Ce manuscrit décrit la technique chirurgicale et l’approche expérimentale pour développer une surcharge sévère de pression ventriculaire droite afin de modéliser leurs phénotypes adaptatifs et inadaptés.
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Article de méthode
Un grand modèle animal pour l’hypertension pulmonaire et l’insuffisance ventriculaire droite: ligature de l’artère pulmonaire gauche et bandage progressif de l’artère pulmonaire principale chez le mouton
Dans cet article
Résumé
Résumé
L’insuffisance ventriculaire droite décompensée (FVR) dans l’hypertension pulmonaire (HTP) est fatale, avec des options de traitement médical limitées. Le développement et la mise à l’essai de nouveaux traitements pour l’HTP nécessitent un modèle de gros animaux cliniquement pertinent d’augmentation de la résistance vasculaire pulmonaire et de la FVR. Ce manuscrit traite du dernier développement du modèle ovine PH-RVF précédemment publié qui utilise la ligature de l’artère pulmonaire gauche (PA) et l’occlusion principale de l’AP. Ce modèle de PH-RVF est une plate-forme polyvalente pour contrôler non seulement la gravité de la maladie, mais aussi la réponse phénotypique du RV.
Les moutons adultes (60-80 kg) ont subi une ligature PA gauche (LPA), la mise en place du brassard PA principal et l’insertion d’un moniteur de pression RV. Le brassard PA et le moniteur de pression RV étaient connectés à des orifices sous-cutanés. Les sujets ont subi un bandage progressif de l’AP deux fois par semaine pendant 9 semaines avec des mesures séquentielles de la pression du VR, de la pression du brassard PA et du gaz sanguin veineux mixte (SvO2). Au début et au point final de ce modèle, la fonction et les dimensions ventriculaires ont été évaluées à l’aide de l’échocardiographie. Dans un groupe représentatif de 12 sujets animaux, la pression moyenne et systolique du RV est passée de 28 ± 5 et 57 ± 7 mmHg à la semaine 1, respectivement, à 44 ± 7 et 93 ± 18 mmHg (écart type moyen ±) à la semaine 9. L’échocardiographie a démontré des résultats caractéristiques de la FHR-RV, notamment la dilatation du VR, l’augmentation de l’épaisseur de la paroi et l’inclinaison septale. La tendance longitudinale de la pression du brassard SvO2 et PA démontre que le taux de bandes PA peut être titré pour obtenir des phénotypes RV variables. Une stratégie de bande pa plus rapide a conduit à une baisse précipitée de SvO2 < 65%, indiquant une décompensation du VR, tandis qu’une stratégie plus lente et plus rythmée a conduit au maintien de SvO2 physiologique à 70% -80%. Un animal qui a expérimenté la stratégie accélérée a développé plusieurs litres d’épanchement pleural et d’ascite à la semaine 9. Ce modèle de PH-RVF chronique fournit un outil précieux pour étudier les mécanismes moléculaires, développer des biomarqueurs diagnostiques et permettre l’innovation thérapeutique pour gérer l’adaptation et la mauvaise adaptation du VR à partir de l’HTP.
Introduction
L’insuffisance ventriculaire droite (RV) décompensée est la cause prédominante de morbidité et de mortalité chez les patients atteints d’hypertension pulmonaire (HTP). L’échec du VR est responsable de plus de 50 % des hospitalisations chez les patients atteints d’HTP et est une cause fréquente de décès dans cette population de patients1,2. Bien que les traitements médicaux actuels de l’HTP puissent fournir des mesures de temporisation, ils n’inversent pas la progression de la maladie. En tant que tel, le seul traitement à long terme est la transplantation pulmonaire. Pour explorer et tester de nouveaux traitements et interventions médicaux pour l’HTP et la FVR, un modèle animal cliniquement pertinent est nécessaire pour récapituler la physiopathologie complexe de la maladie. En particulier, il existe un grand besoin clinique de développer des thérapies ciblées sur le VR pour les patients atteints d’HTP afin d’améliorer la fonction du VR. À ce jour, la plupart des études animales publiées sur le dysfonctionnement de l’HTP et du VR se sont appuyées sur de petits mammifères tels que les souris et les rats3. D’autre part, il n’y a eu qu’une poignée de grands modèles animaux pour étudier la maladie et la physiopathologie du VR à partir d’une charge résiduelle anormale4,5,6,7. De plus, aucun des grands modèles animaux publiés précédemment n’inclut de descriptions de procédures expérimentales pour le titrage contrôlé de la gravité de la maladie qui conduit différemment à des phénotypes d’échec de VR compensés par rapport à décompensés. Un modèle animal d’HTP qui peut être titré pour induire une insuffisance aiguë et chronique du VR avec divers degrés de compensation est nécessaire pour étudier les mécanismes de la maladie et pour développer, tester et traduire de nouveaux diagnostics et traitements pour l’HTP et la FVR dans la pratique clinique. Un tel modèle chez un grand animal est particulièrement précieux pour le développement de dispositifs de soutien circulatoire mécanique8.
Ici, un modèle de PH-RVF chronique et de grande taille chez l’animal utilisant la ligature de l’artère pulmonaire gauche (PA) et le bandage progressif de l’AP principale chez les moutons adultes est présenté9,10. La ligature de l’AP gauche (LPA) augmente la résistance vasculaire pulmonaire et diminue la capacité de la PA11,12. L’approche progressive de la bande PA permet un titrage précis de la gravité de la maladie et une adaptation au RV. Cette plate-forme peut également être facilement utilisée pour l’étude longitudinale de la progression de la maladie vers la décompensation du VR. Les procédures et les processus requis pour exécuter ce modèle sont présentés comme une ressource pour les chercheurs intéressés par une plate-forme animale de grande taille pour développer de nouveaux traitements pour l’HTP et la FVR.
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Protocole
Le comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux du centre médical de l’Université Vanderbilt a approuvé le protocole. Les procédures décrites ont été menées conformément au Guide for the Care and Use of Laboratory Animals du Conseil national de recherches des États-Unis, 8e édition. La vue d’ensemble et la chronologie de la procédure expérimentale sont fournies à la figure 1. Le tableau supplémentaire 1 décrit le sexe, le poids, la race, la source du mouton et d’autres renseignements pertinents qui peuvent être utiles à des fins de reproductibilité.
