Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Modélisation de l’AVC chez la souris: lésions corticales focales par photothrombose

7.3K vues

⸱

DOI :

10.3791/62536

⸱

6 mai 2021

 ,  , 
1Institute for Stroke and Dementia Research, LMU Munich, 2Munich Cluster for Systems Neurology (SyNergy)

Dans cet article

Résumé

Décrit ici est le modèle d’AVC photothrombotique, où un AVC est produit à travers le crâne intact en induisant une occlusion microvasculaire permanente à l’aide d’un éclairage laser après administration d’un colorant photosensible.

Résumé

L’AVC est l’une des principales causes de décès et d’invalidité acquise chez les adultes dans les pays développés. Malgré des recherches approfondies pour de nouvelles stratégies thérapeutiques, il reste des options thérapeutiques limitées pour les patients victimes d’un AVC. Par conséquent, davantage de recherches sont nécessaires pour les voies physiopathologiques telles que l’inflammation post-AVC, l’angiogenèse, la plasticité neuronale et la régénération. Compte tenu de l’incapacité des modèles in vitro à reproduire la complexité du cerveau, les modèles expérimentaux d’AVC sont essentiels pour l’analyse et l’évaluation ultérieure de nouvelles cibles médicamenteuses pour ces mécanismes. En outre, des modèles standardisés détaillés pour toutes les procédures sont nécessaires de toute urgence pour surmonter la crise dite de la réplication. Dans le cadre d’un effort au sein du consortium de recherche ImmunoStroke, un modèle murin photothrombotique standardisé utilisant une injection intrapéritonéale de Rose Bengal et l’éclairage du crâne intact avec un laser de 561 nm est décrit. Ce modèle permet la performance de l’AVC chez la souris avec une allocation à n’importe quelle région corticale du cerveau sans chirurgie invasive; permettant ainsi l’étude de l’AVC dans diverses zones du cerveau. Dans cette vidéo, les méthodes chirurgicales d’induction de l’AVC dans le modèle photothrombotique ainsi que l’analyse histologique sont démontrées.

Introduction

L’AVC ischémique reste l’une des principales causes de décès et d’invalidité acquise chez les adultes dans les paysdéveloppés au 21e siècle, représentant environ 2,7 millions de décès en 2017 dans le monde1. Malgré les immenses efforts de la communauté scientifique, peu de traitements sont disponibles. De plus, avec des critères d’exclusion aussi élevés, ces options déjà limitées ne sont pas accessibles à de nombreux patients, ce qui entraîne un besoin urgent de nouveaux traitements pour améliorer la récupération fonctionnelle après un AVC.

Compte tenu de l’incapacité des modèles in vitro à reproduire les interactions complexes du cerveau, les modèles animaux sont essentiels pour la recherche préclinique sur les accidents vasculaires cérébraux. Les souris sont le modèle animal le plus fréquemment utilisé dans le domaine de la recherche sur les accidents vasculaires cérébraux. La majorité de ces modèles murins visent à induire des infarctus en bloquant le flux sanguin dans l’artère cérébrale moyenne (ACM) puisque la majorité des lésions humaines d’AVC sont situées dans le territoire du MCA2. Bien que ces modèles récapitulent mieux les lésions d’AVC humain, ils impliquent des chirurgies convulsées avec une variabilité élevée du volume de l’infarctus.

Depuis la proposition de Rosenblum et El-Sabban du modèle photothrombotique en 19773,et plus tard l’application de ce modèle aux rats Watson et al.4,il est devenu largement utilisé dans la recherche sur l’AVC ischémique5,6. Le modèle d’AVC photothrombotique induit un infarctus cortical local et défini à la suite de la photoactivation d’un colorant sensible à la lumière préalablement injecté dans le flux sanguin. Cela provoque une thrombose locale des vaisseaux dans les zones exposées à la lumière. En bref, lors de l’exposition à la lumière du colorant photosensible injecté, une lésion oxydative localisée de la membrane cellulaire endothéliale est induite, entraînant une agrégation plaquettaire et la formation de thrombus, suivies d’une perturbation locale du flux sanguin cérébral7.

