Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Une méthode pour préserver les racines et les rhizosphères des zones humides pour l’imagerie élémentaire

3.2K vues

⸱

DOI :

10.3791/62227

⸱

15 février 2021

 ,  , 
1Department of Plant and Soil Sciences, University of Delaware, 2National Synchrotron Radiation Lightsource-II, Brookhaven National Laboratory

Dans cet article

Résumé

Nous décrivons un protocole pour échantillonner, préserver et sectionner les racines intactes et le sol de la rhizosphère environnante dans les milieux humides en utilisant le riz(Oryza sativa L.) comme espèce modèle. Une fois conservé, l’échantillon peut être analysé à l’aide de techniques d’imagerie élémentaire, telles que l’imagerie par spéciation chimique par fluorescence X synchrotron (XRF).

Résumé

Les racines interagissent beaucoup avec leur environnement de sol, mais il est difficile de visualiser de telles interactions entre les racines et la rhizosphère environnante. La chimie de la rhizosphère des plantes des zones humides est particulièrement difficile à capturer en raison des gradients d’oxygène abrupts des racines au sol en vrac. Ici, un protocole est décrit qui préserve efficacement la structure racinaire et la chimie de la rhizosphère des plantes des zones humides grâce à la congélation et à la lyophilisation. La congélation slam, où l’échantillon est congelé entre des blocs de cuivre pré-refroidis avec de l’azote liquide, minimise les dommages aux racines et la distorsion de l’échantillon qui peuvent se produire avec la congélation éclair tout en minimisant les changements de spéciation chimique. Bien que la distorsion de l’échantillon soit encore possible, la possibilité d’obtenir plusieurs échantillons rapidement et à un coût minimal augmente le potentiel d’obtenir des échantillons satisfaisants et optimise le temps d’imagerie. Les données montrent que cette méthode réussit à préserver les espèces d’arsenic réduites dans les racines de riz et les rhizosphères associées aux plaques de fer. Cette méthode peut être adoptée pour l’étude des relations plantes-sol dans une grande variété d’environnements de zones humides qui couvrent des plages de concentration allant du cycle des oligo-éléments aux applications de phytoremédiation.

Introduction

Les racines et leurs rhizosphères sont dynamiques, hétérogènes et d’une importance cruciale pour comprendre comment les plantes obtiennent des nutriments minéraux et des contaminants1,2,3. Les racines sont la principale voie par laquelle les nutriments (p. ex., le phosphore) et les contaminants (p. ex., l’arsenic) se déplacent du sol aux plantes et, par conséquent, la compréhension de ce processus a des répercussions sur la quantité et la qualité des aliments, le fonctionnement de l’écosystème et la phytoremédiation. Cependant, les racines sont dynamiques dans l’espace et le temps en croissance en réponse aux besoins d’acquisition de nutriments et elles varient souvent en fonction, en diamètre et en structure (par exemple, racines latérales, racines adventices, poils racinaires)2. L’hétérogénéité des systèmes racinaires peut être étudiée à l’échelle spatiale, du niveau cellulaire au niveau de l’écosystème et à l’échelle temporelle, de l’heure au décennal. Ainsi, la nature dynamique et hétérogène des racines et de leur sol environnant, ou rhizosphère, pose des défis pour capturer la chimie de la rhizosphère au fil du temps. Malgré ce défi, il est impératif d’étudier les racines dans leur environnement de sol pour caractériser cette relation critique plante-sol.

