    REMARQUE : La stratégie de blocage est exécutée comme décritprécédemment 16 tout en omettant la tache de marqueur de lignée étant donné la faible expression des marqueurs de lignée dans le CD34+CD38- fraction des individus en bonne santé17.
  5. Centrifugeuse les cellules triées à 340 × g pendant 5 min à 4 °C et jeter le supernatant. Aspirez soigneusement le surnatant pour s’assurer que la pastille reste intacte.
  6. Conserver les cellules triées sur la glace jusqu’à la culture.
    REMARQUE : La compensation par fluorescence du chevauchement spectral devrait être effectuée au cours de la première expérience.

5. Culture cellulaire

  1. Transférer 200 μL des supports de culture contenant des cytokines préparées à l’étape 2 dans des plaques à fond plat de 96 puits.
  2. Pour éviter l’évaporation du milieu, remplissez tous les puits inutilisés de 100 à 200 μL de PBS.
  3. Resuspendez les HSC triés dans les médias de culture sans cytokines à 60 cellules/μL.
  4. Aliquot 600 HSCs/puits (10 μL de suspension cellulaire) dans chaque puits. Le numéro de cellule peut être modifié. Moins de 300 cellules entraîneront une plus grande variation technique, et donc plus de puits par condition sont nécessaires pour détecter les différences biologiques. La culture de plus de 1000 cellules dans un seul puits doit être évitée en raison de la privation de cytokine/nutriments ou de l’accumulation de cytokines/chimiokines défavorables.
  5. Culture des cellules dans un incubateur multi-gaz humidifié à 37 °C dans une atmosphère de CO2 à 5 % et de 1 % o2.
  6. Pour les cultures de plus de 7 jours, le remplacement de la moitié du volume des médias tous les 3-4 jours est recommandé. Aspirez soigneusement 100 μL de médias par pipetage et ajoutez 100 μL de supports de culture nouvellement préparés contenant des cytokines à chaque puits. Les médias culturels doivent être préchauffés à 37 °C.

6. Analyse des phénotypes marqueurs à l’aide de la cytométrie du débit

REMARQUE : Bien que les cellules doivent être analysées après 7 jours de culture, la durée de la culture peut être modifiée.

  1. Jeter 170 μL du milieu à l’aide d’une pipette à 8 canaux.
  2. Étiquetez les cellules avec le mélange d’anticorps. Mélanger 0,5 μL d’anti-CD34-FITC, 0,1 μL d’anti-CD38-PerCP-Cy5.5, 0,25 μL d’anti-CD90-PE-Cy7, 0,5 μL d’anti-CD45RA-PE et 9 μL de tampon de coloration par puits. Ajouter 10 μL du mélange à la plaque de 96 puits et incuber les cellules pendant 30 min à 4 °C dans l’obscurité.
  3. Pour laver les anticorps, ajouter 100 μL de tampon de coloration aux puits et centrifuger les plaques à 400 × g pendant 5 min à 4 °C à l’aide d’une faible accélération et d’une décélération moyenne.
  4. Aspirez soigneusement 100 μL du supernatant pour maintenir les cellules au fond des puits, puis résuspendez les cellules dans 200 μL de tampon de coloration + 0,1 % v/v de PI + 1 % v/v de microsphériques fluorescentes (p. ex., fluorosphères flow-check).
  5. Configurer l’instrument de cytométrie d’écoulement. Obtenez des données pour les échantillons en mode rapide avec un mode échantillon mixte sur et des volumes d’absorption de 100 μL.
  6. Exportez les données au format FCS et analysez-les à l’aide de logiciels tels que FlowJo. Les numéros de cellules peuvent être déterminés à l’aide du nombre de perles de microsphère fluorescente. Par exemple, si le chercheur ajoute 2000 perles par puits et que le nombre de perles est de 700, multipliez le nombre de cellules de chaque fraction d’ici 2000/700 pour estimer le nombre total de cellules de la fraction dans le puits.
    REMARQUE : Les microsphériques fluorescents sont toxiques pour les cellules de culture en raison de la présence de formaldéhyde. Cela peut induire la mort cellulaire pendant l’analyse. Réduire au minimum le nombre de puits (<50 puits) analysés en permanence afin d’éviter les biais.

7. Transplantation de HSC humains

REMARQUE : L’activité de repeuplement des cellules de culture est validée par transplantation à des souris immunodéficientes. Toutes les procédures doivent être approuvées par des comités d’expérimentation animale ou leurs équivalents.