Le principal avantage de cette technique réside dans sa simplicité d’exécution et la possibilité de diriger la lésion vers la région souhaitée. Contrairement à d’autres modèles expérimentaux d’AVC, une expertise chirurgicale mineure est nécessaire pour effectuer le modèle d’AVC photothrombotique car la lésion est induite par l’éclairage du crâne intact. De plus, les bordures bien délimitées(Figure 2A et Figure 5B)et la flexibilité pour induire la lésion à une région spécifique du cerveau peuvent faciliter l’étude des réponses cellulaires au sein de l’aire ischémique ou corticale intacte8. Pour ces raisons, cette approche convient à l’étude des mécanismes cellulaires et moléculaires de la plasticité corticale.

Au cours des dernières décennies, l’inquiétude croissante concernant le manque de reproductibilité entre les groupes de recherche a été appelée la crise dite de la réplication9. Après la coordination de la première étude préclinique randomisée contrôlée multicentrique en 201510, un outil proposé pour améliorer la recherche préclinique11 , 12,13, il a été confirmé que l’une des causes de l’échec de la reproductibilité entre les études précliniques de laboratoires indépendants était le manque de normalisation suffisante des modèles expérimentaux d’AVC et des paramètres de résultats14. Par conséquent, lorsque le consortium ImmunoStroke a été créé (https://immunostroke.de/), une collaboration qui vise à comprendre les interactions cerveau-immunité sous-jacentes aux principes mécanistes de la récupération de l’AVC, la normalisation de tous les modèles expérimentaux d’AVC entre chaque groupe de recherche était essentielle.

La procédure normalisée pour l’induction du modèle photothrombotique telle qu’utilisée dans le consortium de recherche susmentionné est décrite ici. Brièvement, un animal a subi des anesthésiques, a reçu une injection de Rose Bengal (10 μL / g) par voie intrapéritonale, et le crâne intact, à 3 mm à gauche de bregma, a été immédiatement éclairé par un laser de 561 nm pendant 20 min(Figure 1). En outre, une méthode histologique et comportementale connexe pour analyser le résultat de l’AVC dans ce modèle est rapportée. Toutes les méthodes sont basées sur des procédures opérationnelles normalisées développées et utilisées en laboratoire.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Les expériences rapportées dans cette vidéo ont été menées conformément aux directives nationales pour l’utilisation d’animaux de laboratoire, et les protocoles ont été approuvés par les comités gouvernementaux allemands (Regierung von Oberbayern, Munich, Allemagne). Les souris utilisées dans cette étude étaient des souris mâles C57Bl/6J, âgées de 10 à 12 semaines, et envoyées par Charles River Allemagne. Les animaux ont été logés à des températures contrôlées (22 °C ± 2 °C), avec une période de cycle lumière-obscurité de 12 h et un accès ad libitum à de la nourriture et de l’eau granulées.

1. Préparation du matériel et des instruments

  1. Dissoudre Rose Bengal dans une solution saline à 0,9 % pour atteindre une concentration finale de 10 mg/mL. Connectez la couverture chauffante pour garder la zone d’opération au chaud et maintenir la température corporelle de la souris pendant l’anesthésie à 37 ° C.
  2. Préparez des ciseaux, des pinces, des morceaux de coton, une pommade pour les yeux au dexpanthénol et du matériel de suture. Préparez une seringue avec une solution saline (sans aiguille) pour maintenir la zone d’opération hydratée. Préparer le gaz d’anesthésie (100% O2 + isoflurane).