1. Un jour avant la chirurgie, préparation de l’animal
- Retenir la nourriture pendant 24 à 40 h avant l’intervention chirurgicale pour décompresser le rumen de l’animal.
- Appliquer un timbre de fentanyl de 50 μg/h sur une zone tondue sur le dos du mouton 12 h avant la procédure. Nettoyez la zone avec de la chlorhexidine pour éliminer les résidus d’huile de lanoline avant l’application du patch. Couvrez et protégez le patch avec un pansement tubulaire élastique.
2. Jour de la chirurgie, étapes préopératoires dans la salle de préparation
- Administrer la tilétamine/zolazépam par voie intramusculaire (2,2-5 mg/kg) et administrer 1% à 3% d’isoflurane mélangé à 80% à 100% d’oxygène via un masque facial pour induire une anesthésie.
- Placez le mouton couché sur la table de préparation et fixez ses pattes.
- Intuber avec un tube endotrachéal de 10 mm et démarrer la ventilation mécanique en mode de contrôle du volume (volume courant, TV = 10 mL/kg, fréquence respiratoire, RR = 15 respirations par minute).
- Rasez le champ chirurgical du cou du mouton à son abdomen supérieur, comme détaillé ci-dessous.
- Raser le cou antérieur du mouton pour exposer la peau recouvrant les veines jugulaires pour le cathétérisme veineux central (voir étape 3.7).
- Raser le thorax antérolatéral bilatéralement en préparation de la thoracotomie (voir étape 4.1).
- Raser le côté gauche du torse de la poitrine vers l’arrière (c.-à-d. aussi dorsalement que la table le permettra avec le sujet en position couchée), et de la poitrine au flanc arrière caudalement, en préparation de l’implantation de ports sous-cutanés (voir étapes 4.12-4.15).
- Insérez un angiocathéter de 20 G dans l’artère auriculaire pour la surveillance de la pression artérielle et le prélèvement de gaz sanguins.
- Placez un tube en silicone d’un diamètre intérieur de 3/8 « -1/2 » pour la décompression du rumen. La sonde orogastrique restera dans le rumen tout au long de la procédure.
- Transportez l’animal de la salle de préparation préopératoire à la salle de chirurgie.
3. Jour de chirurgie, étapes préopératoires dans la salle d’opération
- Reconnectez le mouton au ventilateur du bloc opératoire et poursuivez la ventilation au même réglage à l’étape 2.3 (isoflurane 1%-3%, TV = 10 mL / kg, RR = 15 respirations par minute)
- Connectez les capteurs d’oxymétrie de pouls (SpO2), de pression artérielle, de température, de capnographe de fin de marée et d’électrocardiogramme (ECG) au moniteur anesthésique.
- Connectez les capteurs des signes vitaux à l’animal.
- Placez l’oxymètre de pouls sur la langue de l’animal.
- Placez la sonde de température dans le rectum.
- Connectez les sondes d’électrocardiogramme à 3 dérivations : Placez le plomb rouge sur la jambe arrière gauche, le plomb blanc sur la jambe avant droite et le plomb noir sur la jambe antérieure gauche.
- Connectez l’extrémité luer mâle du robinet d’arrêt à trois voies à l’angiocathéter de l’artère auriculaire et connectez l’extrémité femelle opposée au transducteur de pression pour la surveillance de la ligne artérielle à l’aide d’un tube de pression de taille appropriée.
- Alignez le transducteur sur le niveau de la table d’opération.
- Ouvrez le robinet d’arrêt à trois voies sur le transducteur.
- Faites défiler le bouton principal du moniteur vitals pour mettre en surbrillance le canal de pression artérielle, puis appuyez sur le bouton pour sélectionner le canal.
- Sélectionnez ZERO IBP pour mettre à zéro le transducteur.
- Connectez la connexion luer mâle de la ligne de moniteur de capnographie à la connexion luer femelle sur le tube du ventilateur pour surveiller le CO2 en fin de marée.
- Configurez les pompes IV pour l’administration continue de fluide et le support inotrope ou vasopresseur.
- Perforez le septum sur le sac salin avec l’ensemble d’administration IV. Assurez-vous que le tube IV est serré avant de perforer le sac pour éviter tout déversement.
- Alignez et ajustez le tuyau du jeu d’administration IV dans la pompe à rouleaux IV et vérifiez si la direction spécifiée sur la pompe correspond à la direction d’administration du fluide.
REMARQUE: Assurez-vous que l’ensemble d’administration IV est compatible avec la pompe IV. - Allumez la pompe et spécifiez PRIME pour retirer tout l’air de la ligne.
- Positionnez le mouton pour la procédure opératoire.
- De la position couchée, faites pivoter le mouton vers une position de décubitus latéral droit partiel.
- Fixez le pied avant droit vers le bas et fixez le pied avant gauche tout en le rétractant céphalée et latéralement avec une corde ou des sangles atraumatiques.
- Effectuer une échocardiographie transthoracique pour l’évaluation de base de l’anatomie et de la fonction ventriculaires. L’échographie est également utile pour déterminer l’espace intercostal optimal qui facilite l’accès chirurgical à la fois à l’artère pulmonaire principale et à l’artère pulmonaire gauche.
- Nettoyez le champ chirurgical exempt de saleté et d’autres contaminants à l’aide de savon ou d’une brosse à récurer. Préparez le cou et la poitrine avec une solution de chlorhexidine ou de bétadine et drapez le champ chirurgical de manière stérile.
- À l’aide d’un guidage échographique ou de repères anatomiques, accédez à la veine jugulaire interne gauche ou droite à l’aide d’une aiguille de recherche ou d’un angiocath. En utilisant la technique de Seldinger, insérez un cathéter veineux central à triple lumière de 7 Français dans la veine jugulaire interne pour l’accès intraveineux et la surveillance de la pression veineuse centrale.
- Utilisez l’orifice proximal pour la surveillance de la pression et le port distal pour l’administration de liquides et de médicaments.