  1. En tant que donneurs, préparez un nombre suffisant de souris immunodéficientes nod-SCID-Il2rg-null (NOG) de 8 à 12 semaines. Comme les souris NOG sont très sensibles à l’infection, gardez les cages de reproduction aussi propres que possible et nourrissez les souris avec un régime et de l’eau stérilisés.
  2. Culture d’un nombre suffisant de CSS pour la transplantation tel que décrit à l’étape 5. Par exemple, lorsque 5 000 HSC (équivalent jour 0) sont transplantés sur 6 souris receveurs, la culture est de 35 000 à 40 000 HSC dans 40 puits d’une plaque de 96 puits (200 μL de culture par puits) ou dans 8 puits d’une plaque de 24 puits (1 mL de culture par puits). Culture des cellules pendant 2 semaines avec des changements demi-médias tous les 3-4 jours dans un incubateur multi-gaz humidifié à 37 °C avec 5% de CO2 et 1% O2. La durée de la culture peut être modifiée.
  3. Irradier les souris NOG à 2,5 Gy à 6-24 h avant la transplantation.
  4. Recueillir les HSC cultivés dans des tubes de 1,5 mL. Centrifugeuse les tubes à 340 ×g pendant 5 min à 4°C.
  5. Aspirez soigneusement les supernatants et résuspendez les cellules dans un tampon stérile de coloration glacée à une densité cellulaire de 5 000 HSC (équivalent jour 0) par 200 μL. Transférez cette suspension dans des tubes en polypropylène de 3 mL. Pour stériliser le tampon de coloration, filtrez-le à l’aide d’un filtre de 0,22 μm.
  6. Avant la transplantation, anesthésier les souris par inhalation de sevoflurane ou d’isoflurane.
  7. Pour transplanter 5000 HSC cultivés (équivalent jour 0), injectez 200 μL de la suspension cellulaire dans la veine de la queue ou sinus orbital rétro de souris NOG irradiées à l’étape 7.1 à l’aide d’une seringue de 1 mL et d’une aiguille de calibre 27. Les CSS de moelle osseuse fraîchement isolés ou décongelés peuvent être transplantés comme un contrôle. Les gants doivent être stérilisés avec 70 % d’éthanol v/v entre chaque intervention.

8. Analyse de la fréquence des cellules d’origine humaine dans le sang périphérique

  1. Pour examiner le repeuplement des cellules humaines, recueillir le sang périphérique à 1, 2 et 3 mois après la transplantation.
  2. Avant de recueillir le sang périphérique, anesthésier les souris par inhalation de sevoflurane.
  3. Recueillir 40-80 μL de sang périphérique du sinus rétro-orbital à l’aide de tubes capillaires en verre héparinisé et suspendre cet échantillon en 1 mL de PBS + héparine (1 U/mL) dans des tubes de 1,5 mL.
  4. Centrifugeuse de la suspension sanguine à 340 × g pendant 3 min à 4 °C. Jeter le supernatant et résuspendre la pastille en 1 mL de PBS + 1,2% w/v dextran (200 kDa) pendant 45 min à température ambiante.
  5. Transférer le supernatant dans un autre tube de 1,5 mL et une centrifugeuse à 340 × g pendant 3 min.
  6. Pour la lyse des globules rouges, resuspendez les cellules en 0,17 M NH4Cl pendant 5 min.
  7. Centrifugeuse la suspension cellulaire 340 × g pendant 3 min à 4 °C. Resuspendez les cellules dans 50 μL de tampon de coloration contenant 0,3 μL d’anti-souris Fc-bloc. Incuber cet échantillon à 4 °C pendant 5 min.
  8. Ajouter les anticorps suivants pour la coloration des marqueurs de surface : 0,3 μL de souris CD45-PE-Cy7, 0,3 μL souris Ter-119-PE-Cy7, 0,3 μL de CD45-BV421 humain, 0,3 μL de CD13-PE humain, 1,2 μL de CD33-PE humain, 0,3 μL de CD19-APC humain, 0,3 μL de CD3-APC-Cy7 humain. Incuber les cellules à 4 °C pendant 15 min.
  9. Laver une fois avec 1 mL de tampon de coloration et centrifugeuse à 340 × g pendant 5 min à 4 °C.
  10. Jetez le supernatant et resuspendez les cellules dans 200 μL de tampon de coloration + 0,1% v/v de PI.
  11. Transférez la suspension cellulaire dans une plaque à fond plat de 96 puits et obtenez des données à l’aide du cytomètre d’écoulement en mode rapide avec le mode échantillon mix et un volume d’absorption de 100 μL.
  12. Exportez les données au format FCS pour analyse à l’aide de logiciels tels que FlowJo.
  13. Configurer le cytomètre d’écoulement. Obtenez des données pour les échantillons en mode rapide avec le mode échantillon mix et un volume d’absorption de 100 μL.
  14. Exportez les données au format FCS pour analyse à l’aide de logiciels tels que FlowJo.

