Article de méthode

Gestion avancée du rythme cardiaque par application d’une photostimulation optogénétique multisite dans les cœurs murins

DOI :

10.3791/62335

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26 août 2021

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1Research Group Biomedical Physics, Max Planck Institute for Dynamics and Self-Organization, 2Research Electronics Department, Max Planck Institute for Dynamics and Self-Organization, 3Department of Pharmacology and Toxicology, University Medical Center Goettingen, 4Institute for Nonlinear Dynamics, Georg-August-University Goettingen, 5Department of Cardiology and Pneumology, University Medical Center Goettingen, 6German Center for Cardiovascular Research, DZHK e.V., partner site Goettingen, 7Laboratory Animal Science Unit, German Primate Center Leibniz Institute for Primate Research, 8Department of Microsystems Engineering (IMTEK), University of Freiburg, 9Cluster of Excellence BrainLinks-BrainTools, University of Freiburg

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce travail rapporte une méthode pour contrôler le rythme cardiaque de cœurs murins intacts de souris transgéniques channelrhodopsin-2 (ChR2) en utilisant la photostimulation locale avec un réseau micro-LED et la cartographie optique simultanée du potentiel de membrane épicardique.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les tachyarythmies ventriculaires sont une cause majeure de mortalité et de morbidité dans le monde. La défibrillation électrique utilisant des chocs électriques à haute énergie est actuellement le seul traitement de la fibrillation ventriculaire potentiellement mortelle. Cependant, la défibrillation peut avoir des effets secondaires, y compris une douleur intolérable, des lésions tissulaires et une aggravation du pronostic, indiquant un besoin médical important pour le développement de stratégies de gestion du rythme cardiaque plus douces. Outre les approches électriques réductrices d’énergie, l’optogénétique cardiaque a été introduite comme un outil puissant pour influencer l’activité cardiaque en utilisant des canaux ioniques membranaires sensibles à la lumière et des impulsions lumineuses. Dans la présente étude, une méthode robuste et valide pour une photostimulation réussie de cœurs murins intacts perfusés de Langendorff sera décrite sur la base d’une stimulation multisite appliquant un réseau 3 x 3 de microdiodes électroluminescentes (micro-LED). La cartographie optique simultanée des ondes de tension de la membrane épicardique permet d’étudier les effets de la stimulation spécifique à la région et d’évaluer l’activité cardiaque nouvellement induite directement sur place. Les résultats obtenus montrent que l’efficacité de la défibrillation dépend fortement des paramètres choisis pour la photostimulation lors d’une arythmie cardiaque. Il sera démontré que la zone éclairée du cœur joue un rôle crucial pour le succès de l’arrêt ainsi que la façon dont le contrôle ciblé de l’activité cardiaque pendant l’éclairage pour modifier les schémas d’arythmie peut être atteint. En résumé, cette technique offre la possibilité d’optimiser la manipulation du mécanisme sur site sur la voie du contrôle en retour en temps réel du rythme cardiaque et, en ce qui concerne la spécificité de la région, de nouvelles approches pour réduire les dommages potentiels au système cardiaque par rapport à l’utilisation d’applications de choc électrique non spécifiques.

Introduction

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Les premières recherches sur la dynamique spatio-temporelle au cours de l’arythmie ont révélé que les schémas électriques complexes au cours de la fibrillation cardiaque sont entraînés par des ondes d’excitation rotatives de type vortex1. Cette découverte a donné de nouvelles informations sur les mécanismes sous-jacents des arythmies, ce qui a ensuite conduit au développement de nouvelles thérapies de terminaison électrique basées sur l’excitation multi-sites du myocarde 2,3,4. Cependant, les traitements utilisant la stimulation de champ électrique sont non locaux et peuvent innerver toutes les cellules excitables environnantes, y compris le tissu musculaire, causant des dommages cellulaires et tissulaires, ainsi que des douleurs intolérables. Contrairement aux thérapies électriques, les approches optogénétiques fournissent une technique spécifique et protectrice des tissus pour évoquer les potentiels d’action des cardiomyocytes avec une grande précision spatiale et temporelle. Par conséquent, la stimulation optogénétique a le potentiel de contrôler invasivement le moins possible des schémas d’activation chaotiques pendant la fibrillation cardiaque.

L’introduction du canal ionique sensible à la lumière channelrhodopsin-2 (ChR2) dans les cellules excitables par manipulation génétique 5,6,7, a permis la dépolarisation du potentiel membranaire des cellules excitables par photostimulation. Plusieurs applications médicales, notamment l’activation des réseaux neuronaux, le contrôle de l’activité cardiaque, la restauration de la vision et de l’ouïe, le traitement des lésions de la moelle épinière, et d’autres 8,9,10,11,12,13,14 ont été développées. L’application de ChR2 en cardiologie a un potentiel important en raison de son temps de réponse milliseconde15, ce qui le rend bien adapté au contrôle ciblé de la dynamique cardiaque arythmique.