- Administrer 20 mg/kg de céfazoline et 5 mg/kg d’enrofloxacine par voie intraveineuse. Répétez le dosage de la céfazoline toutes les 2-4 heures pendant la procédure.
- Administrer un bolus de 500 ml de solution saline normale pour augmenter la précharge avant la chirurgie. Commencer un débit de liquide intraveineux d’entretien de 15 mL/kg/h.
4. Procédure opératoire
- Effectuer une mini-thoracotomie épargnant les muscles (longueur < 8 cm) au quatrième espace intercostal gauche pour obtenir une exposition médiastinale. Choisissez la mini-thoracotomie pour accélérer la récupération postopératoire.
- Après avoir divisé la peau, divisez le muscle sous-jacent (pectoral majeur) longitudinalement le long de ses fibres, qui sont légèrement obliques vers l’espace intercostal. Placez un rétracteur auto-retenant pour étaler la couche musculaire et exposer la paroi thoracique.
- Divisez le serratus antérieur et le muscle intercostal sous-jacent dans l’espace intercostal sélectionné, en prenant soin de rester immédiatement céphalée à la côte.
- Entrez dans l’espace pleural, puis continuez à libérer complètement les muscles intercostaux postérieurement vers la colonne vertébrale et antéromédialement vers le sternum pour éviter une fracture ou une luxation accidentelle des côtes au niveau du sternum. Évitez les blessures aux vaisseaux mammaires par voie médiane.
- Placez les rétracteurs auto-retenants pour ouvrir l’espace des côtes et les tissus mous sus-jacents. Utilisez un rétracteur Finochietto petit ou moyen pour séparer les côtes et un rétracteur Tuffier (lame de rétracteur de 5 cm) pour vous asseoir perpendiculairement au Finochietto dans l’espace intercostal, ce qui rétracte les tissus mous dans l’espace intercostal pour améliorer l’exposition.
- Inciser le péricarde antérieur au nerf phrénique sans le blesser et créer un puits péricardique avec 2-0 sutures de soie pour exposer l’AP principal et le RV. Identifiez l’appendice auriculaire gauche dans l’exposition comme un point de repère pour le niveau de la bifurcation PA.
- Évaluer l’exposition et s’assurer que l’espace intercostal approprié a été pénétré. Idéalement, l’AP proximale et l’appendice auriculaire gauche sont facilement visibles directement sous l’incision, ce qui suggère que l’espace intercostal optimal a été sélectionné pour fournir une exposition à la fois à l’AP principale et à la LPA.
- Si l’exposition est jugée insuffisante pour atteindre en toute sécurité à la fois l’AP principal et le LPA, n’hésitez pas à ouvrir un espace intercostal supplémentaire pour accomplir toutes les étapes nécessaires de l’opération; cependant, cela ne sera pas nécessaire avec une sélection d’incision appropriée.
- Disséquez autour de l’AP principale et isolez-la avec un ruban ombilical. Assurer une dissection postérieure adéquate pour l’éventuel placement de l’occluseur et une sonde d’écoulement PA aussi distale que possible sur l’AP principale.
- Placez une sonde d’écoulement stérile dans un bol d’eau ou de solution saline sur le champ stérile pour calibrer le logiciel d’acquisition de données. Remettez la prise électrique à l’autre extrémité à une personne désignée non stérile pour connecter la sonde au compteur.
- Reportez-vous aux documents supplémentaires pour plus de détails sur la connexion et l’étalonnage de la sonde et du débitmètre PA.
- Appliquez une quantité généreuse de gel à ultrasons stérile dans la rainure de la sonde d’écoulement PA.
- Insérez la doublure en silicone dans la rainure de la sonde d’écoulement PA et appliquez une couche supplémentaire de gel à ultrasons sur la doublure.
- Placez la sonde de débit PA sur le PA et acquérez des lectures de débit PA sur le débitmètre et l’interface d’acquisition de données.
- La mise en place de la sonde de débit PA peut provoquer une occlusion partielle de l’AP qui peut diminuer la précharge ventriculaire gauche et la pression artérielle moyenne. Portez une attention particulière à l’hémodynamique lors de l’acquisition du flux PA.
- Vérifiez sur l’écran du débitmètre pour vous assurer que l’intensité du signal de débit PA est de 5 bars. Si le compteur affiche moins de 5 bars, assurez-vous d’un contact adéquat entre la sonde de débit et le son principal. Appliquez un gel à ultrasons supplémentaire si nécessaire.
- Placez une sonde d’écoulement stérile dans un bol d’eau ou de solution saline sur le champ stérile pour calibrer le logiciel d’acquisition de données. Remettez la prise électrique à l’autre extrémité à une personne désignée non stérile pour connecter la sonde au compteur.
- Compléter la dissection intra-péricardique du LPA et l’entourer d’un ruban ombilical.
- Utilisez un petit bâton d’éponge ou un mince rétracteur malléable pour la rétraction caudale de l’appendice auriculaire gauche.
REMARQUE: L’exposition à la LPA est facilitée par la rétraction caudale de l’appendice auriculaire gauche, la rétraction céphalée de l’AP principale et la rétraction latérale du péricarde juste avant l’endroit où la LPA sort du péricarde.
- Utilisez un petit bâton d’éponge ou un mince rétracteur malléable pour la rétraction caudale de l’appendice auriculaire gauche.
- Placez un occluseur vasculaire en silicone robuste autour du PA principal (Figure 2A, B, cercle). La taille de l’occluseur peut être ajustée en fonction du diamètre du PA; assurez-vous que l’ajustement est bien ajusté. Utilisez une suture de soie 0 sur une aiguille Keith pour fixer les extrémités de l’occluseur vasculaire avec un point en U. Une fois fixé autour de l’AP principal, faites glisser l’occluseur distalement le long de l’AP principal.
- Entourer l’AP principale proximale d’un drain Penrose de 1/2 » pour faciliter la dissection et réserver de l’espace pour placer une sonde de débit lors d’une chirurgie de réopération ultérieure. Coupez le drain Penrose pour qu’il s’adapte lâchement autour du PA et fixez le Penrose à lui-même avec une suture Prolene 4-0 (Figure 2B).