La chimie de la rhizosphère des plantes des zones humides est particulièrement difficile à étudier en raison des gradients d’oxygène abrupts qui existent du sol en vrac aux racines, qui changent dans l’espace et le temps. Parce que les racines ont besoin d’oxygène pour respirer, les plantes des zones humides se sont adaptées aux conditions de faible teneur en oxygène des sols des zones humides en créant un aerenchyma4,5. Les aéréchymes sont des tissus corticaux évidés qui s’étendent des pousses aux racines, permettant la diffusion de l’air à travers la plante dans les racines. Cependant, une partie de cet air s’échappe dans la rhizosphère dans les parties moins subérisées des racines, en particulier près des jonctions latérales des racines, des extrémités des racines moins matures et des zones d’allongement6,7,8,9. Cette perte radiale d’oxygène crée une zone oxydée dans la rhizosphère des plantes des zones humides qui affecte la rhizosphère (bio-géo)chimie et est distincte du sol en vrac réduit10,11,12. Pour comprendre le devenir et le transport des nutriments et des contaminants dans les rhizosphères et les racines des zones humides, il est essentiel de préserver le sol en vrac chimiquement réduit, la rhizosphère oxydée et les racines des plantes des zones humides pour analyse. Cependant, comme le sol en vrac contient des constituants réduits du sol qui sont sensibles à l’oxygène, les méthodes de préservation des racines et du sol doivent préserver les structures racinaires et minimiser les réactions sensibles à l’oxygène.

Il existe des méthodes pour fixer les tissus végétaux et préserver l’ultrastructure pour l’imagerie, mais ces méthodes ne peuvent pas être appliquées pour préserver chimiquement les racines qui poussent dans le sol des zones humides. Pour les études où seule la distribution élémentaire dans les cellules végétales est souhaitée, les plantes sont généralement cultivées en hydroponie et les racines peuvent être facilement retirées de la solution, fixées sous congélation à haute pression et substitution par congélation et sectionnées pour une variété d’applications d’imagerie, y compris la spectrométrie de masse ionique secondaire à haute résolution (nanoSIMS), la microscopie électronique et l’analyse synchrotron par fluorescence X (S-XRF)13, 14,15. Pour étudier la plaque de Fe à l’extérieur des racines des zones humides, ces études hydroponiques doivent induire artificiellement la formation de plaque de Fe dans la solution16, qui ne représente pas avec précision l’hétérogénéité de la distribution et de la composition minérale de la formation de plaque de Fe et des éléments associés in situ17,18,19,20. Des méthodes existent pour préserver le sol des zones humides et les micro-organismes associés au carottage par congélation21, mais il est difficile d’obtenir des racines avec cette technique. Les méthodes actuelles pour visualiser les racines qui poussent dans le sol et leur chimie rhizosphérique se composent de deux types de mesure primaires: les flux élémentaires et la concentration élémentaire totale (et la spéciation). Le premier est généralement mesuré à l’aide de gradients diffusifs dans des couches minces (DGT)22,23,24, dans lesquelles le sol est placé dans des rhizoboxes pour soutenir la croissance des plantes en laboratoire et les éléments labiles dans le sol diffusent à travers un gel dans une couche de liaison. Cette couche de liaison peut ensuite être imagée pour quantifier les éléments labiles d’intérêt. Cette technique peut illustrer avec succès les relations entre les racines et la rhizosphère24,25,26,27, mais des artefacts provenant de la délimitation des racines peuvent exister en cultivant des plantes dans des rhizoboxes, et les informations sur l’intérieur des racines ne sont pas capturées avec DGT. Ce dernier implique l’échantillonnage des racines et de la rhizosphère, la préservation de l’échantillon et l’analyse directe de la distribution élémentaire sur une section d’échantillon. Pour cet échantillonnage environnemental des racines des plantes des zones humides et de leur rhizosphère environnante, une manipulation minutieuse des échantillons est nécessaire pour éviter les artefacts provenant de la préparation des échantillons.

Ici, un protocole est décrit qui préserve efficacement les structures racinaires et la chimie de la rhizosphère des plantes des zones humides par congélation et lyophilisation. La congélation éclair peut ralentir considérablement les transformations des solutés sensibles à l’oxygène, mais peut endommager les racines et provoquer une mobilisation lorsque les échantillons se dessèchent. Cependant, la congélation par claquement où l’échantillon est congelé entre des blocs de cuivre pré-refroidis avec de l’azote liquide minimise les dommages aux racines et la distorsion de l’échantillon28. Les échantillons conservés sont ensuite incorporés dans une résine époxy qui préserve la spéciationAs 20,29 et peut être coupée et polie pour l’imagerie des racines dans leur sol de rhizosphère. Les échantillons de ce rapport ont été analysés par imagerie de spéciation chimique S-XRF après sectionnement mince. Cependant, d’autres techniques d’imagerie pourraient également être utilisées, notamment la spectrométrie de masse à plasma à couplage inductif par ablation laser (LA-ICP-MS), l’émission de rayons X induite par particules (PIXE), la spectrométrie de masse ionique secondaire (SIMS) et l’imagerie par spectroscopie de dégradation induite par laser (LIBS).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

