Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Évaluation de la dispersion du biofilm dans les plaies murines

4.6K vues

⸱

DOI :

10.3791/62136

⸱

7 août 2021

 ,  , 
1Department of Surgery, Texas Tech University Health Sciences Center, 2Immunology and Molecular Microbiology, Texas Tech University Health Sciences Center, 3TTUHSC Surgery Burn Center of Research Excellence, Texas Tech University Health Sciences Center

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ici, nous décrivons des méthodes ex vivo et in vivo pour évaluer la dispersion bactérienne d’une infection de blessure chez la souris. Ce protocole peut être utilisé pour tester l’efficacité des thérapies topiques antimicrobiennes et anti-biofilm, ou pour évaluer la capacité de dispersion de différentes souches ou espèces bactériennes.

Résumé

Les infections liées au biofilm sont impliquées dans un large éventail de maladies chroniques telles que les ulcères du pied diabétique non cicatrisants, la sinusite chronique, l’otite moyenne récurrente et bien d’autres. Les cellules microbiennes de ces infections sont protégées par une substance polymère extracellulaire (EPS), qui peut empêcher les antibiotiques et les cellules immunitaires hôtes d’éliminer l’infection. Pour surmonter cet obstacle, les chercheurs ont commencé à développer des agents de dispersion en tant que thérapies potentielles. Ces agents ciblent divers composants dans l’EPS du biofilm, affaiblissant la structure et initiant la dispersion des bactéries, ce qui peut théoriquement améliorer la puissance antibiotique et la clairance immunitaire. Pour déterminer l’efficacité des agents de dispersion pour les infections des plaies, nous avons développé des protocoles qui mesurent la dispersion du biofilm ex vivo et in vivo. Nous employons un modèle chirurgical d’excision de souris qui a été bien-décrit pour créer des infections chroniques biofilm-associées de blessure. Pour surveiller la dispersion in vivo,nous infectons les plaies avec des souches bactériennes qui expriment la luciférase. Une fois que les infections matures se sont établies, nous irrigueons les plaies avec une solution contenant des enzymes qui dégradent les composants de l’EPS du biofilm. Nous surveillons ensuite l’emplacement et l’intensité du signal luminescent dans les organes filtrants et filtrants pour fournir des informations sur le niveau de dispersion atteint. Pour l’analyse ex vivo de la dispersion du biofilm, le tissu de la plaie infectée est immergé dans une solution enzymatique dégradant le biofilm, après quoi la charge bactérienne restant dans le tissu, par rapport à la charge bactérienne en solution, est évaluée. Les deux protocoles ont des forces et des faiblesses et peuvent être optimisés pour aider à déterminer avec précision l’efficacité des traitements de dispersion.

Introduction

L’augmentation de la résistance aux antibiotiques dans le monde entier conduit à un manque d’options antibiotiques pour traiter une variété d’infections bactériennes1. En plus de la résistance aux antibiotiques, les bactéries peuvent gagner en tolérance aux antibiotiques en adoptant un mode de vie associé au biofilm2. Un biofilm est une communauté de micro-organismes qui sont protégés par une matrice de polysaccharides, d’ADN extracellulaire, de lipides et de protéines3,collectivement appelée substance polymère extracellulaire (EPS). Alors que la crise de la résistance aux antibiotiques se poursuit, de nouvelles stratégies qui prolongent l’utilisation des antibiotiques ou renforcent leur efficacité font cruellement défaut. Les agents anti-biofilm sont une solution prometteuse4.

Parmi les différentes stratégies anti-biofilm qui ont été proposées, l’utilisation d’agents de dispersion, qui ciblent différents composants de l’EPS du biofilm, est à la pointe du développement thérapeutique5. Les hydrolases glycosides (GH) sont l’une de ces classes d’agents de dispersion. GH sont une grande classe d’enzymes qui catalysent le clivage de différentes liaisons dans les polysaccharides qui fournissent l’intégrité structurelle à l’EPS. Notre groupe, ainsi que d’autres, ont montré que gh peut dégrader efficacement les biofilms, induire la dispersion et améliorer l’efficacité antibiotique pour un certain nombre d’espèces bactériennes différentes, à la fois in vitro et in vivo6,7,8,9,10,11.