2. Préparation de l’animal

  1. Injecter une analgésie 30 min avant la chirurgie (4 mg/kg de carprofène et 0,1 mg/kg de buprénorphine).
  2. Enregistrez le poids corporel de la souris pour ajuster la dose de Rose Bengal à injecter (10 μL/g, soit 100 μg/g).
  3. Placez la souris dans la chambre d’induction avec un débit d’isoflurane de 4% pour l’anesthésier jusqu’à ce que le mouvement spontané du corps et des vibrisses s’arrête.
  4. Transférez la souris dans le cadre stéréotaxique et placez-la en position couchée avec son nez dans le masque d’anesthésie. Fixez l’animal et maintenez la concentration d’isoflurane à 4% pendant 1 min. Ensuite, réduisez et maintenez la concentration d’isoflurane à 2%.
  5. Insérez doucement la sonde rectale pour surveiller la température tout au long des interventions chirurgicales. Réglez le coussin chauffant à rétroaction contrôlée associé pour maintenir la température corporelle de la souris à 37 °C.
  6. Appliquez la pommade pour les yeux au dexpanthénol sur les deux yeux et nettoyez la peau et la fourrure environnante avec un agent désinfectant.

3. Modèle de photothrombe

  1. Faites une incision longitudinale de 2,0 à 2,5 cm et rétractez-vous pour exposer le crâne. Effectuez l’exposition du crâne avec une seule coupure pour éviter les complications de la plaie.
  2. Retirez doucement le périoste avec du coton et identifiez les sutures coronales.
  3. Mettez les lunettes de protection, allumez le laser 561 nm et marquez le bregma +3 mm à gauche.
  4. Éteignez le laser, fixez un autocollant avec un trou de 4 mm de diamètre placé aux coordonnées marquées mentionnées ci-dessus.
  5. Injecter à la souris de la rose de Bengale (10 μL/g), par voie intrapéritonéale. Placez le faisceau laser à 4-5 cm du crâne, allumez le laser 561 nm et illuminez le crâne pendant 20 min.
  6. Appliquer deux gouttes de solution saline à 0,9% sur le crâne pour se réhydraté, suturer la plaie et placer l’animal dans une chambre de récupération à 37 ° C pour récupérer de l’anesthésie. Après 1 h, ramenez les souris dans leurs cages dans une pièce à température contrôlée.
  7. Injecter une analgésie toutes les 12 h pendant 3 jours après la chirurgie (4 mg/kg de carprofène et 0,1 mg/kg de buprénorphine).

4. Opération simulée

  1. Effectuer deux procédures différentes d’opérations Sham décrites aux étapes 4.1.1 et 4.1.2.
    1. Effectuez toutes les procédures de manière identique à l’opération décrite ci-dessus. Injectez Rose Bengal sans allumer le laser. Après 20 min sous anesthésie, laissez les animaux rester dans la chambre de récupération pendant 1 h pour récupérer, avant d’être renvoyés dans leurs cages.
    2. Effectuez toutes les procédures de manière identique à l’opération décrite ci-dessus, en allumant le laser. Ne pas injecter Rose Bengal. Après 20 min d’éclairage laser, laissez les animaux rester dans la chambre de récupération pendant 1 h pour récupérer de l’anesthésie, avant d’être renvoyés dans leurs cages.