1. Préparation de l’équipement de congélation par slam

  1. Placez deux blocs de cuivre (~5 cm x 5 cm x 15 cm) horizontalement à l’intérieur d’un refroidisseur propre capable de contenir de l’azote liquide et versez suffisamment d’azote liquide pour immerger les blocs. Une fois que le bouillonnement s’estompe, placez deux entretoises au-dessus d’un bloc de cuivre à chaque extrémité.
    REMARQUE : La hauteur de l’entretoise détermine la hauteur de l’échantillon à congeler; cet exemple utilise une entretoise de 2 cm pour créer des cubes d’environ 3 cm x 3 cm x 2 cm. Le volume de l’azote liquide dépendra de la taille du refroidisseur. Cet exemple utilise environ 1 L pour environ 5 cubes en série.
    ATTENTION : Utilisez un équipement de protection individuelle et une ventilation appropriés, car l’azote liquide est un cryogène et un asphyxiant.
  2. À l’aide de pinces et de gants cryogéniques, placez l’autre bloc de cuivre à son extrémité pour faciliter la récupération lorsque l’échantillon est en place.

2. Prélèvement d’échantillons et congélation

  1. Extrayez la plante et la rhizosphère souhaitées du sol humide à l’aide d’une pelle et assurez-vous que le trou creusé est beaucoup plus grand que le volume racinaire souhaité. Placez le sol et la plante dans un récipient et placez-le sur une paillasse.
    REMARQUE: L’ensemble du sol en pot et de la plante provenant d’une étude en pot peut également être utilisé.
  2. Déterminer l’emplacement souhaité du sol où les racines doivent être prélevées (c.-à-d. la profondeur et la proximité de la pousse). Coupez l’excès de sol à l’aide d’une lame en acier, en prenant soin de ne pas déranger le sol dans la zone souhaitée. Lorsque la zone souhaitée est atteinte, coupez un « cube » de racine d’environ 3 cm x 3 cm x 2 cm et placez immédiatement le cube entre les deux entretoises sur le bloc de cuivre horizontal. À l’aide de gants cryogéniques, ramassez le bloc de cuivre vertical et placez-le sur les entretoises pour geler le cube de rhizosphère.
  3. Après que le bouillonnement se soit calmé (~ 5 min), récupérez le cube de rhizosphère congelé par slam des blocs de cuivre et enveloppez-le à l’intérieur d’un carré de feuille d’aluminium pré-étiqueté. Marquez l’orientation du bloc sur la feuille si vous le souhaitez. Placer dans un deuxième récipient d’azote liquide jusqu’à ce qu’il soit stocké dans un congélateur à -80 °C.
  4. Répétez l’opération au besoin pour obtenir le nombre souhaité de cubes racines à partir du site de terrain ou de l’expérience. Assurez-vous que les deux blocs de cuivre ont le temps de refroidir entre les échantillons.