Dans cette étude, la photostimulation multisite des cœurs intacts d’un modèle murin transgénique est montrée. En résumé, une lignée de souris transgéniques alpha-MHC-ChR2 a été établie dans le cadre du septième programme-cadre de la Communauté européenne FP7/2007-2013 (HEALTH-F2-2009-241526) et aimablement fournie par le professeur S. E. Lehnart. En général, les mâles adultes transgéniques C57/B6/J, exprimant la Cre-recombinase sous contrôle de l’alpha-CMH, ont été jumelés pour s’accoupler avec la femelle B6.Cg-Gt(ROSA)26Sortm27.1(CAG-COP4*H134R/tdTomato)Hye/J. Comme la cassette cardiaque STOP a été supprimée à la deuxième génération, la progéniture a montré une expression stable du CMH-ChR2 et a été utilisée pour maintenir des colonies photosensibles cardiaques. Toutes les expériences ont été effectuées sur des souris adultes des deux sexes âgées de 36 à 48 semaines. L’éclairage est réalisé à l’aide d’un réseau de micro-LED 3 x 3, fabriqué comme décrit en16,17, sauf que le boîtier à base de silicium et les fibres de verre optiques courtes ne sont pas mis en œuvre. Sa première utilisation dans une application cardiaque se trouve dans18. Un réseau linéaire de micro-LED basé sur une technologie de fabrication similaire a été appliqué comme sonde pénétrante pour la stimulation cardiaque19. Les micro-LED sont disposées en un réseau 3 x 3 à un pas de 550 μm, fournissant à la fois une haute résolution spatiale et une puissance rayonnante élevée sur une très petite surface. Les auteurs démontrent dans ce travail une photostimulation multisite locale polyvalente qui pourrait ouvrir la voie au développement de nouvelles méthodes de thérapie antiarythmique.

Le protocole expérimental suivant implique une perfusion de Langendorff rétrograde ex vivo, pour laquelle l’aorte canulée fonctionne comme une entrée de perfusion. En raison de la pression de perfusion appliquée et de la contraction cardiaque, le perfusat circule dans les artères coronaires, qui se ramifient hors de l’aorte. Dans le travail présenté, le cœur est perfusé à l’aide d’une configuration à pression constante obtenue en élevant les réservoirs perfusats à 1 m de hauteur, ce qui équivaut à 73,2 mmHg, ce qui donne un débit de 2,633 ± 0,583 mL / min. Deux types de solution de Tyrode sont utilisés comme perfusat au cours de l’expérience. La solution de Tyrode régulier soutient un rythme sinusal stable, tandis que la solution de Tyrode Low-K+ est mélangée avec Pinacidil pour permettre l’induction de l’arythmie dans les cœurs murins. L’utilisation d’un bain-marie hexagonal permet l’observation du cœur à travers six fenêtres planes différentes, permettant le couplage de plusieurs composants optiques avec moins de distorsion par réfraction.

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Protocole

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Toutes les expériences ont strictement suivi la réglementation sur le bien-être animal, en accord avec la législation allemande, les stipulations locales et conformément aux recommandations de la Fédération des associations européennes de science des animaux de laboratoire (FELASA). La demande d’approbation des expériences sur les animaux a été approuvée par l’autorité responsable du bien-être animal et toutes les expériences ont été signalées à nos représentants du bien-être animal.