5. Moucheture laser

  1. Connectez la couverture chauffante pour garder la zone d’opération au chaud et maintenir la température corporelle de la souris pendant l’anesthésie à 37 ° C.
  2. Placez la souris dans la chambre d’induction avec un débit d’isoflurane de 4% pour l’anesthésier jusqu’à ce que le mouvement spontané du corps et des vibrisses s’arrête, puis transférez la souris dans le cadre stéréotaxique.
  3. Placez la souris en position couchée avec son nez dans le masque d’anesthésie. Fixez l’animal et maintenez la concentration d’isoflurane à 4% pendant 1 min. T poule réduire et maintenir à 2%.
  4. Insérez doucement la sonde rectale pour surveiller la température tout au long des interventions chirurgicales. Réglez le coussin chauffant à rétroaction contrôlée associé pour maintenir la température corporelle de la souris à 37 ° C et appliquez une pommade pour les yeux au dexpanthénol sur les deux yeux. Nettoyez la peau et la fourrure environnante avec un agent désinfectant.
  5. Faites une incision longitudinale de 2,0 à 2,5 cm et rétractez-vous pour exposer le crâne. Effectuez l’exposition du crâne avec une seule coupure pour éviter les complications de la plaie.
  6. Placez le cadre stériletactique sous la moucheture laser et ajustez la hauteur pour obtenir une image nette. Focalisation de la caméra d’imagerie de perfusion de mouchetures laser (LSI) sur la fenêtre crânienne. Configurez le système de caméra l’imagerie laser haute résolution (LSI) comme décrit précédemment15.
  7. Acquérir des données à partir d’un champ de vision de 1 cm x 1 cm à l’aide d’une longueur d’onde de 785 nm et de lasers de 80 mW avec une fréquence d’images de 21 images/s à une distance de travail de 1 cm pendant 1 min.
  8. Après imagerie, appliquer deux gouttes de solution saline à 0,9% sur le crâne pour se réhydraté, suturer la plaie et placer l’animal dans une chambre de récupération à 37 °C pour récupérer de l’anesthésie pendant 1 h. Après 1 h, ramenez les souris dans leurs cages dans une pièce à température contrôlée.

6. Neuroscore

NOTE: Pour l’analyse du déficit neurologique, une échelle neurologique modifiée publiée par Eckenstein et al. en 1997 est utilisée15.

  1. Noter les animaux pour les déficits généraux (Tableau 1) et focaux (Tableau 2). Cette échelle composite varie de 0 (pas de déficit) à 46 (déficiences graves).
  2. Effectuez le neuroscore à la même heure chaque jour et utilisez des vêtements chirurgicaux pour garder une odeur neutre.
  3. Habituez les souris pendant 30 minutes dans la pièce avec une cage ouverte avant le test et laissez-les observer chaque élément pendant 30 s.

7. Perfusion

  1. Préparer une seringue de 20 mL contenant de l’héparine PBS (2 U/mL) et la placer à 1 m au-dessus du banc pour faciliter/assurer la perfusion par gravité.
  2. Injecter par voie intrapéritonéale 100 μL de kétamine et de xylazine (120/16 mg/kg de poids corporel, respectivement). Attendez 5 minutes et corroborez l’arrêt des mouvements spontanés du corps et des vibrisses.
  3. Fixez l’animal en position couchée et désinfectez la surface abdominale du corps avec 100% d’éthanol. Faites une incision de 3 cm de long dans l’abdomen; couper le diaphragme et les côtes pour visualiser complètement le cœur.
  4. Faites une petite incision dans l’oreillette droite et insérez la canule de perfusion dans le ventricule gauche et perfuse avec 20 mL de PBS-héparine.
  5. Après perfusion, décapiter l’animal et retirer le cerveau, le congeler à l’aide de glace carbonique et le conserver à -80 °C jusqu’à une utilisation ultérieure.