3. Lyophilisation et incorporation de cubes de rhizosphère

  1. Préparez le lyophilisateur conformément aux instructions du fabricant. Veillez à ce qu’il ait obtenu la pression et la température de vide appropriées avant de retirer les échantillons du congélateur à -80 °C.
  2. Lorsque le lyophilisateur est prêt à recevoir des échantillons, placez un cube de rhizosphère congelé à l’intérieur d’un tube de 50 mL propre et lavé à l’acide et couvrez-le lâchement avec une lingette jetable propre. Fixez la lingette avec un élastique. Répétez l’opération au besoin pour vous assurer qu’un cube par tube.
    REMARQUE: Si l’échantillon est trop grand pour un tube, il peut être placé directement dans le récipient de lyophilisation en utilisant le papier d’aluminium comme porte-échantillon.
  3. Placer les tubes contenant des échantillons dans des récipients lyophilisateurs et les congeler pendant plusieurs jours. Le temps de séchage exact dépendra des propriétés du sol.
    REMARQUE: Conservez les échantillons séchés dans le lyophilisateur ou un dessiccateur pour éviter la réhydratation.
  4. Utilisez une lame en acier pour couper les cubes de sol séchés à la taille afin qu’ils s’adaptent à la forme souhaitée (par exemple, la forme de 25 mm de diamètre est idéale pour la plupart des applications). Étiquetez chaque forme, placez les cubes de sol dans les formes et placez les formes à l’intérieur d’un dessiccateur sous vide.
  5. Préparez l’époxy selon les instructions du fabricant. S’assurer que l’époxy choisi n’est pas contaminé et ne provoque pas de changements de spéciation des éléments souhaités 20,29,30.
  6. Utilisez un compte-gouttes pour ajouter de l’époxy à la forme d’un côté du sol, jusqu’à ce qu’il recouvre entièrement l’échantillon. Le sol s’assombrit en couleur à mesure que l’époxy mouille le sol.
    REMARQUE: Ajouter l’époxy lentement pour permettre à l’air dans le sol de s’échapper.
  7. Une fois les formulaires remplis d’époxy, fermez le dessiccateur à vide et allumez le vide. Selon la quantité d’air emprisonnée dans le sol, il peut être nécessaire d’ajouter périodiquement plus d’époxy aux formes. Vérifiez le niveau d’époxy toutes les 30-90 minutes pendant les 1-4 premières heures et ajoutez de l’époxy au besoin.
  8. Retirez l’échantillon de la forme une fois que l’époxy a durci (~ 5 jours).

4. Découpe et sectionnement des cubes de rhizosphère

  1. Découpez l’échantillon à l’aide d’une scie humide de précision à lame diamantée. Coupez les échantillons à différents endroits si aucune racine n’est obtenue lors de la coupe précédente.
  2. Poncez manuellement les échantillons coupés avec du papier de verre progressivement plus fin (par exemple, 220, 500, 1000 et 1500 grains) sur le côté coupé pendant environ 30 s.
  3. Effectuez l’imagerie de surface des échantillons à l’aide de techniques telles que LA-ICP-MS.
    REMARQUE: Pour préparer des sections minces pour S-XRF, envoyez les échantillons à une entreprise capable de préparer les sections minces (polissage simple ou double face) ou suivez les étapes 4.4 à 4.6 décrites ci-dessous.
  4. Collez le côté de l’échantillon souhaité sur une lame de quartz à l’aide de super colle et laissez durcir pendant la nuit.
  5. À l’aide d’une fine machine à sectionnement, coupez le sol sur des lames jusqu’à 2 mm d’épaisseur, puis broyez jusqu’à l’épaisseur souhaitée (généralement 30 μm). La surface de l’échantillon peut être polie si vous le souhaitez.
  6. Effectuez l’imagerie S-XRF des sections. Suivez les étapes appropriées à l’installation synchrotron et à la ligne de faisceau souhaitées pour demander et utiliser le temps d’imagerie.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Cette méthode permet de préserver les racines et les espèces chimiques dans les racines et la rhizosphère des plantes des zones humides et dans le sol en vrac. Dans ce travail, la méthode a été utilisée pour évaluer la spéciation as et la co-localisation avec les oxydes de Fe et Mn et les nutriments des plantes dans la rhizosphère du riz (Oryza sativa L.). Le riz a été cultivé à l’installation RICE de l’Université du Delaware où 30 mésocosmes de rizières (2 m x 2 m, 49 plantes chacun) sont utilisés pour cultiver...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Cet article décrit un protocole pour obtenir un sol en vrac préservé + rhizosphères de racines de plantes de zones humides en utilisant une technique de congélation slam qui peut être utilisée pour l’imagerie élémentaire et / ou la cartographie de la spéciation chimique.