- Établissez une conduite de pression pour VR pour surveiller les pressions rv (Figure 2B, flèche blanche).
- Sélectionnez un emplacement pour la conduite de pression du VR dans le mur sans voie de sortie du VR. Placez une suture de cordon de bourse en polypropylène monofilament 5-0 avec des gages entourant l’emplacement sélectionné et installez un piège vasculaire. Faites les promesses de dons à partir d’un gant chirurgical stérile.
- Préparez la conduite de pression RV: coupez l’extrémité mâle du tube de pression stérile de 36 '' à un angle de 30 ° pour faciliter l’insertion à travers le myocarde. Utilisez une cravate en soie 2-0 pour marquer la conduite de pression à une profondeur optimale pour le placement dans le VR.
- À l’aide d’un scalpel à 11 lames, faites une petite cardiotomie dans le mur sans RVOT dans la suture de cordon de la bourse précédemment placée. Contrôlez les saignements par pression manuelle ou en resserrant le piège sur la suture du cordon de la bourse.
REMARQUE: Obtenez une biopsie de base de la paroi libre du VR à cette étape en prélevant du tissu du VR dans la suture du cordon de la bourse. Ce site de biopsie peut alors servir de point d’entrée pour la conduite de pression du VR. - Insérez et fixez l’extrémité coupée du tube de pression dans le conduit d’écoulement du VR (RVOT). Attachez le cordon de la bourse, puis fixez la cordon de la bourse au tube de pression pour fixer la conduite de pression.
- Étendez le tube RVOT en connectant un tube de pression supplémentaire à la conduite de pression RVOT.
- Remettez le tube de pression supplémentaire à une personne désignée non stérile pour le connecter à un transducteur de pression et surveiller la mesure de la pression de base du VR. Configurez le transducteur de pression comme suit.
- Connectez l’extrémité de luer mâle de l’ensemble d’administration IV à l’extrémité luer femelle du transducteur.
- Connectez l’extrémité femelle du tube de pression à l’extrémité luer mâle du transducteur.
- Piquez l’administration IV dans un sac salin héparinisé (2 UI / mL).
- Insérez le sac salin dans un sac à pression et pompez le sac sous pression à 250-300 mmHg comme indiqué sur la jauge.
- Amorcer complètement la ligne en libérant la vanne sur le transducteur, assurant ainsi un désaération approprié.
- Suivez les méthodes supplémentaires pour l’étalonnage du transducteur.
- Après avoir soigneusement disséqué autour du LPA, encerclez-le avec un ruban ombilical. Ligaturez le LPA en attachant le ruban ombilical. Notez la réponse hémodynamique de l’animal à la ligature si elle est pertinente pour l’étude. Augmenter la ventilation minute pour compenser l’augmentation de la ventilation des espaces morts créée lors de la ligature LPA. Ces ajustements du ventilateur atténuent l’acidose respiratoire.
- Injectez lentement jusqu’à 3 mL de solution saline dans l’occluseur PA principal pour s’assurer qu’il n’y a pas de fuite tout en surveillant la pression RVOT de la conduite de pression RVOT. Une fois la réponse du VR confirmée, retirez la solution saline instillée.
- Sortez la conduite de pression RVOT et le tube d’occluseur PA de la poitrine un espace intercostal sous l’incision de thoracotomie.
- Formez deux poches sous-dermiques le long de la couche fasciale sur le dos gauche du mouton aussi loin postérieurement vers la colonne vertébrale que possible dans le champ stérile. Ceux-ci servent de sites pour les ports à demeure (Figure 2C).
- À l’aide d’un extracteur de tube thoracique, tunneliser la conduite de pression RVOT et le tube d’occlusion de l’incision thoracique vers les sites d’orifice dorsal gauche.
- Fixez à la fois le tube d’occlusion et la conduite de pression rv aux connexions de barbe du port. Ancrez l’occluseur et le tube de pression autour des connecteurs de port avec des attaches supplémentaires. Utilisez le raccord de connecteur barbelé fourni pour protéger la connexion (Figure 1C). Placez les orifices dans les poches sous-dermiques préformées.
- Ancrez les orifices à trois endroits autour de son bord au fascia sous-jacent avec 3-0 sutures en polypropylène pour empêcher la migration du port. Réapproximer le tissu sous-cutané, le derme et la peau en couches avec des sutures de polyglactine 910. Reconfirmer les lectures de pression grâce à l’accès percutané des ports. Rincer l’orifice RVOT avec 5 mL (1000 UI/mL, 5000 unités) d’héparine sodique.
- Placez un tube thoracique de 16 Français dans la cavité pleurale gauche à travers une incision séparée, fixez-le à la peau, puis connectez-le à une unité de drainage du tube thoracique fermé à une pression de -20 cm · H2O. Placez un point en U non lié autour du tube pour faciliter la fermeture après le retrait du tube thoracique.
- Administrer un bloc nerveux intercostal (0,5-1 mg / kg de bupivacaïne) pour l’analgésie postopératoire.
- Fermez la thoracotomie avec des sutures en polyglactine 910 en figure de huit, #2. Fermez la couche musculaire pectorale avec la polyglactine 910 #0. Fermez le tissu sous-cutané en couches de sutures de polyglactine 910 #2-0 et agrafez la peau.
- Repositionnez l’animal sur la position couchée dorsale, retirez la sonde orogastrique, puis arrêtez l’isoflurane.
- Poursuivre la ventilation mécanique et les soins de soutien jusqu’à ce que le pH du sang artériel > 7,35 et que le pCO2 < 55 mmHg.
- Extuber une fois que l’animal respire spontanément, lève la tête et mâche le tube endotrachéal. Retirez le tube thoracique avant la récupération complète de l’anesthésie. Attachez le point en U pour fermer l’incision du tube thoracique.
- Transférez l’animal dans sa cage tout en surveillant sa récupération de l’anesthésie. S’assurer que l’oxygène supplémentaire (3-5 L/min par masque facial) est disponible en tout temps pendant que le mouton reste immobile. Surveillez les signes vitaux toutes les heures pendant les 4 premières heures, toutes les 8 heures pendant les 24 heures suivantes et une fois par jour par la suite.