Résultats

Après 7 jours de culture des HSC purifiés, jusqu’à 80% des cellules ont montré des phénotypes marqueurs de CD34+CD38- (Figure 4A). Le nombre total de cellules dépendait de la concentration en cytokine (figure 4B). Des concentrations plus élevées de SCF et de TPO ont induit l’entrée dans le cycle cellulaire, la prolifération et la différenciation (figure 4B). Le nombre de HSC phénotypiques caractérisés par les phénotypes marqueurs de CD34+CD38-CD90+CD45RA- a augmenté proportionnellement aux concentrations de SCF ou de TPO (figure 4B), alors que la fréquence parmi les cellules totales a diminué(figure 4C). Le nombre total de cellules était égal dans les combinaisons 1,5 ng/mL SCF et 4 ng/mL TPO et les combinaisons SCF 3 et 2 ng/mL TPO de 3 ng/mL, ce qui suggère que les HSC sont quiescents pendant l’activation minimale du cycle cellulaire. Compte tenu des différences individuelles, la titration de cytokine est recommandée pour chaque donneur de moelle osseuse.

Après 3 mois de transplantation de HSCs adultes cultivés de moelle, la reconstitution peut être évaluée comme leur fréquence dans le sang périphérique des CD45+ murine humains CD45- Ter119- cellules. Trois lignées, y compris les cellules CD19+ B, les cellules myéloïdes CD13/CD33+ et les lymphocytes T CD3+ ont été reconstituées chez des souris NOG transplantées avec des HSC fraîchement décongelés ou des HSC cultivés (figure 5).

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Figure 1. Vue d’ensemble de la procédure. Le résumé graphique de la procédure a impliqué le tri, la culture, et l’analyse des cellules souches hématopoïétiques humaines (HSCs). S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

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Figure 2. Procédure d’évaporation du méthanol de la solution lipidique. A) Bouteille de gaz d’azote avec régulateur de gaz. B) Procédure de passage du gaz azoté à travers la solution lipidique dissoute dans le méthanol. C) Lipides adhérant au fond du tube de verre. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

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Figure 3. Stratégie de gating pour trier les HSC. Les intrigues montrent fermé CD34+CD38-CD90+CD45RA- cellules. Environ 10 % des cellules CD34+ étaient phénotypiques. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

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Figure 4. Numéros de cellules représentatifs après 7 jours de culte. A) Parcelle représentative de tri cellulaire activée par fluorescence après avoir culture des HSC en SCF (3 ng/mL) et TPO (2 ng/mL). La fraction 1 a été enrichie pour les cellules vivantes, la fraction 2 a été enrichie pour les cellules mortes, et la fraction 3 a été enrichie pour les débris. Les nombres colorés en rose indiquent la fréquence (%) de la fraction fermée. B) Nombre de tous les HSC, CD34+CD38- cellules, et CD34+CD38-CD90+CD45RA- cellules après avoir été culte 600 HSC dans les conditions de cytokine indiquées. Les lignes pointillées rouges indiquent le nombre initial de cellules d’entrée. S: SCF, T: TPO. Écart ± moyen, n = 4. Les nombres suivant S et T indiquent la concentration (ng/mL) de chaque cytokine. C) Fréquence des cellules CD34+CD38- et CD34+CD38-CD90+CD45RA- cellules dans les conditions de cytokine indiquées. S: SCF, T: TPO. Écart ± moyen, n = 4. Les barres d’erreur pour les cellules cultivés en SCF (1 ng/mL) et TPO (0 ng/mL) ont été omises en raison de leurs valeurs élevées (37,7 et 47,9, respectivement). S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

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Figure 5. Parcelles représentatives de FACS des souris donneuses après 3 mois de transplantation. Un total de 5000 HSC fraîchement décongelés (panneaux supérieurs) et de 2 semaines cultivés (3 ng/mL SCF et 3 ng/mL TPO; panneaux inférieurs) ont été transplantés chez des souris NOG. hCD19 marque les cellules B humaines, hCD13 et hCD33 marquent les cellules myéloïdes humaines, et hCD3 marque les lymphocytes T humains. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.