Cette méthode présente plusieurs avantages par rapport aux méthodes existantes. Tout d’abord, cette méthode permet l’étude simultanée des racines et des rhizosphères environnantes. Il existe actuellement des méthodes pour prés...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Les auteurs reconnaissent une subvention de démarrage conjointe à Seyfferth et Tappero pour soutenir la collaboration entre l’Université du Delaware et le Brookhaven National Laboratory. Certaines parties de cette recherche ont utilisé la ligne de faisceau XFM (4-BM) de la National Synchrotron Light Source II, une installation d’utilisateurs du Bureau des sciences du département de l’Énergie des États-Unis (DOE) exploitée pour le Bureau des sciences du DOE par le Brookhaven National Laboratory en vertu du contrat no. DE-SC0012704.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Blocs de cuivreMcMaster Carr89275K42
Lame diamantéeBuehler15 LC, 102 mm x 0,3 mmVitesse de fonctionnement : 225 tr/min
Formes époxyStruers40300085FixiForm
EpoxyEpotek301-2FL
SuperglueLoctite404
Tronçonneusemince BuehlerPetroThin
Scie humideBuehlerIsoMet 1000

Références

  1. Ahkami, A. H., White, R. A., Handakumbura, P. P., Jansson, C. Rhizosphere engineering: Enhancing sustainable plant ecosystem productivity. Rhizosphere. 3 (2), 233-243 (2017).
  2. McNear, D. H. The rhizosphere - roots, soil and everything in between. Nature Education Knowledge. 4 (3), 1(2013).
  3. Berendsen, R. L., Pieterse, C. M. J., Bakker, P. A. H. M. The rhizosphere microbiome and plant health. Trends in Plant Science. 17 (8), 478-486 (2012).
  4. Armstrong, W., Justin, S., Beckett, P. M., Lythe, S. Root adaptation to soil waterlogging. Aquatic Botany. 39 (1-2), 57-73 (1991).
  5. Armstrong, W. Oxidising activity of roots in waterlogged soils. Physiologia Plantarum. 20 (4), 920-926 (1967).
  6. Armstrong, W. Oxygen diffusion from roots of some Brittish bog plants. Nature. 204 (496), 801-802 (1964).
  7. Li, H., Ye, Z. H., Wei, Z. J., Wong, M. H. Root porosity and radial oxygen loss related to arsenic tolerance and uptake in wetland plants. Environmental Pollution. 159 (1), 30-37 (2011).
  8. Kotula, L., Ranathunge, K., Steudle, E. Apoplastic barriers effectively block oxygen permeability across outer cell layers of rice roots under deoxygenated conditions: roles of apoplastic pores and of respiration. New Phytologist. 184 (4), 909-917 (2009).
  9. Mei, X. Q., Ye, Z. H., Wong, M. H. The relationship of root porosity and radial oxygen loss on arsenic tolerance and uptake in rice grains and straw. Environmental Pollution. 157 (8-9), 2550-2557 (2009).
  10. Khan, N., et al. Root Iron Plaque on Wetland Plants as a Dynamic Pool of Nutrients and Contaminants. Advances in Agronomy. 138, 1-96 (2016).
  11. Yamaguchi, N., Ohkura, T., Takahashi, Y., Maejima, Y., Arao, T. Arsenic Distribution and Speciation near Rice Roots Influenced by Iron Plaques and Redox Conditions of the Soil Matrix. Environmental Science and Technology. 48 (3), 1549-1556 (2014).
  12. Frommer, J., Voegelin, A., Dittmar, J., Marcus, M. A., Kretzschmar, R. Biogeochemical processes and arsenic enrichment around rice roots in paddy soil: results from micro-focused X-ray spectroscopy. European Journal of Soil Science. 62 (2), 305-317 (2011).
  13. Moore, K. L., et al. Combined NanoSIMS and synchrotron X-ray fluorescence reveal distinct cellular and subcellular distribution patterns of trace elements in rice tissues. New Phytologist. 201 (1), 104-115 (2014).