8. Volumétrie de l’infarctus

  1. Cryosection : Coupez le cerveau en série sur un cryostat en sections de 20 μm d’épaisseur tous les 120 μm et montez-le sur des lames. Conservez les lames à -80 °C jusqu’à ce qu’ils soient traités ultérieurement.
  2. Coloration au violet crésyl (CV)
    1. Pour préparer la solution colorante, mélanger 0,5 g d’acétate CV dans 500 mL deH2O. Remuer et chauffer (60 °C) jusqu’à dissolution des cristaux. Laissez la solution refroidir et conservez-la dans une bouteille sombre. Réchauffer à 60 °C et filtrer (filtre à papier) avant chaque utilisation.
    2. Sécher les lames à température ambiante pendant 30 min. Placez-les dans de l’éthanol à 95% pendant 15 min, suivi de 70% d’éthanol pendant 1 min, puis dans de l’éthanol à 50% pendant 1 min.
    3. Placez les diapositives dans de l’eau distillée pendant 2 min, rafraîchissez l’eau distillée et replacez les lames dans l’eau pendant 1 min. Ensuite, placez les lames dans la solution de coloration préchauffée pendant 10 min à 60 °C. Laver les lames deux fois à l’eau distillée pendant 1 min.
    4. Placez les lames dans de l’éthanol à 95% pendant 2 min. Ensuite, placez-les dans de l’éthanol à 100% pendant 5 min, rafraîchissez le 100% d’éthanol et placez à nouveau les lames dans de l’éthanol à 100% pendant 2 min. Ensuite, couvrez les diapositives avec un support de montage.
    5. Analyse: Scannez les lames et analysez le volume de l’infarctus indirect par la méthode swanson16 pour corriger l’œdème: Aire ischémique = (région ischémique)-((hémisphère ipsilatéral) - (hémisphère controlatéral)).

9. Coloration tunel (kit de détection d’apoptosein situ)

  1. Sécher les lames, post-fixer dans du paraformaldéhyde à 4% dans du PBS (ph 7.4) pendant 10-20 min à RT. Laver dans du PBS, post-fixer dans de l’éthanol prérefroidi : acide acétique 2:1 pendant 5 min à -20 °C.
  2. Laver dans PBS et appliquer un tampon d’équilibrage (10 s à un maximum de 60 min à RT) et appliquer l’enzyme TdT de force de travail (1 h à 37 °C dans une chambre humidifiée)
  3. Appliquer l’enzyme d’arrêt/lavage de la force de travail (10 min à RT), laver dans du PBS et appliquer un conjugué anti-digoxénine à force de travail réchauffé (RT) (30 min à RT dans l’obscurité)
  4. Laver dans PBS, incuber avec DAPI pendant 5 min à RT et monter les glissières avec un support fluoromount.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Le modèle décrit ici est un modèle de course photothrombotique par injection de Rose Bengal et éclairage intact du crâne pendant 20 min, à une longueur d’onde constante de 561 nm et une puissance de sortie de 25 mW à la fibre. Bien que la chirurgie photothrombotique complète dure 30 minutes, l’animal est maintenu sous anesthésie basse et les lésions cérébrales sont modérées. Environ 10 minutes après le transfert dans leurs cages, tous les animaux étaient éveillés, se déplaçaient librement dans la cage et interagissaient ...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Le protocole présenté décrit le modèle expérimental de photothrommose par AVC en éclairant le crâne intact avec un laser de 561 nm, avec une injection intrapéritonéale précédente de Rose Bengal. Jusqu’à récemment, l’utilisation de ce modèle était faible mais ne cesse d’augmenter.

La mortalité pendant l’induction de l’AVC dans ce modèle est absente. La mortalité globale de moins de 5% survient pendant l’opération en raison de complications anesthésiologiques ou de sacrifices après avoir répondu...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont pas d’intérêts concurrents à divulguer.