Discussion

Récemment, plusieurs méthodes pour étendre les HSC avec une différenciation minimale ont étérapportées 18,19,20,21. Bien que ces méthodes soient excellentes, les HSC sont obligés d’activer leurs cycles cellulaires en présence de niveaux élevés de cytokines, ce qui diffère de la situation in vivo dans laquelle les HSC montrent un cycle minimal. Ce protocole est utile pour maintenir les HSC comme quiescent, comme observé in vivo, en récapitulant le microenvironnement de moelle.

En culturant les HSC humains dans des conditions basses de cytokine, lipidiques-riches, et hypoxiques, HSCs ont montré le cycle minimal tout en maintenant leurs phénotypes de marqueur. L’étape critique de ce protocole est la préparation d’un milieu contenant une forte concentration d’acides gras et de cholestérol et de faibles concentrations de cytokine et de culture sous hypoxie (étape 1, étape 2 et étape 4). Sans cholestérol et/ou acides gras, le taux d’entretien des HSC sous de faibles concentrations de cytokine diminuede 22. La culture des cellules dans des conditions hypoxiques est également importante, comme rapporté précédemment23.

Les conditions de culture étaient semblables à celles utilisées pour les HSC murines, à l’exception des concentrations de cytokine. Les HSC murins survivent sans TPO, tandis que les HSC humains nécessitent au moins 2 ng/mL de TPO avec 3 ng/mL de SCF22. Comme la concentration de TPO est beaucoup plus élevée que celle du sérum humain (~100 pg/mL), les conditions utilisées dans ce protocole peuvent manquer des facteurs spécifiques pour soutenir la survie des HSC humains. FLT3 est exprimé sur les HSChumains 24. L’ajout de son ligand FLT3LG diminue légèrement l’exigence de TPO de maintenir les HSC22.

Les HSC humains exigent des concentrations plus élevées de cholestérol par rapport aux HSC murines, probablement en raison de l’incapacité d’induire l’expression des enzymes de synthèse de cholestérol et de la susceptibilité à la lipotoxicité sous des concentrations élevées (>400 μg/mL) des acides gras22. Bien que seule la combinaison des acides palmitiques, oléiques, linoléiques et stéariques ait été testée, qui se trouvent abondamment dans le sérum humain, d’autres combinaisons de lipides devraient être évaluées pour réduire la lipotoxicité et améliorer le taux de maintien des HSC fonctionnels.

Bien que l’activité de repeuplement des HSC humains cultivés chez les souris immunodéficientes après deux semaines de cultureait été confirmée 22, ce système de culture ne récapitule pas entièrement les fonctions de niche des HSC in vivo. L’expression de CD45RA a été signalée comme une augmentation et la capacité de repeuplement est inférieure à celle des HSC fraîchement triés22. Cependant, les concentrations de nutriments, tels que le glucose, les acides aminés, le pyruvate et l’insuline, qui sont ajoutés au milieu à des niveaux supraphysiologiques, peuvent être optimisées. Les contaminants contenus dans la BSA peuvent également compromettre le maintien des HSC18,25. En outre, certaines cellules de culture subissent la mort cellulaire, tandis que d’autres subissent la division cellulaire ; ainsi, le maintien du nombre total de cellules peut ne pas indiquer l’état de quiescent de chaque cellule.

Malgré ces limitations, les conditions de culture décrites dans le protocole élaboré dans cette étude aideront à faire progresser la recherche et l’ingénierie des CSS, en particulier dans des conditions quasi physiologiques. Les conditions de culture qui maintiennent les HSC avec une différenciation minimale et une activité de cycle seraient appropriées pour tester les composés biologiques et chimiques agissant spécifiquement sur les HSC, manipuler les HSC par transduction de lentivirus ou l’édition du génome sans perte de tige, et élucider l’étape initiale de transformation induite par les gènes associés à la leucémie.

Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts associé à cette étude.