Compte fait l’intérêt croissant pour la dispersion du biofilm, il est important de mettre au point des méthodes efficaces pour évaluer l’efficacité de la dispersion. Ici, nous présentons un protocole détaillé pour le traitement des infections des plaies associées au biofilm avec un agent de dispersion chez la souris, et l’évaluation de l’efficacité de la dispersion, in vivo et ex vivo. L’objectif global est de fournir des méthodes efficaces qui peuvent être utilisées avec des modèles précliniques pour mesurer la dispersion du biofilm de manière efficace et efficiente.

Un modèle murin d’infection chirurgicale d’excision a été employé dans ces études pour établir une infection biofilm-associée. Nous avons utilisé ce modèle pendant plus de 15 ans et publié nos observationsabondamment 7,9,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21. En général, il s’agit d’un modèle d’infection non létale où les bactéries restent localisées au lit de la plaie et sont associées au biofilm (bactéries observées dans des agrégats entourés d’EPS), mettant en place une infection chronique qui dure jusqu’à 3 semaines. Cependant, si les souris sont immunodéprimées (avec le diabète de type 1 par exemple), elles peuvent devenir plus susceptibles de développer une infection systémique mortelle dans ce modèle.

Dans ce rapport, nous fournissons des protocoles pour évaluer la dispersion des bactéries d’une blessure, in vivo et ex vivo. Les deux protocoles peuvent être utilisés pour examiner l’efficacité d’un agent de dispersion et ont leurs propres forces et faiblesses. Par exemple, l’évaluation de la dispersion in vivo peut fournir des renseignements importants et en temps réel sur la propagation des bactéries à d’autres parties du corps après la dispersion et sur la façon dont l’hôte réagit. D’autre part, l’évaluation de la dispersion ex vivo peut être plus souhaitable pour le dépistage de plusieurs agents, doses ou formulations, car le tissu peut être divisé en plusieurs sections qui peuvent être testées séparément, réduisant ainsi le nombre de souris requis. Lors de l’évaluation de plusieurs agents, nous mesurons généralement la dispersion d’abord in vitro comme décrit précédemment 6,9,22. Nous testons ensuite les tests ex vivo les plus efficaces et réservons les tests in vivo pour un nombre limité d’agents très prometteurs.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Ce protocole animal a été examiné et approuvé par le Institutional Animal Care and Use Committee du Texas Tech University Health Sciences Center (numéro de protocole 07044). Cette étude a été réalisée en stricte conformité avec les recommandations du Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire des National Institutes of Health.

1. Préparation des bactéries pour les infections de souris

REMARQUE: Ici, nous décrivons infecter les souris uniquement avec Pseudomonas aeruginosa. Cependant, d’autres espèces bactériennes peuvent être utilisées pour causer une infection. Les souches et matériaux bactériens sont détaillés dans la table des matériaux.

  1. Utiliser la souche pa1 de type sauvage pseudomonas aeruginosa portant le plasmide de luminescence pQF50-lux23 pour ces expériences comme décrit précédemment7.
  2. Cultiver des souches de P. aeruginosa dans des fioles d’Erlenmeyer déconcertées, en secouant à 200 tr/min, dans un bouillon Luria-Bertani (LB) à 37 °C pendant 16 à 20 h. Ajouter une concentration finale de 100 μg/mL d’ampicilline à la culture nocturne de PAO1(pQF50-lux) pour le maintien du plasmide.
  3. Sous-culture P. aeruginosa en ajoutant 100 μL de la culture de nuit à une fiole d’Erlenmeyer contenant 10 mL de bouillon LB avec une concentration finale de 100 μg/mL d’ampicilline. Puis cultiver pendant 2-2,5 h à 37 °C avec des secousses, jusqu’à une DOde 600 nm de 0,4, puis diluer en série (1:10) trois fois pour une dose infectieuse d’environ 104 cellules.

2. Préparation de l’enzyme de dispersion du biofilm

REMARQUE: Pour cette étude, nous utilisons une solution à 10% d’amylase et de cellulase à parts égales (5% de chacune), qui sera appelée « GH », pour le traitement de dispersion.