5. Récupération postopératoire
- Surveiller quotidiennement les sites d’implantation de la thoracotomie et du port pour détecter tout signe d’infection. Administrer un antibiotique à action prolongée (ceftiofur, 5 mg / kg par voie intramusculaire) dans les 24 heures suivant la procédure et tous les 3-4 jours après cela pendant 1 semaine.
- Continuer le patch de fentanyl postopératoire pendant un total de 72 h. Après cela, fournir une analgésie supplémentaire (par exemple, méloxicam, 1 mg / kg une fois par jour par voie intramusculaire) si l’animal continue de montrer des signes de douleur (c.-à-d. grincement des dents, fréquence cardiaque élevée).
- Retirez les sutures externes et les agrafes de la peau 10 à 14 jours après la chirurgie ou selon les recommandations du personnel vétérinaire.
- Assurer la protection du site portuaire contre le frottement ou le grattage des sites portuaires contre les structures environnantes à l’aide d’un pansement tubulaire (figure 2D).
6. Baguage chronique de l’AP (9 à 10 semaines)
- Transférez les moutons dans un petit enclos. Cisaillez l’excès de laine autour des orifices implantés.
- Nettoyez les zones rasées avec de l’alcool isopropylique à 70%. Appliquer un spray topique de lidocaïne pour l’anesthésie locale.
- Préparez deux transducteurs de pression pour surveiller les pressions des vr et des brassards d’occlusion (figure 3A).
- Pour les deux transducteurs : Connectez l’extrémité femelle du tube de pression (36 po ou plus) à l’extrémité mâle du transducteur. Connectez l’extrémité mâle du tube de pression à l’une des connexions luer femelles sur un robinet d’arrêt à trois voies. Enfin, connectez une aiguille Huber de 22 G à l’extrémité mâle de ce robinet d’arrêt à trois voies.
- Pour le transducteur de pression RV : Accrochez un sac salin héparinisé (2 UI/mL), perforez le sac avec l’ensemble d’administration IV et connectez la connexion mâle luer de l’ensemble d’administration IV à la connexion femelle luer du transducteur de pression RV. Ensuite, pressurisez le sac salin (par exemple, sac sous pression).
- Pour le transducteur d’occlusion : Amorcez complètement le transducteur et le tube de pression. Placez un capuchon de luer mâle sur l’extrémité femelle du transducteur de pression pour empêcher le liquide du brassard de s’écouler vers le transducteur.
- Connectez les deux transducteurs au matériel d’acquisition de données à l’aide d’un câble ou d’un adaptateur approprié.
- Calibrer les transducteurs comme spécifié dans le fichier supplémentaire 1.
- Cliquez sur Démarrer en haut à droite de la fenêtre du logiciel pour commencer à enregistrer le logiciel d’acquisition de données afin de capturer les formes d’onde de pression du brassard RV et PA à 400 Hz.
- Demandez à un assistant de surveiller légèrement l’animal avant l’accès au port. Insérez l’aiguille Huber du transducteur de pression RV vers l’orifice RV. Fixez une seringue de 10 mL au robinet d’arrêt à trois voies et essayez de réinjecter du sang dans la seringue à partir de l’orifice RV (Figure 3B).
- S’il est difficile de retirer la seringue, injectez d’abord 5 à 10 ml de solution saline dans le port RV pour déloger la source d’occlusion.
- Si le colmatage persiste, instillez 2 mg d’activateur tissulaire du plasminogène (tPA) dans le port en tant qu’agent fibrinolytique et laissez-le toute la nuit. Vérifiez le lendemain pour aspirer le tPA.
- Une fois la conduite de pression du VR établie, connectez l’aiguille Huber du transducteur de brassard PA.
- Saisir les valeurs de départ des pressions des brassards RV et PA (Figure 3C). Notez tout changement radical par rapport aux lectures précédentes.
- Si le brassard PA et/ou la pression du VR ont considérablement baissé par rapport à la lecture précédente, cela peut être un signe que le brassard PA fuit.
- Observez un autre signe évident de fuite du brassard PA en étudiant la forme d’onde du brassard PA. Si la pression moyenne du brassard PA baisse à un rythme perceptible, il y a de fortes chances que le brassard fuie.
REMARQUE: Vérifiez à nouveau que toutes les connexions de luer sur le transducteur de pression, le tube et le robinet d’arrêt sont serrées. La teneur en fluide hautement pressurisée du brassard PA peut refluer et s’échapper des connexions lâches.- Si le brassard PA fuit, déterminez l’étendue de la fuite. Si le taux de fuite est lent, une stratégie de baguage plus fréquente peut surmonter la fuite pour rendre le modèle de la maladie toujours efficace.
- Injectez lentement une solution saline hypertonique à 3% dans l’orifice de l’occluseur tout en faisant attention aux pressions du VR et du brassard.
- Ajuster la quantité d’injection en fonction de la gravité souhaitée de la maladie de pH et du phénotype de VR. Une augmentation hebdomadaire de la pression du brassard de 100 à 150 mmHg est un objectif raisonnable pour développer un phénotype de VR compensateur adaptatif.
- Des augmentations plus rapides de la pression du brassard (>250 mmHg par semaine) produiront probablement un phénotype de VR décompétrant.
- Une fois que le brassard PA est gonflé à la quantité souhaitée, retirez l’aiguille Huber de l’orifice du brassard.
- Procurez-vous un échantillon de sang à partir du port RV.
- Aspirer 10 mL de sang hors de l’orifice du VR de manière stérile et réserver.
- Placez une nouvelle seringue à la place de la seringue d’aspiration et aspirez autant de sang que nécessaire sans dépasser la limite hebdomadaire de prélèvement sanguin de 7,5% du volume sanguin total.
- Reconnectez la seringue d’origine avec du sang aspiré et retournez-la par le port RV.
- Tirez sur le levier de soupape du transducteur de pression pour rincer la solution saline héparinisée du sac salin dans le port RV. Continuez à rincer jusqu’à ce que toute la ligne devienne claire et incolore.