Remerciements

Nous remercions M. Haraguchi et S. Tamaki pour leur soutien technique et la gestion de laboratoire, ainsi que K. Shiroshita pour avoir pris des photos. HK a été soutenu en partie par la subvention KAKENHI de MEXT/JSPS (subvention n° 19K17847) et le National Center for Global Health and Medicine. L’AC a été soutenue en partie par les subventions KAKENHI du MEXT/JSPS (subvention nos 18H02845 et 18K19570), du National Center for Global Health and Medicine (subvention nos 26-001 et 19A2002), de l’AMED (subvention nos. JP18ck0106444, JP18ae0201014, et JP20bm0704042), Ono Medical Research Foundation, Kanzawa Medical Research Foundation et Takeda Science Foundation.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Moelle osseuse humaine CD34+ cellules progénitricesLonza2M-101C
NOD/Shi-scid,IL-2R&gamma ;KO JicIn-Vivo Science Inc.
CD34-FITC anti-humain (clone : 581)BD biosciencesCat# 560942 ; RRID : AB_10562559
anti-humain CD38-PerCP-Cy5.5  ;BD biosciencesCat# 551400 ; RRID : AB_394184
Anti-humain CD45RA-PEBD biosciencesCat# 555489 ; RRID : AB_395880
Anti-humain CD90-PE-Cy7 (clone : 5E10)BD biosciencesCat# 561558 ; RRID : AB_10714644
CD13-PE anti-humain (clone : WM15)BioLegendCat# 301703 ; RRID : AB_314179
CD33-PE anti-humain (clone : WM53)BD biosciencesCat# 561816 ; RRID : AB_10896480
Anti-humain CD19-APC (clone : SJ259)BioLegendCat# 363005 ; RRID : AB_2564127
Anti-humain CD3-APC-Cy7 (clone : SK7)BD biosciencesCat# 561800 ; RRID : AB_10895381
Anti-humain CD45-BV421 (clone : HI30)BD biosciencesCat# 563880 ; RRID :AB_2744402
Anti-souris CD45-PE-Cy7 (clone : 30-F11)BioLegendCat# 103114 ; RRID : AB_312979
Anti-souris Ter-119-PE-Cy7 (clone : TER-119)BD biosciencesCat# 557853 ; RRID : AB_396898
Fc-block (anti-souris CD16/32) (clone : 2.4-G2)BD BiosciencesCat# 553142 ; RRID : AB_394657
Saline tamponnée au phosphateNacalai TesqueCat# 14249-24
Sérum fœtal bovinThermo Fisher ScientificCat# 26140079 DMEM
/F-12 moyenThermo Fisher ScientificCat# 11320-033
ITS-XThermo Fisher ScientificCat# 51500056
PénicillineMeiji Seika
Sulfate de streptomycineMeiji SeikaSSDN1013
Albumine sérique bovineSigma AldrichCat# A4503
Palmitate de sodiumTokyo Chemical Industry Co., Ltd.Cat# P0007
Oléate de sodiumTokyo Chemical Industry Co., Ltd.Cat# O0057
CholestérolTokyo Chemical Industry Co., Ltd.Cat# C0318
Chlorure d’ammoniumFujifilmCat# 017-2995
Hydrogénocarbonate de sodiumFujifilmCat# 191-01305
EDTA 2NaFujifilmCat# 345-01865
Heparine NaMOCHIDA PHARMACEUTICAL CO.,  ;LTD.Cat# 224122557
SevofluraneFujifilmCat# 193-17791
DextranNacalai TesqueCat#  ; 10927-54
Recombinant HumainSCF PeproTechCat# 300-07
Recombinant Humain TPOPeproTechCat# 300-18
Recombinant humain Flt3 ligandPeproTechCat# 300-19
Iodure de propidiumLife TechnologiesCat# P3566
Flow-Check FluorospheresBeckman CoulterCat# 7547053
FlowJo version 10BD Bioscienceshttps://www.flowjo.com/solutions/flowjo
AutoMACS ProMiltenyi BiotecN/A
FACS Aria3uBD BiosciencesN/A
VELVO-CLEAR VS-25 (sonicateur)VELVO-CLEARN/A
Bouteille d’azote gazeuxKOIKE SANSHO CO., LTDN/A
Régulateur de gazAstecCat# IM-055
Incubateur multigazAstecCat# SMA-30DR
Tube en verre, 16 mLMaruemu corporationN-16
Tube en verre, 50 mLMaruemu corporationNX-50
Millex-GP Unité de filtre à seringue, 0,22 et micro ; M, polyéthersulfone, 33  ; mm, stérilisé aux rayons gammaMerck MilliporeSLGPR33RS
https://www.invivoscience.com/en/nog_mouse.htmlPGLD755

Références

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