  1. Utilisez une solution de GH à 10% (p / v) d’amylase (de Bacillus subtilis)et de cellulase fongique (d’Aspergillus niger)diluée dans 1x tampon phosphate salin (PBS). Utilisez pbs comme traitement de contrôle du véhicule.
  2. Réchauffer tous les traitements à 37 °C pendant 30 min pour l’activation enzymatique.

3. Animaux de laboratoire et configuration préopératoire

  1. Souris domestiques, 5 compagnons de litière par cage, dans des conditions contrôlées par l’environnement, avec des cycles lumière /obscurité de 12 h et un accès approprié à la nourriture et à l’eau.
  2. De préférence, utilisez des souris Webster suisses femelles, âgées de 8 à 10 semaines.
  3. Peser les souris pour déterminer la quantité appropriée d’anesthésie à administrer.
  4. Administrer l’anesthésie par l’injection intrapéritonéale de 100 mg/kg de kétamine 10 mg/kg de xylazine.
  5. Appliquez soigneusement de la crème pour les yeux (p. ex. Refresh P.M.) sur l’œil à l’aide d’un coton-tige pour réduire la sécheresse.
  6. Surveiller les paramètres physiologiques, y compris la fréquence respiratoire, la coloration de la peau et la température corporelle, tout au long de la chirurgie.

4. Chirurgie d’excision dorsale pleine épaisseur

  1. Évaluer le plan chirurgical de l’anesthésie par pincement des pincements aux pincements et surveillance de la fréquence respiratoire et de l’effort. Rasez la surface dorsale et appliquez une crème dépilatoire pendant 10 min (ou selon les instructions du produit), après quoi retirez doucement, en vous assurant que la peau était sèche.
  2. Pour la gestion de douleur, administrer 0,05 ml de lidocaïne par voie sous-cutanée dans le secteur à exciser, et injecter 0,02 ml de buprénorphine par voie sous-cutanée dans le broussaille du cou. Attendez 10 min pour vous assurer que la gestion de la douleur a été atteinte.
  3. Avant l’excision, désinfectez la surface dorsale à l’aide d’un écouvillon d’alcool et dessinez un cercle de 1,5 cm de diamètre vers la partie postérieure du dos. Maintenir un champ chirurgical stérile tout au long de la procédure et utilisé des instruments autoclavés et des gants stériles. Pour limiter la contamination, effectuez la chirurgie par un brûleur Bunsen allumé et utilisez des outils propres pour chaque animal.
  4. Administrer une plaie cutanée excisionnelle de pleine épaisseur au niveau du muscle panniculus avec des ciseaux chirurgicaux.
  5. Après l’excision, couvrir immédiatement les plaies avec un pansement en polyuréthane semi-perméable.
  6. Injecter environ 104 UFC de bactéries dans 100 μL de PBS sous le pansement, sur le lit de la plaie, pour établir une infection.
    REMARQUE: Les plaies peuvent également être infectées par plusieurs espèces de bactéries et /ou de champignons simultanément, ou en plaçant des biofilms pré-formés12,ou même des tissus de débridement extraits de patients19,sur le lit de la plaie.
  7. Après l’infection, placez les souris en cage avec des coussins chauffants et surveillez jusqu’à ce qu’elles retrouvent leur réflexe de redressement.
    REMARQUE: Assurez-vous que les souris n’ont pas froid car cela peut entraîner la mort.
  8. Établir des infections de plaie pour 48 h.
  9. Inspectez quotidiennement les pansements adhésifs pour les déchirures et les zones de non-adhérence et remplacez-les au besoin.

5. Traitement de dispersion in vivo

REMARQUE: Ici, nous décrivons l’administration des agents de dispersion en appliquant une série de 3 solutions topiques d’irrigation des plaies (Figure 1). Cependant, le protocole peut être adapté à d’autres types d’accouchement tels que l’application de gels, de crèmes ou de pansements.