  14. vander Ent, A., et al. X-ray elemental mapping techniques for elucidating the ecophysiology of hyperaccumulator plants. New Phytologist. 218 (2), 432-452 (2018).
  15. Sarret, G., Smits, E. A. H. P., Michel, H. C., Isaure, M. P., Zhao, F. J., Tappero, R. Use of Synchrotron-Based Techniques to Elucidate Metal Uptake and Metabolism in Plants. Advances in Agronomy. 119, 1-82 (2013).
  16. Moore, K. L., et al. High-Resolution Secondary Ion Mass Spectrometry Reveals the Contrasting Subcellular Distribution of Arsenic and Silicon in Rice Roots. Plant Physiology. 156 (2), 913-924 (2011).
  17. Seyfferth, A. L. Abiotic effects of dissolved oxyanions on iron plaque quantity and mineral composition in a simulated rhizosphere. Plant and Soil. 397 (1-2), (2015).
  18. Seyfferth, A. L., Webb, S. M., Andrews, J. C., Fendorf, S. Arsenic localization, speciation, and co-occurrence with iron on rice (Oryza sativa L) roots having variable Fe coatings. Environmental Science and Technology. 44 (21), (2010).
  19. Amaral, D. C., Lopes, G., Guilherme, L. R. G., Seyfferth, A. L. A new approach to sampling Iintact Fe plaque reveals Si-induced changes in Fe mineral composition and shoot As in rice. Environmental Science and Technology. 51 (1), 38-45 (2017).
  20. Seyfferth, A. L., Webb, S. M., Andrews, J. C., Fendorf, S. Defining the distribution of arsenic species and plant nutrients in rice (Oryza sativa L.) from the root to the grain. Geochimica et Cosmochimica Acta. 75 (21), (2011).
  21. Franchini, A. G., Zeyer, J. Freeze-Coring Method for Characterization of Microbial Community Structure and Function in Wetland Soils at High Spatial Resolution. Applied and Environmental Microbiology. 78 (12), 4501-4504 (2012).
  22. Smolders, E., Wagner, S., Prohaska, T., Irrgeher, J., Santner, J. Sub-millimeter distribution of labile trace element fluxes in the rhizosphere explains differential effects of soil liming on cadmium and zinc uptake in maize. Science of the Total Environment. 738, 140311(2020).
  23. Santner, J., et al. High-resolution chemical imaging of labile phosphorus in the rhizosphere of Brassica napus L. cultivars. Environmental and Experimental Botany. 77, 219-226 (2012).
  24. Williams, P. N., et al. Localized Flux Maxima of Arsenic, Lead, and Iron around Root Apices in Flooded Lowland Rice. Environmental Science and Technology. 48 (15), 8498-8506 (2014).
  25. Yin, D. X., et al. Localized Intensification of Arsenic Release within the Emergent Rice Rhizosphere. Environmental Science and Technology. 54 (6), 3138-3147 (2020).
  26. Santner, J., et al. High-resolution chemical imaging of labile phosphorus in the rhizosphere of Brassica napus L. cultivars. Environmental and Experimental Botany. 77, 219-226 (2012).
  27. Smolders, E., Wagner, S., Prohaska, T., Irrgeher, J., Santner, J. Sub-millimeter distribution of labile trace element fluxes in the rhizosphere explains differential effects of soil liming on cadmium and zinc uptake in maize. Science of the Total Environment. 738, 140311(2020).
  28. Seyfferth, A. L., Ross, J., Webb, S. M. Evidence for the root-uptake of arsenite at lateral root junctions and root apices in rice (Oryza sativa L.). Soil Processes. 1, 3(2017).
  29. Masue-Slowey, Y., Kocar, B. D., Jofre, S. A. B., Mayer, K. U., Fendorf, S. Transport Implications Resulting from Internal Redistribution of Arsenic and Iron within Constructed Soil Aggregates. Environmental Science and Technology. 45 (2), 582-588 (2011).