1. Préparation et matériel de l’expérience

  1. Configuration de la cartographie optique
    REMARQUE : La configuration optique, ainsi que la configuration électrique, sont illustrées à la Figure 1. Tous les composants utilisés dans la configuration optique et électrique sont énumérés en détail dans le tableau des matériaux.
    1. Utilisez LED 1 et LED 2 pour l’induction de l’arythmie et la défibrillation de secours. Choisissez des LED haute puissance avec une longueur d’onde λbleue proche de 475 nm, qui est le pic de la longueur d’onde d’excitation de ChR26. Pour réduire davantage le spectre optique, utilisez un filtre passe-bande de 470 ± 20 nm.
      NOTE: Dans ce travail, LED 1 et LED 2 ont un flux radiant typique de 3,9 à 5,3 W, selon la fiche technique20.
    2. Illuminer l’épicarde pour la cartographie optique avec une LED rouge haute puissance (LED 3 sur la figure 1), qui émet de la lumière avec une longueur d’onde centrale de λrouge = 625 nm et un flux rayonnant de 700 mW21. La lumière rouge est filtrée avec un filtre passe-bande de 628 ± 20 nm et réfléchie par un miroir dichroïque (DM) passe-long avec une longueur d’onde de coupure de λDM = 685 nm.
    3. Utilisez un filtre d’émission avec λfiltre-cames = 775 ± 70 nm devant l’objectif de la caméra pour enregistrer uniquement l’émission de fluorescence de l’activité cardiaque. Utilisez un objectif rapide qui convient bien aux applications à faible luminosité.
      NOTE: La fréquence de fibrillation d’un cœur de souris varie de 20 à 35 Hz; par conséquent, utilisez une caméra assez rapide pour enregistrer avec une fréquence de 1 à 2 kHz, voire plus.
  2. Réseau de micro-LED
    NOTE: Les réseaux de micro-LED appliqués ici sont réalisés en utilisant le traitement des microsystèmes comme détaillé ailleurs16,17.
    1. Enduire de spin une couche de polyimide (PI) de 5 μm d’épaisseur sur des substrats de silicium de 4 pouces (polis simple face, épaisseur de 525 μm).
    2. Durcir cette couche de PI à une température maximale de 450 °C sous atmosphère d’azote. Maintenez la température maximale constante pendant 10 min.
    3. Déposer et modeler une photorésine photosensible (PR) inversée d’image en utilisant la lithographie ultraviolette (UV) et déposer par pulvérisation une fine couche de platine (Pt) de 250 nm.
    4. Épaissir cette métallisation à base de Pt en galvanoplastique une couche d’or (Au) de 1 μm d’épaisseur avec le PR à motifs servant de couche de masquage.
    5. Avant de recouvrir une deuxième couche de PI, exposer la plaquette avec sa première couche de PI et la métallisation électrolytique au à un plasma d’oxygène qui active chimiquement la surface de la couche de PI.
    6. Durcissez à nouveau la deuxième couche PI à 450 °C, appliquez la lithographie UV pour modeler une couche PR et ouvrez les pastilles de contact du réseau pour les puces micro-LED et la carte de circuit imprimé (PCB) d’interfaçage par gravure ionique réactive (RIE) en utilisant le PR à motifs comme couche de masquage.
      REMARQUE: Dans ces étapes de processus RIE, il est recommandé d’appliquer 200 W et 100 W pendant 10 et 30 min, respectivement, pour définir les ouvertures du pavé de contact ainsi que la forme extérieure du réseau micro-LED bidimensionnel (2D).
    7. Décaper le PN à l’aide de solvants et de gravure au plasma. Épaissir davantage les plaquettes de contact en galvanoplastie une couche d’or supplémentaire de 6 μm d’épaisseur.
    8. Fixez les puces micro-LED aux plaquettes de contact à l’aide d’un bonder flip-chip.
    9. Activez la surface PI dans un plasma d’oxygène et remplissez les puces micro-LED avec un adhésif sans solvant. Durcir ensuite l’adhésif pendant 12 h à 120 °C.
    10. Pour encapsuler les puces micro-LED, effectuez un autre traitement plasma avec de l’argon et appliquez manuellement une fine couche de fluoropolymère. Pré-durcir cette couche à 80 °C pendant 1 h.
    11. Appliquer manuellement le silicone comme couche d’encapsulation finale après avoir exposé le réseau micro-LED à un plasma d’oxygène, utilisé pour améliorer l’adhérence du silicium à la couche de fluoropolymère sous-jacente. Durcir la couche de silicone à 80 °C et 180 °C pendant 1 h chacune. Ces dernières étapes de durcissement durcissent également complètement la couche de fluoropolymère.
    12. Souder les pastilles de contact du substrat PI à une carte de circuit imprimé qui transporte des connecteurs de bande pour l’interconnexion de la matrice à une instrumentation externe. Couvrez les tampons de soudure sur le circuit imprimé à l’aide d’un adhésif.
  3. Installation électrique
    1. Utilisez des électrodes adaptées à l’enregistrement d’un électrocardiogramme (ECG), par exemple, des électrodes argent/chlorure d’argent ou des électrodes de potentiel d’action monophasique (MAP) et un amplificateur ECG pour surveiller l’activité électrique du cœur en continu. De plus, utilisez un dispositif d’acquisition (AD) approprié pour enregistrer tous les signaux électriques obtenus.
    2. Choisissez un pilote bien adapté aux LED haute puissance (LED 1, LED 2 et LED 3), qui peut gérer le courant maximal appliqué à chaque appareil. Utilisez un générateur de fonctions arbitraires (AFG) pour contrôler avec précision la sortie des pilotes LED.
    3. Utilisez un pilote LED multicanal pour contrôler le courant circulant dans le réseau de micro-LED. Un AFG avec plusieurs sorties convient également à cette tâche.
      REMARQUE: Il est conseillé de choisir des pilotes LED limitant le courant au courant maximum de la micro-LED, sinon les diodes pourraient être endommagées. Un exemple de pilote micro-LED multicanal est décrit dans un autre ouvrage18. Si nécessaire, l’AFG ou tout autre pilote LED peut être connecté à un ordinateur pour contrôler à distance les paramètres micro-LED. Si tel est le cas, connectez le pilote LED à l’ordinateur avec le protocole de communication de votre choix, par exemple, General Purpose Interface Bus (GPIB) ou une connexion série.