  1. Placez les souris sous anesthésie isoflurane (à 3% et 1 L par minute d’oxygène) pendant l’administration des traitements.
  2. Préparer trois seringues de 1 mL, avec des aiguilles de 25 G, contenant 200 μL de traitement pour chaque souris.
  3. Injecter 200 μL de solution enzymatique ou de contrôle PBS sur la plaie en soulevant et en pinçant soigneusement la peau avec une pince, légèrement au-dessus de la plaie vers la tête de l’animal. Percez soigneusement la seringue à travers la peau soulevée et injectez lentement la solution entre le pansement et le lit de la plaie. Le pansement utilisé dans cette étude adhère souvent à la fois au lit de la plaie et au tissu environnant.
    1. Pour vous assurer que tout le lit de la plaie est recouvert d’une solution, soulevez doucement le pansement avec une pince, en l’éloignant du lit de la plaie, tout en injectant lentement la solution.
  4. Après le traitement, replacez les souris dans leurs cages pendant 30 min.
  5. Après 30 minutes d’exposition au traitement, ré-anesthésiez les souris avec de l’isoflurane et aspirez la solution avec une seringue, en vous assurant de percer dans la même zone qu’auparavant.
    REMARQUE: Cette solution aspirée contient des cellules bactériennes dispersées, qui peuvent être conservées pour diverses analyses en aval.
  6. Administrer les deuxième et troisième traitements d’irrigation comme le premier, en utilisant une nouvelle seringue à chaque fois.

6. Imagerie et analyse de la dispersion in vivo

REMARQUE: Si une souche luminescente de bactéries est utilisée pour initier l’infection, un système d’imagerie in vivo (IVIS) peut être utilisé pour visualiser la dispersion du lit de la plaie.

  1. Imager les souris immédiatement avant et après le traitement et à 10 et 20 h après le traitement(figure 2 et figure supplémentaire 1).
  2. Effectuer l’imagerie pendant que les souris sont sous anesthésie en les plaçant individuellement dans l’IVIS et en les imageant chacune pendant 5 s à une longueur d’onde de 560 nm. Enregistrez les images pour une analyse plus approfondie.
    REMARQUE: La longueur d’onde et le temps d’exposition optimaux dépendront du rapporteur utilisé et de l’instrument IVIS et du logiciel d’imagerie.
  3. Pour l’analyse, ouvrez les images dans le logiciel IVIS et sélectionnez la zone à analyser dans la palette d’outils.
  4. Pour tenir compte de l’arrière-plan, placez un cercle sur l’arrière-plan d’une photo, puis placez le même cercle de taille sur le lit de la plaie pour chaque souris.
  5. Pour télécharger des valeurs de mesure, sélectionnez Afficher -> mesures de la région d’intérêt (ROI) et téléchargez la table des mesures dans une feuille de calcul. Soustrayez la lecture du cercle de fond de chacune des mesures du lit de plaie pour calculer la luminescence pour chaque échantillon. Calculer le pourcentage de luminescence modifiée par :
    ROI pré-traitement-ROI post-traitement / ROI pré-traitement) x 100.
    REMARQUE: Les souris témoins et traitées doivent être analysées simultanément pour normaliser les variables qui peuvent affecter l’acquisition ou l’éclat de l’image.