  30. Root, R. A., Fathordoobadi, S., Alday, F., Ela, W., Chorover, J. Microscale Speciation of Arsenic and Iron in Ferric-Based Sorbents Subjected to Simulated Landfill Conditions. Environmental Science and Technology. 47 (22), 12992-13000 (2013).
  31. Blute, N. K., Brabander, D. J., Hemond, H. F., Sutton, S. R., Newville, M. G., Rivers, M. L. Arsenic sequestration by ferric iron plaque on cattail roots. Environmental Science and Technology. 38 (22), 6074-6077 (2004).
  32. Hansel, C. M., La Force, M. J., Fendorf, S., Sutton, S. Spatial and temporal association of As and Fe species on aquatic plant roots. Environmental Science and Technology. 36 (9), 1988-1994 (2002).
  33. Yin, D. X., et al. Localized Intensification of Arsenic Release within the Emergent Rice Rhizosphere. Environmental Science and Technology. 54 (6), 3138-3147 (2020).
  34. Maisch, M., Lueder, U., Kappler, A., Schmidt, C. Iron Lung: How Rice Roots Induce Iron Redox Changes in the Rhizosphere and Create Niches for Microaerophilic Fe(II)-Oxidizing Bacteria. Environmental Science and Technology Letters. 6 (10), 600-605 (2019).
  35. Voegelin, A., Weber, F. -A. A., Kretzschmar, R. Distribution and speciation of arsenic around roots in a contaminated riparian floodplain soil: Micro-XRF element mapping and EXAFS spectroscopy. Geochimica Et Cosmochimica Acta. 71 (23), 5804-5820 (2007).
  36. Smith, E., Kempson, I., Juhasz, A. L., Weber, J., Skinner, W. M., Grafe, M. Localization and speciation of arsenic and trace elements in rice tissues. Chemosphere. 76 (4), 529-535 (2009).
  37. Thompson, R. F., Walker, M., Siebert, C. A., Muench, S. P., Ranson, N. A. An introduction to sample preparation and imaging by cryo-electron microscopy for structural biology. Methods. 100, 3-15 (2016).
  38. Echlin, P., Lai, C., Hayes, T., Saubermann, A. Cryofixation of Lemna-minor roots for morphological and analytical studies. Cryoletters. 1 (9), 289-300 (1980).
  39. Ma, R., Shen, J. L., Wu, J. S., Tang, Z., Shen, Q. R., Zhao, F. J. Impact of agronomic practices on arsenic accumulation and speciation in rice grain. Environmental Pollution. 194, 217-223 (2014).
  40. Chen, Z., Zhu, Y. G., Liu, W. J., Meharg, A. A. Direct evidence showing the effect of root surface iron plaque on arsenite and arsenate uptake into rice (Oryza sativa) roots. New Phytologist. 165 (1), 91-97 (2005).
  41. Lee, C. H., Hsieh, Y. C., Lin, T. H., Lee, D. Y. Iron plaque formation and its effect on arsenic uptake by different genotypes of paddy rice. Plant and Soil. 363 (1-2), 231-241 (2013).
  42. Seyfferth, A. L., Amaral, D. C., Limmer, M. A., Guilherme, L. R. G. Combined impacts of Si-rich rice residues and flooding extent on grain As and Cd in rice. Environment International. 128, 301-309 (2019).
  43. Seyfferth, A., Limmer, M., Wu, W. Si and Water Management Drives Changes in Fe and Mn Pools that Affect As Cycling and Uptake in Rice. Soil Systems. 3 (3), (2019).
  44. Limmer, M. A., Mann, J., Amaral, D. C., Vargas, R., Seyfferth, A. L. Silicon-rich amendments in rice paddies: Effects on arsenic uptake and biogeochemistry. Science of the Total Environment. 624, 1360-1368 (2018).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Chimie de la rhizosphèrecongélation instantanéelyophilisationpréservation de la structure racinaireplaque de ferspéciation de l'arsenicfluorescence X par synchrotroninteraction plante-sol
Une méthode pour préserver les racines et les rhizosphères des zones humides pour l’imagerie élémentaire
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.