   

2. Procédures expérimentales

  1. Préparation de la solution
    1. Préparer la solution de Tyrode : 130 mM NaCl, 4 mM KCl, 1 mM MgCl2, 24 mMNaHCO3, 1,8 mM CaCl2, 1,2 mM KH2PO4, 5,6 mM Glucose,0,1% BSA/Albumine.
    2. Préparer la solution de Tyrode Low-K+ : Low-K+ Tyrode est fabriquée de la même manière que la solution de Tyrode ordinaire, sauf que seulement la moitié de la quantité de KCl est ajoutée (2 mM au lieu de 4 mM KCl).
      NOTE: Pour une expérience d’une durée de 3 heures, généralement 2-3 L de Tyrode Low-K+ (en plus mélangé avec de la Blébbistatine (étape 2.1.5) si une cartographie optique est effectuée) et 1-2 L de Tyrode régulier sont suffisants.
    3. Ajouter Pinacidil à la solution de Low-K+ Tyrode pour faciliter le processus d’induction de l’arythmie, tel que décrit en22, pour obtenir une concentration de 100 mM. Portez des gants de laboratoire protecteurs lors de la manipulation de Pinacidil.
    4. Préparer 1 mL de DI-4-ANBDQPQ 50 μM avec la solution régulière de Tyrode. Protégez le colorant de la lumière pour éviter le photoblanchiment.
    5. Faire une solution mère de 10 mM de blébbistatine. Pour la cartographie optique, mélanger la blébbistatine avec la solution de Pinacidil-Tyrode à 100 mM (étape 2.1.3) pour obtenir une solution de 5 μM. Porter des gants de laboratoire protecteurs lors de la manipulation de la blébbistatine.
      REMARQUE: Gardez le colorant et la solution de blébbistatine de côté jusqu’à ce que la cartographie optique commence.
  2. Perfusion de Langendorff
    REMARQUE: La configuration se compose de deux réservoirs pour les deux solutions du Tyrode. Ils sont reliés à un piège à bulles via des tubes avec des coqs à trois voies. Le cœur est ensuite attaché au piège à bulles par un connecteur de verrouillage Luer, puis suspendu dans un bain-marie hexagonal. Le bain-marie est, à son tour, relié à un conteneur à déchets pour recueillir la solution de Tyrode usagée.
    1. Nettoyez tous les tubes avant chaque expérience avec de l’eau entièrement déminéralisée.
    2. Aérer les deux solutions de Tyrode avec du Carbogen (5% de CO2 et 95% d’O2) pendant 30 min à température ambiante avant le début de l’expérience. Ajustez la valeur du pH des solutions Tyrode à 7,4 avec NaOH.
    3. Remplir 500 mL de chaque solution de Tyrode dans le réservoir correspondant et désaérer les tubes ainsi que le piège à bulles en faisant passer la solution de Tyrode dans le système de perfusion jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de bulles d’air piégées dans les tubes ou dans le piège à bulles.
    4. Continuer à aérer les solutions du Tyrode pendant toute l’expérience dans les réservoirs avec Carbogen pour s’assurer que le pH du perfusat reste stable plus tard pendant la perfusion.
    5. Chauffer le système de perfusion à 37 °C avec une pompe à chaleur à eau. Maintenez la température du perfusat constante dans le bain-marie en utilisant un élément chauffant supplémentaire tel qu’un câble chauffant étanche.
      NOTE: Au cours de l’expérience, il est crucial de remplir les réservoirs du Tyrode avant qu’ils ne soient vides. Sinon, des bulles d’air peuvent pénétrer dans le cœur, ce qui peut obstruer les vaisseaux et entraîner une ischémie.
  3. Préparation de la souris
    1. Injecter par voie sous-cutanée 0,1 mL de 500 I.E. Heparine 30 min avant la procédure d’isolement cardiaque.
    2. Remplissez une boîte de Petri de 6 cm et une seringue de 2 ml avec la solution de Tyrode glacée. Placer sous le microscope stéréoscopique.
    3. Effectuer une anesthésie de courte durée sur des souris dans un environnement saturé d’isoflurane pendant 2 minutes et une luxation cervicale immédiate par la suite.
      REMARQUE: Afin de vérifier une anesthésie suffisante, une vérification du réflexe inter-orteil négatif est absolument nécessaire.
    4. Ouvrez la poitrine, retirez le cœur, comme décrit ailleurs23, et placez-le dans la boîte de Petri de 6 cm avec la solution de Tyrode glacée. Les battements cardiaques seront diminués en raison de la chute de température.
    5. Faire la préparation fine au microscope stéréoscopique, comme détaillé ailleurs23. Fixez l’aorte sur l’aiguille émoussée et fixez le vaisseau avec un matériau de suture.
    6. Comme contrôle, injectez la solution de Tyrode glacée à travers l’aiguille dans le cœur et vérifiez que le cœur est bien monté. Cette étape rince également le sang restant du cœur.