7. Évaluation de la dispersion par détermination de l’UFC

  1. Euthanasier sans cruauté des souris par injection intrapéritonéale de 0,2 mL de sodium pentobarbital (p. ex. Fatal Plus) sous anesthésie avec 100 mg/kg de kétamine 10 mg/kg de xylazine.
  2. Récoltez le tissu du lit de la plaie en enlevant d’abord doucement le pansement avec une pince stérile, puis coupez autour du périmètre du lit de la plaie avec des ciseaux chirurgicaux stériles. Soulevez doucement une extrémité du lit de plaie avec une pince tout en utilisant des ciseaux pour couper / taquiner l’échantillon loin de la couche musculaire.
  3. Placer le tissu du lit de la plaie dans un tube d’homogénéisation de 2 mL pré-marqué et pré-pesé contenant 1 mL de PBS. Peser à nouveau les tubes après avoir inséré les échantillons, puis inverser doucement 3 à 5 fois pour rincer toute bactérie dispersée ou faiblement adhérente et éliminer le PBS. Ajouter 1 mL de PBS frais.
  4. Afin de récolter la rate, placez les souris dans une position anatomique en décubitus dorsal et fixez-les en épinglant leurs extrémités à une surface de dissection. Faire tremper la zone à disséquer avec de l’éthanol à 70% afin de désinfecter la zone et d’empêcher la fourrure de contaminer l’échantillon.
  5. Faites soigneusement une petite incision perpendiculaire à la ligne médiane avec des ciseaux chirurgicaux dans le derme du bas-ventre, en vous assurant de tirer la peau vers le haut et loin des organes internes. Continuer l’incision intérieurement, le long de la ligne médiane, jusqu’à ce que le sternum soit atteint. Une fois que la cavité péritonéale a été exposée et que les organes internes étaient visibles, séparez doucement la rate du tissu conjonctif et placez-la dans un tube d’homogénéisation séparé.
  6. Peser la rate et rincer avec du PBS, comme décrit pour le tissu du lit de la plaie.
    REMARQUE: D’autres organes d’intérêt peuvent être récoltés de la même manière.
    1. Lors de l’incision initiale, veillez à éviter de perforer les intestins ou d’autres organes.
  7. Homogénéiser les échantillons dans des tubes de laminoir à billes préremplis de 2 mL à l’aide d’un homogénéisateur de paillasse à 5 m/s pendant 60 s, deux fois.
  8. Pour dénombrer l’UFC, diluer en série les échantillons et la plaque ponctuelle sur une gélose sélective. Pour la dilution en série, pipeter 100 μL de l’échantillon dans 900 μL de PBS dans un tube de 1,5 mL, un vortex et répéter 5 fois. Pipetter 10 μL de chaque dilution sur une plaque de gélose comme le montre la figure 3.
    NOTA : Si une quantification plus précise de l’UFC est nécessaire, étaler 100 μL de chaque dilution de l’échantillon sur des plaques de gélose distinctes.

8. Évaluation ex vivo de la dispersion ( Figure4)