- Rincez le port RV avec 10 mL de solution saline. Ensuite, rincez davantage l’orifice avec 5 mL de 1000 U/mL d’héparine sodique.
- Répétez les étapes 6.1 à 6.12 tous les 1 à 4 jours pendant 9 à 10 semaines.
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Résultats
Un groupe représentatif de 12 moutons est utilisé pour montrer l’efficacité de ce modèle pour développer divers degrés de PH-RVF. Chez ces moutons, la pression moyenne du brassard PA est passée de 32 ± 20 mmHg à la semaine 1 à 1002 ± 429 mmHg à la semaine 9. Cela a entraîné une augmentation de la moyenne rv et des pressions systoliques de 28 ± 5 et 57 ± 7 mmHg à la semaine 1, respectivement, à 44 ± 7 et 93 ± 18 mmHg à la semaine 9. De plus, le profil de pression du brassard PA a été superposé à la saturation veineuse mix...
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Discussion
Le modèle PH-RVF présenté peut induire de manière fiable différents niveaux de gravité de la maladie pour correspondre aux objectifs de l’enquête. Deux approches différentes sont utilisées en combinaison pour induire ce modèle de maladie. Tout d’abord, la ligature LPA sert à augmenter la résistance vasculaire pulmonaire et à diminuer la capacité PA11,12, établissant ainsi le point de départ du modèle chronique à un état de post-charge RV déjà augmenté. Ensuite, l...
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Déclarations de divulgation
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.
Remerciements
Ce travail a été financé par les National Institutes of Health R01HL140231. Nous remercions la Division des soins aux animaux pour son élevage et ses soins vétérinaires. Nous remercions le SR Light Laboratory et son personnel, Jamie Adcock, Susan Fultz, Codi VanRooyen et José Diaz, pour leur soutien technique dévoué aux chirurgies des grands animaux.
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| ; Bouteille d’irrigation au chlorure de sodium à 0,9 % par Baxter Healthcare, 1000 mL | Medline | ; BHL2F7124 | Médicament chirurgical jetable |
| 0,25 % de bupivacaïne | Hospira Inc | 0409-1160-18 | , peropératoire |
| 0,9 % de solution saline normale, 1000 mL | Baxter Healthcare Corp | 0338-0049-04 | Médicament peropératoire |
| 0,9 % de solution saline normale, 500 mL | Baxter Healthcare Corp., | ; 0338-0049-03 | usage intensif de médicaments à PH |
| chronique de 16 mm avec tubulure d’actionnement Technologies d’accès | ; OC-16HD | Applicateur chirurgical jetable | |
| de préparation de la peau de 3 mL | Medline | ; MDF260400 | Surgical Disposable |
| 70 % isopropyl alcohol prep | Medline | MDS090670 | Jetable, PH chronique |
| bandage | Patterson Veterinary | 07-835-7776 | Jetable, PH chronique |
| Pince Adson | V. Mueller | NL1400 | Instrument chirurgical |
| Pince à tissus Allis | V. Mueller | CH1560 | Instrument chirurgical |
| Pince aortique, droite (pince bainbridge) | V. Mueller | SU6001 | Instrument chirurgical |
| Pince à serviette Backhaus | V. Mueller | SU2900 | Sacs pour instruments chirurgicaux |
| , perfusion : Sac de perfusion Novaplus non stérile, 500 mL | Medline | TCV4005H | jetable, Chronic PH |
| Berry Porte-aiguille sternale | V. Mueller | CH2540 | Instrument chirurgical |
| Lames, électrode : Lame d’électrode, 6,5", avec tige de 0,24 cm | VALE15516 | lames chirurgicales jetables | |
| : lame chirurgicale stérile en acier inoxydable, taille #10 | Medline | ; Lames | chirurgicales jetables |
| : Lame chirurgicale stérile en acier inoxydable, taille #11 | Medline | ; Lames | chirurgicales jetables |
| : Lame chirurgicale stérile en acier inoxydable, taille #15 | Medline | ; B-D371215 | Surgical Disposable |
| BNC Mâle vers BNC Mâle Câble | Digi-Key | 415-0198-036 | Équipement |
| Castroviejo porte-aiguille | V. Mueller | CH8589 | Instrument chirurgical |
| Cefazolin | Apotex Corp | 60505-6142-0 | Médicament, peropératoire |
| Ceftiofur Crystalline Free Acid | Zoetis Inc | 54771-5223-1 | Médicament, |
| Drain thoracique postopératoire, avec aspiration sèche, | Medline | DEKA6000LFH | Passeur de |
| tube thoracique | V. Mueller | CH04189 | Instrument chirurgical |
| COnfidence Flowprobes pour la recherche (série PAU) | Équipement Transonic | 24PAU | , Sonde de débit périvasculaire |
| Pince d’occlusion tangentielle | Cooley V. Mueller | CH6572 | Instrument chirurgical |
| Matériel d’acquisition de données | ADInstruments | & nbsp ; PowerLab 16/30 | Équipement |
| DeBakey Pince à aorte | V. Mueller | CH7247 | Instrument chirurgical |
| Pince polyvalente DeBakey | V. Mueller | CH7276 | Instrument chirurgical |
| Pince à tissus Debakey, 12' ' | V. Mueller | CH5906 | Instrument chirurgical |
| Pince à tissu vasculaire Debakey 7 3/4' ' | V. Mueller | CH5902 | Instrument chirurgical |
| Pince à tissu vasculaire Debakey, 9' ' | V. Mueller | CH5904 | Instrument chirurgical |
| Générateur électrochirurgical | Covidien | ; Force FX-C | Equipment |
| Tube endotrachéal, 10mm | Patterson Veterinary | 07-882-9008 | Chirurgie jetable |
| Enrofloxacine | Norbrook Laboratories Limited | 55529-152-05 | Médicament, per-opératoire |