    7. Transférer le cœur monté dans le système de perfusion. Assurez-vous que le perfusat circule pour empêcher l’air de pénétrer dans le cœur tout en reliant l’aiguille au piège à bulles. Vérifiez que le cœur est recouvert de la solution de Tyrode au bain-marie. Les étapes 2.3.4, 2.3.5 et 2.3.7 sont illustrées à la figure 2.
    8. Assurez-vous que le cœur commence à battre en quelques minutes. Laissez le cœur s’adapter à la configuration de perfusion pendant 15 à 20 min, puis passez à la solution de Tyrode à faible K+ avec Pinacidil (étape 2.1.3) ou à la solution de Tyrode à faible K+ avec Pinacidil et Blebbistatin (étape 2.1.5) si une cartographie optique doit être effectuée.
  4. Induction de l’arythmie et défibrillation optique
    1. Placez l’une des électrodes ECG aussi près que possible de la surface du cœur pour assurer une bonne qualité du signal. Suspendre la deuxième électrode ECG dans la solution Tyrode. Assurez-vous que l’ECG acquis est enregistré par l’AD de votre choix.
    2. Placez le réseau de micro-LED sur la zone d’intérêt de l’étude, par exemple, sur le ventricule gauche.
    3. Changez la perfusion en Tyrode à faible K + avec Pinacidil et perfusez le cœur pendant 15 à 30 minutes.
    4. Pour induire l’arythmie, illuminer le cœur avec LED 1 et LED 2 avec un train de 20 à 50 impulsions lumineuses avec une fréquence f ind de 25 à 35 Hz, une durée d’impulsion Wind de 2 à 15 ms et une intensité lumineuse LIopt_ind de 2,8 mW mm-2.
    5. Répétez le processus jusqu’à ce que l’arythmie soit induite.
      REMARQUE: Les arythmies sont faciles à identifier dans le signal ECG car la fréquence et la morphologie du signal diffèrent du rythme sinusal normal. Si l’arythmie se termine dans les 5 s suivantes, classez-la comme auto-terminée et commencez une nouvelle tentative d’induction.
    6. Une fois qu’une arythmie soutenue est détectée visuellement, appliquez une rafale d’impulsions de différentes largeurs Wdef et fréquences fdef, en utilisant trois, six ou neuf micro-LED du réseau à uneimpulsion de courant pulsé I de 15 mA cédant à une intensité lumineuse LIμLED = 33,31 ± 2,05 mW mm-2.
    7. Si l’arythmie persiste après cinq essais de défibrillation à base de micro-LED, classez la tentative comme infructueuse et commencez la défibrillation de secours.
    8. Pour la défibrillation de secours, utilisez LED 1 et LED 2 en utilisant les mêmes paramètres de synchronisation que ceux définis pour la matrice micro-LED.
      REMARQUE: Parce que le cœur est exposé à un stress ischémique et métabolique pendant toute la période expérimentale, il est possible que les tentatives d’arrêt de l’arythmie échouent, même avec une défibrillation de secours. Chaque fois que cela se produit, changez la solution de perfusion pour le Tyrode régulier et laissez le cœur récupérer pendant 5 à 10 minutes. Lorsque l’ECG revient au rythme sinusal, répétez le protocole de l’étape 2.4.3.
  5. Cartographie optique
    1. Perfuser le cœur avec la solution de Blebbistatin préparée à l’étape 2.1.5 et attendre le découplage mécanique. Ceci est accompli lorsque le cœur cesse de battre, mais un signal ECG est toujours mesurable.
      REMARQUE: Le mélange de la solution de blébbistatine à la concentration mentionnée et le maintien du cœur perfusé avec cette solution maintiennent l’activité mécanique cardiaque découplée de l’activité électrique pendant toute l’expérience.
    2. Donner le colorant de tension de 1 mL DI-4-ANBDQPQ (préparé à l’étape 2.1.4) comme bol dans le piège à bulles de la perfusion de Langendorff. Attendez 5 à 10 minutes pour permettre au colorant de perfuser le cœur uniformément.
      REMARQUE: Évitez le photoblanchiment du colorant en éteignant la lumière rouge chaque fois qu’aucun enregistrement n’est effectué. Si le rapport signal/bruit de l’enregistrement devient trop faible (le signal acquis est trop bruyant), répétez les étapes 2.1.4 et 2.5.2.
    3. Concentrez la caméra sur la surface du cœur, allumez la LED 3 et appliquez une puissance optique de 1,27 mW mm-2 .
    4. Éteignez les lumières du laboratoire et commencez l’enregistrement. Assurez-vous qu’un signal optique est acquis en comparant la fréquence du signal obtenu à la fréquence de l’ECG enregistré. Cela garantit que le signal optique obtenu est purement lié à l’activité électrique du cœur.
      REMARQUE: Comme la lumière de fluorescence émise par le colorant est très hebdomadaire, la cartographie optique se fait dans une pièce sombre. Cela évite les interférences de signal provenant de toute autre source lumineuse.