  1. Enroulé les souris et infecter avec environ 104 PAO1 comme décrit ci-dessus, puis euthanasier 48 h après l’infection.
  2. Retirez soigneusement le pansement avec une pince, en utilisant une technique stérile et sans perturber le lit de la plaie.
  3. Utilisez des ciseaux chirurgicaux stériles pour couper le périmètre du lit de la plaie loin de la peau non infectée en utilisant une pince pour soulever une extrémité du lit de la plaie et des ciseaux pour exciser le tissu de la plaie infectée de la couche musculaire en dessous et des tissus non infectés environnants. Diviser les échantillons de lit de plaie en parties égales ou utiliser entier.
  4. Placer le tissu de la plaie dans des tubes homogénéisants vides et pré-pesés de 2 mL de la fabrique de perles. Pesez ensuite à nouveau les tubes après avoir ajouté l’échantillon. Calculer le poids de l’échantillon en :
    poids après l’ajout de l’échantillon - poids avant l’ajout de l’échantillon.
  5. Ajouter 1 mL de PBS et inverser doucement le tube 3 à 5 fois pour rincer l’échantillon et éliminer toutes les cellules planctoniques. Retirez et jetez le PBS.
  6. Ajouter 1 mL de traitement GH (ou PBS comme témoin négatif) à l’échantillon et incuber pendant 2 h à 37 °C en secouant à 80 tr/min.
  7. Retirer la solution de dispersion du biofilm et la placer dans un tube séparé de 1,5 mL. Celui-ci contient les cellules dispersées.
  8. Ajouter 1 mL de PBS à l’échantillon de tissu restant et inverser doucement 3 à 5 fois pour rincer les cellules dispersées restantes. Retirez et jetez le PBS.
  9. Ajouter 1 mL de PBS au tissu restant et homogénéiser à 5 m/s pendant 60 s à l’aide d’un homogénéisateur de paillasse.
  10. Diluer en série la solution de cellules dispersées et l’échantillon de tissu homogénéisé en plaçant 100 μL d’échantillon dans 900 μL de PBS dans un tube de 1,5 mL et en répétant cinq fois pour un total de 6 dilutions.
  11. Plaque ponctuelle de 10 μL de chaque dilution sur une gélose sélective en milieu (p. ex. gélose d’isolement Pseudomonas pour P. aeruginosa)et incuber les plaques à 37 °C pendant la nuit.
  12. Comptez l’UFC et calculez le « pourcentage dispersé » comme suit : (UFC dans le surnageant/ (UFC dans le surnageant+ UFC dans le tissu du biofilm)) x 100.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Dans cette expérience, des souris femelles de Webster suisses âgées de 8 à 10 semaines ont été infectées par 10à 4 UFC de PAO1 portant le plasmide de luminescence pQF50-lux. Comme décrit ci-dessus, on a permis à une infection d’établir pendant 48 h avant d’administrer 3 x 30 traitements de minute de PBS (contrôle du véhicule) ou de GH à 10 % (traitement) pour digérer l’EPS du biofilm. Des souris ont été idés prétraitement, directement après traitement (0 h) et à 10 h et 20 h après le traitement.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Nous décrivons ici les protocoles qui peuvent être utilisés pour étudier l’efficacité des agents de dispersion du biofilm. Ces protocoles peuvent être facilement adaptés pour être utilisés avec différents types d’agents de dispersion, d’espèces bactériennes ou d’échantillons ex vivo, y compris des échantillons de débridement clinique. Ce protocole fournit également un modèle cliniquement pertinent pour collecter et étudier les cellules bactériennes dispersées. Il a été démontré que les phénotypes des cellules ba...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par des subventions des National Institutes of Health (R21 AI137462-01A1), de la Ted Nash Long Life Foundation, de la Jasper L. and Jack Denton Wilson Foundation et du Département de la Défense (DoD MIDRP W0318_19_NM_PP).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Tube de microcentrifugation de 1,5 mLFisher14823434Utiliser pour compléter les dilutions en série d’échantillons