Remerciements

Nous remercions tous nos partenaires de collaboration des consortiums Immunostroke (FOR 2879, From immune cells to stroke recovery) pour leurs suggestions et discussions. Ce travail a été financé par la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Fondation allemande pour la recherche) dans le cadre de la stratégie d’excellence de l’Allemagne dans le cadre du Cluster de Munich pour la neurologie des systèmes (EXC 2145 SyNergy - ID 390857198) et dans le cadre des subventions LI-2534/6-1, LI-2534/7-1 et LL-112/1-1.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Laser à longueur d’onde 561 nmSolnaCobolt HS-03
Acide acétiqueSigma Life Science695092
Système d’anesthésie pour isofluraneDräger
ApopTag Peroxydase Kit de détection d’apoptose in situMilliporeS7100
Bepanthen pommadeBayer1578681
souris C57Bl/6JCharles River000664
CollimètreThorlabsF240APC-A
CotonsNOBA Verbondmitel Danz974116
Cresyl violetSigma Life ScienceC5042-10G
CryostatThermo Scientific CryoStarNX70
Ethanol 70 %CLN Chemikalien Laborbedorf521005
Éthanol 96 %CLN Chemikalien Laborbedorf522078
Éthanol 99 %CLN Chemikalien LaborbedorfETO-5000-99-1
Papier filtreMacherey-Nagel432018
Ciseaux finsFST15000-00
PinceFST11616-15
Couverture chauffanteFHC DC Régulateur de température  ; 40-90-8D
IsofluraneAbbotB506
IsopentaneFluka59070
KétamineInresa Arzneimittel GmbH
Laser SpecklePerimedPeriCam PSI HR
Mayor CiseauxFST1410-15
Phosphate Tamponné Saline PH : 7.4Apotheke Innestadt Uni MünchenP32799
Lunettes de protectionLaser 2000NIR-ZS2-38
Rose BengalSigma Aldrich198250-5G
Roti-Histokit support de montageRoth6638.1
Solution salineBraun131321
StereomikroskopZeissStemi DV4
Cadre stéréotaxiqueStoelting51500U
Superfrost Plus LamesThermo ScientificJ1800AMNZ
XylacineAlbrecht