| Fentanyl Patch transdermique | Apotex Corp | 60505-7007-2 | Médicament, |
| préopératoire Ferris smith pince à tissu | V. Mueller | SU2510 | Instrument chirurgical |
| Écarteurs de côtes Finochietto, grand | V. Mueller | CH1220-1 | Instrument chirurgical |
| Écarteurs de côtes Finochietto, moyen | V. Mueller | CH1215-1 | Instrument chirurgical |
| Écarteur de ruban Flexsteel, 1 » x 13 » | V. Mueller | SU3340 | Instrument chirurgical |
| Écarteur de ruban Flexsteel, 2 » x 13 » | V. Mueller | SU3346 | Instrument chirurgical |
| Pince éponge Foerster, courbée | V. Mueller | GL660 | instruments chirurgicaux |
| : Éponges de gaze stériles compatibles avec les rayons X, 16 plis, 4 » x 4" | Medline | ; PRM21430LFH | Pince chirurgicale jetable |
| Gerald-DeBakey | V. Mueller | CH04242 | Instrument chirurgical |
| Glassman Allis | V. Mueller | SU6152 | Instrument chirurgical |
| Halsted pince anti-moustiques | V. Mueller | SU2702 | Instrument chirurgical |
| Harken clamp | V. Mueller | CH6462 | Instrument chirurgical |
| thérapie par la chaleur Pompe | Gaymar/Stryker | ; TP-400 | Équipement |
| Héparine | Fresenius Kabi, | ; 63323-540-31 | Médicaments, PH chronique |
| Hospira Primary IV Sets, 80" | Patterson Veterinary | 07-835-0123 | Sérum physiologique hypertonique chirurgical jetable |
| 3 % | Baxter Healthcare Corp. | , ; 0338-0054-03 | Médicament, |
| Aiguille hypodermique PH chronique avec biseau et paroi régulière, 20 g x 1" | Medline | B-D305175Z | jetable, |
| câble d’interface PH chronique, transducteur Edwards LifeScience vers ADInstruments ; Amplificateur de pont | Fogg System | 0395-2434 | Équipement |
| Pompe à perfusion intraveineuse | Heska | ; Vet/IV 2.2 Équipement de pompe à perfusion | |
| Isoflurane | Patterson Veterinary | 14043-704-06 | Médicament, |
| pince thoracique préopératoire Kantrowitz, 9-1/2" | V. Mueller | CH1722 | Instrument chirurgical |
| Kelly hémostatiques | V. Mueller | 88-0314 | Instrument chirurgical |
| Lidocaïne HCl, 2,46 % | PRN Pharmacal, | ; 49427-434-04 | Médicament pour l’hp chronique |
| Ligaclip Appliers à clips multiples par Ethicon | Medline | ; ETHMCS20 | Boucle chirurgicale jetable |
| vaisseau, mini, rouge, 2/pqt, | ligne médicale | DYNJVL12 | Pince à |
| serviette non perforante jetable chirurgicale Lorna | V. Mueller | SU2937 | Instrument chirurgical |
| Mayo ciseaux de dissection, courbé | V. Mueller | SU1826 | Instrument chirurgical |
| Mayo ciseaux de dissection, droit | V. Mueller | SU1821 | Instrument chirurgical |
| Medipore Dress-It Couvertures de pansement prédécoupées de 3M | Medline | & nbsp ; MMM2955Z | Surgical Disposable |
| Meloxicam | Patterson Veterinary | 14043-909-10 | |
| thoracique Mixter | V. Mueller | CH1730-003 | Instrument chirurgical |
| Hémostats anti-moustiques | V. Mueller | 88-0301 | Instrument chirurgical |
| Consoles de recherche multicanaux Équipement | transsonique | T402/T403 | , débitmètre périvasculaire |
| Multi-lumen Kits de cathétérisme veineux central | Medline | ; ARW45703XP1AH | chirurgical |
| jetable multiparamètre des signes vitaux | Smiths Medical | ; Aiguilles d’équipement SurgiVet Advisor 3 | |
| : Aiguille hypodermique avec biseau régulier, stérile, 18 g x 1,5 po | Medline | . B-D305185Z | Surgical Disposable |
| No. 3 knife handle | V. Mueller | SU1403-001 | Instrument chirurgical |
| No. 7 knife handle | V. Mueller | SU1407 | Instrument chirurgical |
| non ventilé mâle Luer Cap | Qosina | 13614 | Jetable, Chronic PH |
| Octal Bridge | Amplifier ADInstruments | ; FE228 | |
| Équipement Pommade ophtalmique | Akorn Santé animale | 59399-162-35 | Médicament, |
| Tubulure Penrose préopératoire, 6 mm x 46 cm, 11 mm Plat | Medline | ; SWD514604H | Blouse jetable |
| Perma-Hand en soie tressée noire : ; 2-0 SH Taperpoint Needle, Control Release, 30" | Medline | ; ETHD8552 | Suture chirurgicale jetable |
| Perma-Hand, tressée noire, taille 0, 6 x 30" | Medline | ; ETHA306H | Suture chirurgicale jetable |
| Perma-Hand, tressée noire, taille 4-0, 12 x 30" | Medline | ; ETHA303H | chirurgical jetable à base |
| phényléphrine | vers l’ouest | 0641-6142-25 | polyhésives peropératoires |
| ligne médicale | pour adultes | . SWDE7509 | Aiguille de Huber chirurgicale jetable |
| Port-A-Cath, droite, 22 g x 1-1/2 | Medline | AAKM21200724 | jetable, |
| suture monofilament PH PROLENE chronique, bleu, taille 4-0, 36 », bras double, aiguille RB-1 | Medline | ; ETHD7143 | chirurgicale jetable |
| en polypropylène monofilament PROLÈNE, bleu, à double bras, aiguille RB-1, taille 5-0, 24" | Medline | ; ETH8555H | Aiguilles chirurgicales jetables |
| bloc régional, calibre 22 | Medline | ; B-D408348Z | Pince à |
| artère amygdale Schnidt | chirurgicale V. Mueller | M01700 | Instrument chirurgical |
| Extracteur d’agrafes cutanées | Medline | CND3031 | Jetable, PH chronique |
| Agrafeuse cutanée 35 large, avec compteur | Medline | ; STAPLER35W | Tensiomètre chirurgical jetable |
| Patterson Veterinary | 07-815-0464 | ||
| Équipement Bol d’éponge | V. Mueller | GE-75 | Éponge pour instruments chirurgicaux |