25G 58 dans l’aiguilleFisher14823434Se fixe à une seringue de 1 mL
Ampicilline Sodium SaltFisherBP1760-5Préparez une solution mère de 50 mg/mL et ajoutez 100 µ ; L à 10 mL de bouillon LB pour la nuit et la sous-culture
AmylaseMP Biomedicals2100447Préparer une solution à 5 % p/v, vortex - d’autres agents de dispersion peuvent être utilisés
Buprénorphine SR-LAB 5 mL (1 mg/mL)ZooPharmRX216118Utiliser comme traitement de la douleur - peut utiliser d’autres options
CellulaseMP Biomedicals2150583Ajouter 5 % p/v à la solution d’amylase à 5 % p/v, vortex, activer à 37 ° ; C pendant 30 min - d’autres agents de dispersion peuvent être utilisés
Crème dépilatoireWalmart287746Utilisez une petite quantité pour masser les follicules pileux sur le dos de l’animal et allouez 10 min pour enlever les poils
Pinces de pansement, pointes denteléesFisher12-460-536Peut utiliser d’autres formes de pinces
Fioles Erlenmeyer déflecteurs 125 mLFisher101406Utiliser pour cultiver pendant la nuit et des sous-cultures de bactéries
FastPrep-24 Homogénéisateur de paillasseMP Biomedicals6VFV9Utiliser 5 m/s pendant 60 s deux fois pour homogénéiser les tissus
Fatal PlusVortech Pharmaceuticals0298-9373-68Injecter 0,2 mL intrapéritanéal pour chaque souris
Tubes d’homogénéisation (Tube à billes 2 mL 2,4 mm Métal)Fisher15340151Utilisé pour homogénéiser les échantillons pour le placage
IsofluraneDiamond Back Drugs
Solution de chlorhydrate de kétamine/chlorhydrate de xylazine C-IIINSigma AldrichK4138Utilisation comme anesthésie - d’autres options peuvent également être utilisées pour obtenir un champ chirurgical d’anesthésie
LB bouillon, MillerFisherBP1426-2Ajouter 25 g / L et autoclave
Lidocaïne 2 %Injectable Diamond Back Drugs2468Injectez 0,05 mL sur le côté de la zone du lit de la plaie marquée afin qu’il soit déposé au centre de la marque. Alloter 10 min avant de couper
MeropenemSigma AldrichPHR1772-500MGPréparer 5 mg/mL à ajouter à la solution de GH à appliquer localement et une solution à 15 mg/mL à injecter par voie intrapéritanale 4 h avant et 6 h après le traitement
Éponges de gaze de coton non stérilesFisher13-761-52Utiliser pour enlever la crème dépilatoire
souche bactérienne PAO1 pQF50-luxRéf [13]N/APAO1 pgF50-lux a été utilisé comme souche d’intérêt pour P. aeruginosa dans les résultats représentatifs de cet article
Boîtes de PétriFisherPHR1772-500MG
Tampon de phosphate Saline 10xFisherBP3991Diluer 10x à 1x avant utilisation
Pansement en polyuréthaneMckesson 66024007Coupez le bord arrondi et coupez le carré restant en 4 sections égales
Pseudomonas gélose d’isolementVWR90004-394Ajouter 20 ml/L de glycérol et 45 g/l à l’eau, autoclave, et verser 20 mL dans des boîtes de Pétri
Rafraîchir l’après-midi.WalmartÀ utiliser sur les yeux pour réduire la sécheresse pendant la procédure.
Coussinets de préparation à l’alcool stérilesFisher22-363-750utiliser pour nettoyer la peau immédiatement avant la blessure afin de désinfecter la zone
Ciseaux droits et délicatsFisher89515Peut également utiliser des ciseaux incurvés
Souris Swiss WebsterCharles River551NCISWWEBD’autres souches de souris peuvent être utilisées
Seringue Slip Tip 1 mLFisher14823434Utilisé pour administrer des médicaments et traitement enzymatique
À