Références

  1. GBD 2016 Causes of Death Collaborators. Global, regional, and national age-sex specific mortality for 264 causes of death, 1980-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. Lancet. 390 (10100), 1151-1210 (2017).
  2. Carmichael, S. T. Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose. NeuroRx: The Journal of the American Society for Experimental Neuro Therapeutics. 2 (3), 396-409 (2005).
  3. Rosenblum, W. I., El-Sabban, F. Platelet aggregation in the cerebral microcirculation: effect of aspirin and other agents. Circulation Research. 40 (3), 320-328 (1977).
  4. Watson, B. D., Dietrich, W. D., Busto, R., Wachtel, M. S., Ginsberg, M. D. Induction of reproducible brain infarction by photochemically initiated thrombosis. Annals of Neurology. 17 (5), 497-504 (1985).
  5. Bergeron, M. Inducing photochemical cortical lesions in rat brain. Current Protocols in Neuroscience. , Chapter 9 Unit 9.16 (2003).
  6. Lee, J. K., et al. Photochemically induced cerebral ischemia in a mouse model. Surgical Neurology. 67 (6), 620-625 (2007).
  7. Dietrich, W. D., Watson, B. D., Busto, R., Ginsberg, M. D., Bethea, J. R. Photochemically induced cerebral infarction. I. Early microvascular alterations. Acta Neuropathologica. 72 (4), 315-325 (1987).
  8. Labat-gest, V., Tomasi, S. Photothrombotic ischemia: a minimally invasive and reproducible photochemical cortical lesion model for mouse stroke studies. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (76), e50370(2013).
  9. McNutt, M. Journals unite for reproducibility. Science. 346 (6210), 679(2014).
  10. Llovera, G., et al. Results of a preclinical randomized controlled multicenter trial (pRCT): Anti-CD49d treatment for acute brain ischemia. Science Translational Medicine. 7 (299), (2015).
  11. Dirnagl, U., et al. A concerted appeal for international cooperation in preclinical stroke research. Stroke. 44 (6), 1754-1760 (2013).
  12. Bath, P. M., Macleod, M. R., Green, A. R. Emulating multicentre clinical stroke trials: a new paradigm for studying novel interventions in experimental models of stroke. International Journal of Stroke: Official Journal of the INternational Stroke Society. 4 (6), 471-479 (2009).
  13. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 1 (2), 94-99 (2010).
  14. Llovera, G., Liesz, A. The next step in translational research: lessons learned from the first preclinical randomized controlled trial. Journal of Neurochemistry. 139, Suppl 2 271-279 (2016).
  15. Gnyawali, S. C., et al. Retooling laser speckle contrast analysis algorithm to enhance non-invasive high resolution laser speckle functional imaging of cutaneous microcirculation. Scientific Reports. 7, 41048(2017).
  16. Swanson, G. M., Satariano, E. R., Satariano, W. A., Threatt, B. A. Racial differences in the early detection of breast cancer in metropolitan Detroit, 1978 to 1987. Cancer. 66 (6), 1297-1301 (1990).
  17. Clark, W. M., Lessov, N. S., Dixon, M. P., Eckenstein, F. Monofilament intraluminal middle cerebral artery occlusion in the mouse. Neurological Research. 19 (6), 641-648 (1997).
  18. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  19. Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (47), e2423(2011).
  20. Tamura, A., Graham, D. I., McCulloch, J., Teasdale, G. M. Focal cerebral ischaemia in the rat: 1. Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 1 (1), 53-60 (1981).
  21. Chen, S. T., Hsu, C. Y., Hogan, E. L., Maricq, H., Balentine, J. D. A model of focal ischemic stroke in the rat: reproducible extensive cortical infarction. Stroke. 17 (4), 738-743 (1986).
  22. Tureyen, K., Vemuganti, R., Sailor, K. A., Dempsey, R. J. Infarct volume quantification in mouse focal cerebral ischemia: a comparison of triphenyltetrazolium chloride and cresyl violet staining techniques. Journal of Neuroscience Methods. 139 (2), 203-207 (2004).
  23. Llovera, G., Roth, S., Plesnila, N., Veltkamp, R., Liesz, A. Modeling stroke in mice: permanent coagulation of the distal middle cerebral artery. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (89), e511729(2014).
  24. Cramer, J. V., et al. In vivo widefield calcium imaging of the mouse cortex for analysis of network connectivity in health and brain disease. Neuroimage. 199, 570-584 (2019).
  25. Heindl, S., et al. Automated morphological analysis of microglia after stroke. Frontiers in Cellular Neuroscience. 12, 106(2018).
  26. Nih, L. R., Gojgini, S., Carmichael, S. T., Segura, T. Dual-function injectable angiogenic biomaterial for the repair of brain tissue following stroke. Nature Materials. 17 (7), 642-651 (2018).
  27. Rust, R., et al. Nogo-A targeted therapy promotes vascular repair and functional recovery following stroke. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (28), 14270-14279 (2019).
  28. Kitano, H., Kirsch, J. R., Hurn, P. D., Murphy, S. J. Inhalational anesthetics as neuroprotectants or chemical preconditioning agents in ischemic brain. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism: Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 27 (6), 1108-1128 (2007).
  29. Farr, T. D., Whishaw, I. Q. Quantitative and qualitative impairments in skilled reaching in the mouse (Mus musculus) after a focal motor cortex stroke. Stroke. 33 (7), 1869-1875 (2002).
  30. Kassem-Moussa, H., Graffagnino, C. Nonocclusion and spontaneous recanalization rates in acute ischemic stroke: a review of cerebral angiography studies. Archives of Neurology. 59 (12), 1870-1873 (2002).
  31. Sigler, A., Goroshkov, A., Murphy, T. H. Hardware and methodology for targeting single brain arterioles for photothrombotic stroke on an upright microscope. Journal of Neuroscience Methods. 170 (1), 35-44 (2008).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Explorer plus d’articles

Modèle d'accident vasculaire cérébral par photothromboseLésion corticale focaleModèle d'AVC chez la sourisInjection de Rose BengalIllumination laserPlasticité corticaleAnalyse du volume de l'infarctusDéficit sensorimoteurImagerie in vivoAnalyse histologique
Modélisation de l’AVC chez la souris: lésions corticales focales par photothrombose
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.