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Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le protocole permet l’induction d’arythmies ventriculaires dans des cœurs murins intacts à l’aide d’impulsions de photostimulation générées par LED 1 et LED 2 (Figure 1) avec une fréquence f ind comprise entre 25 Hz et 35 Hz et une durée d’impulsion Wind comprise entre 2 ms et 10 ms. Veuillez noter que le but de telles impulsions lumineuses rapides n’est pas de capturer le rythme cardiaque, mais plutôt de déséquilibrer l’activité cardiaque afin que des ondes électriques...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Un traitement réussi des tachyarythmies cardiaques est la clé de la thérapie cardiaque. Cependant, les mécanismes biophysiques sous-jacents à l’initiation, à la perpétuation et à l’arrêt de l’arythmie ne sont pas entièrement compris. Par conséquent, la recherche cardiaque vise à optimiser la thérapie par choc électrique vers une fin plus douce des arythmies, augmentant ainsi la qualité de vie des patients 28,29,30,31....

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Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs tiennent à remercier Marion Kunze et Tina Althaus pour leur excellent soutien technique lors des expériences. La recherche qui a conduit aux résultats a reçu un financement du septième programme-cadre de la Communauté européenne FP7/2007-2013 sous le numéro de convention de subvention HEALTH-F2-2009-241526. Le Centre allemand de recherche cardiovasculaire, DZHK e.V. (projet MD28), le site partenaire de Göttingen, la Fondation allemande pour la recherche CRC 1002 (projet C03) et la Société Max Planck ont également apporté leur soutien. Ce travail a été en partie soutenu par BrainLinks-BrainTools, Cluster of Excellence financé par la Fondation allemande pour la recherche (DFG, numéro de subvention EXC 1086).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Composants
BlebbistatinTargetMolT603810 mM solution mère
BSA/AlbumineSigma-AldrichA4919
Chlorure de calciumSigma-AldrichC1016CaCl2
CarbogenWestfalenBouteille de 50 l
DI-4-ANBDQPQAAT Bioquest21499Colorant pour cartographie optique
Glucose Sigma-AldrichD9434C6H12O6
HéparineLEO PharmaHéparine-Natrium Leo 25.000 I.E./5 ml, disponible uniquement sur ordonnance
Acide chlorhydriqueMerck1.09057.1000HCl, 1 M solution mère
IsofluraneCP Pharma1 ml/ml, disponible uniquement sur ordonnance
Magnésium ChlorureMerck8.14733.0500MgCl2
Phosphate monopotassiqueSigma-Aldrich30407KH2PO4
Pinacidil monohydratéSigma-AldrichP154-500mg10 mM solution mère
Chlorure de potassiumSigma-AldrichP5405KCl
Bicarbonate de sodiumSigma-Aldrich S5761NaHCO3
Sodium ChlorureSigma-AldrichS5886NaCl
Hydroxyde de sodiumMerck1.09137.1000NaOH, 1 M solution mère
Configuration électrique
Biopac MP150Biopac SystemsMP150WSWsystème d’acquisition et d’analyse de données
ECG sur mesure, alternative ECG100CBiopac SystemsECG100Cd’électrocardiogramme
Chauffe-bain d’eau sur mesure à l’aide d’un câble chauffantSystème de chauffage RMSHK-5,0-12Câble chauffant 120W
Bain-marie
Pilote LED AlimentationThorlabsKPS10115 V, 2,4 A Bloc d’alimentation avec connecteur Jack 3,5 mm pour un K- ou T-Cube.
Pilote LED LEDD1BThorlabsPilote LED LEDD1BT-Cube, courant d’entraînement maximal de 1200 mA
MAP, électrode ECGHugo Sachs ElektronikBS4  ; 73-0200Mini-ECG Électrode pour cœurs isolés
Pilote de micro-LED, par exemple AFGAgilent InstrumentsA-2230Générateur de fonctions arbitraires (AFG)
Générateur de signauxAgilent InstrumentsA-2230AFG
Composants de réseau de micro-LED
époxydeTechnologie époxyEPO-TEK 353NDÉpoxy
à deux composantsFluoropolymère  ; Asahi Glass Co. Ltd.Cytop 809MFluoropolymère avec photorésine
d’inversion d’imageMerck KGaAAZ 5214ERésistance d’inversion d’image pour
puce LED  ; Cree Inc.C460TR2227-S2100Bleu micro-LED
PhotoresistMerck KGaAAZ 9260Photoresists Positive Épaisse
PolyimideUBE Industries Ltd.U-Varnish SPolyimide Solution
SiliconeNuSil Technology LLCMED-6215Élastomère de silicone à faible viscosité
Adhésif sans solvantJohn P. Kummer GmbHEpo-Tek 301-2Résine époxy à faible viscosité
Cartographie optique Filtre
bleuChroma Technology CorporationET470/40xFiltre
CaméraPhotométrieCascade 128+Haute performance EMCCD
Caméra Caméra ObjectifNavitarDO-5095Les objectifs haute vitesse à focale fixe Navitar fonctionnent avec les caméras CCD et CMOS
Dichroïque MiroirSemrockFF685-Di02-25x36685 nm bord BrightLine® ; mono-bord standard épi-fluorescence dichroïque séparateur de faisceau
EmmisionSemrockFF01-775/140-25775/140 nm BrightLine® ; filtre passe-bande monobande
Dissipateur thermiqueAdvanced Thermal SolutionsATSEU-077A-C3-R0Dissipateurs thermiques - LED STAR LED Dissipateur thermique, 45mm dia., 68mm, Noir/Argent, non fileté Plaque de base
Hardware LED 1 et LED 2LED Engin OsramLZ4-00B208LED haute puissance - Couleur unique, Bleu, 460 nm 130 lm, 700mA
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LentillesLED Engin OsramLLNF-2T06-HÉclairage LED Assemblages LZ4 LENTILLE NARROW FLOOD BEAM
Photodiode pour wattmètreThorlabsS120VCCapteur de puissance à photodiode standard Capteur de
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Filtre rougeSemrockFF02-628/40-25BrightLine® ; Filtre passe-bande monobande
chimiques amplificateur hexagonal Colle haute transparence haute résolutiond’excitation bleu