Références

  1. Rossolini, G. M., Arena, F., Pecile, P., Pollini, S. Update on the antibiotic resistance crisis. Current Opinion in Pharmacology. 18, 56-60 (2014).
  2. Stewart, P. S. Antimicrobial Tolerance in Biofilms. Microbiology Spectrum. 3 (3), (2015).
  3. Flemming, H. C., et al. Biofilms: an emergent form of bacterial life. Nature Reviews Microbiology. 14 (9), 563-575 (2016).
  4. Rumbaugh, K. P. How well are we translating biofilm research from bench-side to bedside. Biofilm. 2 (100028), (2020).
  5. Rumbaugh, K. P., Sauer, K. Biofilm dispersion. Nature Reviews Microbiology. 18 (10), 571-586 (2020).
  6. Fleming, D., Chahin, L., Rumbaugh, K. Glycoside Hydrolases Degrade Polymicrobial Bacterial Biofilms in Wounds. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 61 (2), (2017).
  7. Fleming, D., Rumbaugh, K. The Consequences of Biofilm Dispersal on the Host. Scientific Reports. 8 (1), 10738(2018).
  8. Baker, P., et al. Exopolysaccharide biosynthetic glycoside hydrolases can be utilized to disrupt and prevent Pseudomonas aeruginosa biofilms. Science Advances. 2 (5), 1501632(2016).
  9. Redman, W. K., Welch, G. S., Rumbaugh, K. P. Differential Efficacy of Glycoside Hydrolases to Disperse Biofilms. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 10, 379(2020).
  10. Zhu, L., et al. Glycoside hydrolase DisH from Desulfovibrio vulgaris degrades the N-acetylgalactosamine component of diverse biofilms. Environmental Microbiology. 20 (6), 2026-2037 (2018).
  11. Fell, C. F., Rumbaugh, K. P. Antibacterial Drug Discovery to Combat MDR. , 527-546 (2019).
  12. Dalton, T., et al. An in vivo polymicrobial biofilm wound infection model to study interspecies interactions. PLoS One. 6 (11), 27317(2011).
  13. Wolcott, R. D., et al. Biofilm maturity studies indicate sharp debridement opens a time- dependent therapeutic window. Journal of Wound Care. 19 (8), 320-328 (2010).
  14. Korgaonkar, A., Trivedi, U., Rumbaugh, K. P., Whiteley, M. Community surveillance enhances Pseudomonas aeruginosa virulence during polymicrobial infection. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (3), 1059-1064 (2013).
  15. Watters, C., et al. Pseudomonas aeruginosa biofilms perturb wound resolution and antibiotic tolerance in diabetic mice. Medical Microbiology and Immunology. 202 (2), 131-141 (2013).
  16. Watters, C., Everett, J. A., Haley, C., Clinton, A., Rumbaugh, K. P. Insulin treatment modulates the host immune system to enhance Pseudomonas aeruginosa wound biofilms. Infection and Immunity. 82 (1), 92-100 (2014).
  17. Turner, K. H., Everett, J., Trivedi, U., Rumbaugh, K. P., Whiteley, M. Requirements for Pseudomonas aeruginosa acute burn and chronic surgical wound infection. PLOS Genetics. 10 (7), 1004518(2014).
  18. Harrison, F., et al. A 1,000-Year-Old Antimicrobial Remedy with Antistaphylococcal Activity. mBio. 6 (4), 01129(2015).
  19. Wolcott, R., et al. Microbiota is a primary cause of pathogenesis of chronic wounds. Journal of Wound Care. 25, Sup10 33-43 (2016).
  20. Ibberson, C. B., et al. Co-infecting microorganisms dramatically alter pathogen gene essentiality during polymicrobial infection. Nature Microbiology. 2, 17079(2017).
  21. Fleming, D., et al. Utilizing Glycoside Hydrolases to Improve the Quantification and Visualization of Biofilm Bacteria. Biofilm. 2, (2020).
  22. DeLeon, S., et al. Synergistic interactions of Pseudomonas aeruginosa and Staphylococcus aureus in an in vitro wound model. Infection and Immunity. 82 (11), 4718-4728 (2014).
  23. Darch, S. E., et al. Phage Inhibit Pathogen Dissemination by Targeting Bacterial Migrants in a Chronic Infection Model. mBio. 8 (2), (2017).
  24. Chua, S. L., et al. Dispersed cells represent a distinct stage in the transition from bacterial biofilm to planktonic lifestyles. Nature Communications. 5, 4462(2014).
  25. Beitelshees, M., Hill, A., Jones, C. H., Pfeifer, B. A. Phenotypic Variation during Biofilm Formation: Implications for Anti-Biofilm Therapeutic Design. Materials (Basel). 11 (7), (2018).
  26. Sauer, K., et al. Characterization of nutrient-induced dispersion in Pseudomonas aeruginosa PAO1 biofilm. J Bacteriol. 186 (21), 7312-7326 (2004).
  27. Kuklin, N. A., et al. Real-time monitoring of bacterial infection in vivo: development of bioluminescent staphylococcal foreign-body and deep-thigh-wound mouse infection models. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 47 (9), 2740-2748 (2003).
  28. Francis, K. P., et al. Visualizing pneumococcal infections in the lungs of live mice using bioluminescent Streptococcus pneumoniae transformed with a novel gram-positive lux transposon. Infection and Immunity. 69 (5), 3350-3358 (2001).
  29. Kadurugamuwa, J. L., et al. Noninvasive optical imaging method to evaluate postantibiotic effects on biofilm infection in vivo. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 48 (6), 2283-2287 (2004).
  30. Wimpenny, J., Manz, W., Szewzyk, U. Heterogeneity in biofilms. FEMS Microbiology Reviews. 24 (5), 661-671 (2000).
  31. Stewart, P. S., Franklin, M. J. Physiological heterogeneity in biofilms. Nature Reviews Microbiology. 6 (3), 199-210 (2008).
  32. Tipton, C. D., et al. Chronic wound microbiome colonization on mouse model following cryogenic preservation. PLoS One. 14 (8), 0221656(2019).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Modèle de plaie murineInfection chronique de plaieAgents de dispersionSubstance polymérique extracellulaireImagerie in vivoQuantification de la charge bactérienneAnalyse ex vivoInfection polymicrobienneTraitement enzymatique
Évaluation de la dispersion du biofilm dans les plaies murines
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.