| , recouvrement : Éponge stérile détectable aux rayons X, 18 » x 18 », 5/paquet | Medline | ; Éponge | chirurgicale jetable |
| , arachide : Éponge d’arachide stérile détectable par rayons X, petite, 3/8" | Medline | ; MDS72038 | Serviette chirurgicale jetable |
| stérile de luxe OU bleue, 17'' x 27'', 2/paquet | Medline | ; MDT2168202 | |
| Seringue Luer-Lock stérile jetable chirurgicale, 3 mL | Medline | SYR103010Z | seringue |
| Luer-Lock stérile à PH chronique, 5 mL | Medline | SYR105010Z | jetable, PH chronique |
| sonde d’équipement chirurgical stérile couvre | Medline | ; DYNJE5930 | Robinet d’arrêt chirurgical jetable |
| : robinet d’arrêt à 3 voies avec poignée en position OFF, adaptateur rotatif raccord de collier mâle, 45 PSI | Medline | ; Robinet | d’arrêt chirurgical jetable |
| DYNJSC301 : robinet d’arrêt à 3 voies avec poignée en position OFF, adaptateur rotatif raccord de collier mâle, 45 PSI | Medline | DYNJSC301 | jetable, |
| port sous-cutané PH chronique avec connecteur 5-français et technologies d’accès à la botte bleue | CP2AC-5NC | Ciseaux de dissection chirurgical jetables | |
| Super cut metzenbaum | V. Mueller | CH2032-S | Chirurgical Instrument |
| Ciseaux de dissection nelson-metzenbaum super coupés | V. Mueller | CH2025-S | Seringues pour instruments chirurgicaux |
| : Seringue Luer-Lock stérile, 10 mL | Medline | ; SYR110010Z | chirurgical jetable |
| , droit, 28 Fr x 20 " | Medline | SWD570549H | Champ chirurgical |
| jetable trois-quarts | Medline | ; DYNJP2414H | Surgical Disposable |
| Tiletamine + Zolazepam | Zoetis Inc | 54771-9050-1 | Médicament, ensemble de |
| garrots préopératoires TourniKwik avec quatre tubes de couleur bronze de 7,5 pouces et 1 caisse claire, 12 | Medline | françaises ; CVR79013 | jetable chirurgical |
| Edwards LifeScience | TCLIP05 | Equipment | |
| Trigger Aneroid Gauge (Sphygmomanometer) | Patterson Veterinary | 07-815-0464 | Equipment |
| TruWave Disposable Pressure Transducer Kits by Edwards Lifesciences | Medline | ; VSYPX260 | Module de |
| débit périvasculaire PH TS420 | Transsonique | TS420 | débitmètre périvasculaire |
| , aspiration : tubulure d’aspiration universelle stérile avec connecteurs nervurés droits, 1/4" x 12'Medline | ; Tube | chirurgical jetable | |
| : Tube de surveillance de la pression avec verrou Luer mâle fixe et raccord femelle, basse pression, 72 | L Medline | DYNJPMTBG72MF | chirurgical jetable |
| : Tubulure de surveillance de la pression avec Luer Lock mâle fixe et raccord femelle, basse pression, 72 | L Medline | DYNJPMTBG72MF | jetable, PH chronique |
| Retenue de pansement élastique tubulaire | Medline | DERGL711 | Jetable, PH chronique |
| Écarteur de côtes Tuffier | V. Mueller | CD1101 | Instrument chirurgical |
| Tygon E-3603 Tubes flexibles | Fisher Scientific | 14-171-227 | Écarteur chirurgical jetable |
| U.S.A | V. Mueller | SU3660 | Instrument chirurgical |
| Ruban ombilical, coton, 3 brins, 1/8 x 36" | Medline | ; ETHU12TH | Interrupteur à bouton chirurgical |
| jetable Valleylab Crayon | Medline | ; VALE2516H | Pince chirurgicale jetable |
| Vanderbilt pour vaisseaux profonds | V. Mueller | CH1687 | Instrument chirurgical |
| Machine d’anesthésie vétérinaire | Midmark | ; Matrx VMC | |
| Equipment Ventilateur d’anesthésie vétérinaire | Hallowell EMC | ; Modèle 2000 | Équipement |
| Vicryl : Vicryl 0 CT-1 36" Suture non teintée | Medline | ; ETHVCP946H | Vicryl chirurgical jetable |
| : Vicryl 2 TP-1 Taper 54" Suture non teintée | Medline | ; ETHVCP880T | Vicryl chirurgical jetable |
| : Vicryl 2-0 CT-1 18" Suture non teinte | . ETHVCP739D | Porte-aiguille chirurgical jetable | |
| en bois de crile vital, 10-3/8" | V. Mueller | CH2427 | Instrument chirurgical |
| Porte-aiguille vital mayo-hegar, 7-1/4" | V. Mueller | CH2417 | Instrument chirurgical |
| Vital metzenbaum ciseaux de dissection, 14' ' | V. Mueller | CH2009 | Instrument chirurgical |
| Vital metzenbaum ciseaux de dissection, 9" | V. Mueller | CH2006 | Instrument chirurgical |
| Vital Ryder porte-aiguille, 9" | V. Mueller | CH2510 | Instrument chirurgical |
| Yankauer, pointe de bulbe : Yankauer rigide stérile avec pointe de poire, pas de ligne | de transport | d’évent. DYND50130 | Usage chirurgical jetable |
Références
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- Tonelli, A. R., et al. Causes and circumstances of death in pulmonary arterial hypertension. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 188 (3), 365-369 (2013).
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- Ukita, R., et al. Progression toward decompensated right ventricular failure in the ovine pulmonary hypertension model. ASAIO Journal (American Society for Artificial Internal Organs: 1992. , (2021).
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- Guihaire, J., et al. Right ventricular plasticity in a porcine model of chronic pressure overload. Journal of Heart and Lung Transplantation. 33 (2), 194-202 (2014).
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Réimpressions et autorisations