Références

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  1. Davidenko, J. M., Pertsov, A. V., Salamonsz, R. Stationary and drifting spiral waves of excitation in isolated cardiac muscle. Nature. 355, 349-351 (1992).
  2. Fenton, F. H., et al. Termination of atrial fibrillation using pulsed low-energy far-field stimulation. Circulation. 120 (6), 467-476 (2009).
  3. Luther, S., et al. Low-energy control of electrical turbulence in the heart. Nature. 475, 235-239 (2011).
  4. Pumir, A., et al. Wave emission from heterogeneities opens a way to controlling chaos in the heart. Physical Review Letters. 99, 208101(2007).
  5. Deisseroth, K. Optogenetics. Nature Methods. 8, 26-29 (2011).
  6. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nature Neuroscience. 8, 1263-1268 (2005).
  7. Nagel, G., et al. Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (24), 13940-13945 (2003).
  8. Bruegmann, T., et al. Optogenetic control of heart muscle in vitro and in vivo. Nature Methods. 7, 897-900 (2010).
  9. Natasha, G., et al. et al.Channelrhodopsins: visual regeneration and neural activation by a light switch. New Biotechnology. 30 (5), 461-474 (2013).
  10. Zhang, F., et al. Multimodal fast optical interrogation of neural circuitry. Nature. 446, 633-639 (2007).
  11. Alilain, W. J., et al. Light-induced rescue of breathing after spinal cord injury. Journal of Neuroscience. 28 (46), 11862-11870 (2008).
  12. Ahmad, A., Ashraf, S., Komai, S. Optogenetics applications for treating spinal cord injury. Asian Spine Journal. 9 (2), 299-305 (2015).
  13. Dieter, A., Keppeler, D., Moser, T. Towards the optical cochlear implant: Optogenetic approaches for hearing restoration. EMBO Molecular Medicine. 12 (4), e11618(2020).
  14. Keppeler, D., et al. Multichannel optogenetic stimulation of the auditory pathway using microfabricated LED cochlear implants in rodents. Science Translational Medicine. 12 (553), eabb8086(2020).
  15. Verhoefen, M. K., Bamann, C., Blöcher, R., Förster, U., Bamberg, E. The photocycle of channelrhodopsin-2: ultrafast reaction dynamics and subsequent reaction steps. ChemPhysChem. 11 (14), 3113-3122 (2010).
  16. Schwaerzle, M., Elmlinger, P., Paul, O., Ruther, P. Miniaturized tool for optogenetics based on an LED and an optical fiber interfaced by a silicon housing. 36th Annual Internation Conference IEEE Engineering in Medicine and Biology Society, Chicago, IL, , 5252-5255 (2014).
  17. Schwaerzle, M., Elmlinger, P., Paul, O., Ruther, P. Miniaturized 3 x 3 optical fiber array for optogenetics with integrated 460 nm light sources and flexible electrical interconnection. 28th IEEE Proceedigns. MEMS, Estoril, , 162-165 (2015).
  18. Diaz-Maue, L., Schwaerzle, M., Ruther, P., Luther, S., Richter, C. Follow the light - From low-energy defibrillation to multi-site photostimulation. 40thAnnual International Conference of IEEE Engineering in Medicine and Biology Society, Honolulu, HI, , 4832-4835 (2018).
  19. Zgierski-Johnston, C., et al. Cardiac pacing using transmural multi-LED probes in channelrhodopsin-expressing mouse hearts. Progress in Biophysics and Molecular Biology. , 51-61 (2020).
  20. mouser.de, LED Engin, [Online]. , Available: https://www.mouser.de/datasheet/2/228/5412893-LED_2520Engin_Datasheet_LuxiGen_LZ4-00B208- 1531969.pdf (2020).
  21. thorlabs.com, thorlabs, [Online]. , Available: https://www.thorlabs.com/_sd.cfm?fileName=25135-S01.pdf&partNumber=M625L3 (2020).
  22. Bruegmann, T., et al. Optogenetic defibrillation terminates ventricular arrhythmia in mouse hearts and human simulations. Journal of Clinical Investigation. 126 (10), 3894-3904 (2016).
  23. Richter, C., Christoph, J., Lehnart, S. E., Luther, S. Optogenetic light crafting tools for the control of cardiac arrhythmias. Methods in Molecular Biology. 1408, 293-302 (2016).
  24. Quiñonez Uribe, R. A., Luther, S., Diaz-Maue, L., Richter, C. Energy-reduced arrhythmia termination using global photostimulation in optogenetic murine hearts. Frontiers in Physiology. 9 (1651), (2018).
  25. Moreno, I. LED irradiance pattern at short distances. Applied Optics. 59 (1), 190-195 (2020).
  26. Predicting unpinning success rates for a pinned spiral in an excitable medium. Behrend, A., Bittihn, P., Luther, S. Computing in Cardiology, Belfast, , 345-348 (2010).
  27. Kappadan, V., et al. High-resolution optical measurement of cardiac restitution, contraction, and fibrillation dynamics in beating vs. blebbistatin-uncoupled isolated rabbit hearts. Frontiers in Physiology. 11 (464), (2020).
  28. Christoph, J., et al. Electromechanical vortex filaments during cardiac fibrillation. Nature. 555, 667-672 (2018).
  29. O'Shea, C. Cardiac optogenetics and optical mapping - Overcoming spectral congestion in all-optical cardiac electrophysiology. Frontiers in Physiology. 10 (182), (2019).
  30. Aras, K. K., Faye, N. R., Cathey, B., Efimov, I. R. Critical volume of human myocardium necessary to maintain ventricular fibrillation. Circulation: Arrhythmia and Electrophysiology. 11 (11), e006692(2018).
  31. Trayanova, N., Doshi, A. N., Prakosa, A. How personalized heart modeling can help treatment of lethal arrhythmias: A focus on ventricular tachycardia ablation strategies in post-infarction patients. Wiley Interdisciplinary Reviews in System Biology and Medicine. 12 (3), 1477(2020).
  32. Bingen, B., et al. Light-induced termination of spiral wave arrhythmias by optogenetic engineering of atrial cardiomyocytes. Cardiovascular Research. 104 (1), 194-205 (2014).
  33. Burton, R. A. B., et al. Optical control of excitation waves in cardiac tissue. Nature Photonics. 9 (12), 813-816 (2015).
  34. Dura, M., Schröder-Schetelig, J., Luther, S., Lehnart, S. E. Toward panoramic in situ mapping of action potential propagation in transgenic hearts to investigate initiation and therapeutic control of arrhythmias. Frontiers in Physiology. 5, 337(2014).
  35. Crocini, C., et al. Optogenetics design of mechanistically-based stimulation patterns for cardiac defibrillation. Science Reports. 6 (35628), (2016).
  36. Nyns, E. C. A., et al. Optogenetic termination of ventricular arrhythmias in the whole heart: towards biological cardiac rhythm management. European Heart Journal. 38 (27), 2132-2136 (2017).
  37. Wilde, A. A. K+atp channel opening and arrhythmogenesis. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 24 (4), 35-40 (1994).
  38. Christoph, J., Luther, S. Marker-free tracking for motion artifact compensation and deformation measurements in optical mapping videos of contracting hearts. Frontiers in Physiology. 9 (1483), (2018).
  39. Christoph, J., Schröder-Schetelig, J., Luther, S. Electromechanical optical mapping. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 130(B), 150-169 (2017).

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