Un modèle évolutif pour étudier les effets des blessures contondantes chez le poisson-zèbre adulte

Les lésions cérébrales traumatiques (TCC) sont une crise sanitaire mondiale et l’une des principales causes de décès et d’invalidité. Aux États-Unis, environ 2,9 millions de personnes subissent un TCC chaque année, et entre 2006 et 2014, la mortalité due à un TCC ou à des séquelles de TCC a augmenté de plus de 50 %¹. Cependant, les traumatismes crâniens varient dans leur étiologie, leur pathologie et leur présentation clinique en grande partie en raison du mécanisme de blessure (MOI), qui influence également les stratégies de traitement et le pronostic ^prévu2. Bien que les traumatismes crâniens puissent résulter de divers MOI, ils sont principalement le résultat d’un traumatisme pénétrant ou contondant. Les traumatismes pénétrants représentent un faible pourcentage des traumatismes crâniens et génèrent une lésion grave et focale qui est localisée dans les régions immédiates et environnantes du cerveau empalé3. En revanche, les traumatismes crâniens à force contondante sont plus fréquents dans la population générale, couvrent une gamme de gravités (légères, modérées et graves) et produisent une lésion diffuse, hétérogène et globale affectant plusieurs régions du ^cerveau1,4,5.

Le poisson-zèbre (Danio rerio) a été utilisé pour examiner un large éventail d’insultes neurologiques couvrant le système nerveux central (SNC)6,7,8,9. Le poisson-zèbre possède également, contrairement aux mammifères, une réponse régénérative innée et robuste pour réparer les dommages causés au ^SNC10. Les modèles actuels de traumatisme du poisson-zèbre utilisent diverses méthodes de blessure, y compris la pénétration, l’excision, ^l’insulte chimique ou les ondes ^de pression11,12,13,14,15,16. Cependant, chacune de ces méthodes utilise un MOI qui est rarement vécu par la population humaine, n’est pas évolutif dans une gamme de gravités de blessures et ne traite pas de l’hétérogénéité ou de la séquelle dépendante de la gravité du TCC signalée après un TCC à force contondante. Ces facteurs limitent l’utilisation du modèle du poisson-zèbre pour comprendre les mécanismes sous-jacents des pathologies associées à la forme la plus courante de TCC dans la population humaine (blessures contondantes légères).

Nous avions pour objectif de développer un modèle de poisson-zèbre TBI à force contondante rapide et évolutif qui offre des moyens d’étudier la pathologie des blessures, la progression des séquelles du TCC et la réponse régénérative innée. Nous avons modifié la perte de poids du rongeur ^Marmarou17 couramment utilisée et l’avons appliquée au poisson-zèbre adulte. Ce modèle donne une gamme reproductible de gravités allant de légère, modérée à sévère. Ce modèle récapitule également de multiples facettes de la pathologie du TCC humain, en fonction de la gravité, y compris les convulsions, l’œdème, les hématomes sous-duraux et intracérébraux, la mort des cellules neuronales et les déficits cognitifs, tels que les troubles de l’apprentissage et de la mémoire. Quelques jours après la blessure, les pathologies et les déficits se dissipent, revenant à des niveaux ressemblant à des témoins non endommagés. De plus, ce modèle de poisson-zèbre montre une réponse robuste de prolifération et de régénération neuronale à travers le neuroaxe en ce qui concerne la gravité des blessures.

Ici, nous fournissons des détails sur la mise en place et l’induction des traumatismes contondants, la notation des crises post-traumatiques, l’évaluation des lésions vasculaires, des instructions sur la préparation des sections cérébrales, des approches pour quantifier l’œdème et un aperçu de la réponse proliférative après une blessure.

Les poissons-zèbres ont été élevés et entretenus dans l’installation de poisson-zèbre de Notre Dame du Freimann Life Sciences Center. Les méthodes décrites dans ce manuscrit ont été approuvées par le Comité de soins et d’utilisation des animaux de l’Université de Notre Dame.

1. Paradigme de la lésion cérébrale traumatique

1. Ajouter 1 mL de 2-phénoxyéthanol à 1 L d’eau système (60 mg d’Instant Ocean dans 1 L d’eau d’OI désionisée).
2. Préparer un réservoir de récupération aéré contenant 2 L d’eau du système à température ambiante.
3. Sélectionnez le poids souhaité du roulement à billes et la longueur et le diamètre souhaités des tubes en acier / plastique et déterminez l’énergie et la force d’impact.
   REMARQUE: Le tube doit avoir un diamètre intérieur qui permet au roulement à billes de passer sans changer sa trajectoire ou sa vitesse de mouvement.
   1. Déterminer l’énergie cinétique lors de l’impact :
      
      Où, KE = énergie cinétique, m = masse (en kg), g = force gravitationnelle, h = hauteur (en m) du point de chute au poisson.
      REMARQUE: Cela fournit de l’énergie cinétique dans J. Multipliez la valeur par 1 000 pour déterminer mJ. KE est basé sur un objet accélérant, qui se produit lorsque le roulement à billes est lâché d’une position stationnaire.
   2. Générez un TCC léger (miTBI) à l’aide d’un tube en acier/plastique de 7,62 cm de long qui se termine à 1,5 cm au-dessus de la plaque sur le crâne du poisson-zèbre (distance totale de 9,1 cm) et d’un roulement à billes de 1,5 g (6,4 mm de diamètre). Ceux-ci produisent une énergie cinétique de 1,33 mJ. Ces dommages ont été empiriquement décidés comme étant équivalents à un MITBI basé sur des marqueurs physiopathologiques clés du TCC, tels que les lésions vasculaires, la formation d’hématome sous-dural / intracérébral, la mort des cellules neuronales et les troubles cognitifs qui récapitulaient en grande partie ce qui a été rapporté dans la population humaine d’une manière dépendante de la gravité.
   3. Calculer l’énergie cinétique miTBI =
   4. Générez un TCC modéré (moTBI) à l’aide d’un tube en acier/plastique de 12,7 cm de long qui se termine à 1,5 cm au-dessus de la plaque sur le crâne du poisson-zèbre (distance totale de 14,2 cm) et d’un roulement à billes de 1,5 g (6,4 mm de diamètre) qui produit une énergie cinétique de 2,08 mJ.
   5. Calculer l’énergie cinétique moTBI =
   6. Générez un TCC sévère (sTBI) à l’aide d’un tube en acier/plastique de 7,62 cm de long qui se termine à 1,5 cm au-dessus de la plaque sur le crâne du poisson-zèbre (distance totale de 9,1 cm) et d’un roulement à billes de 3,3 g (8,38 mm de diamètre) qui produit une énergie cinétique de 2,94 mJ.
   7. Calculer l’énergie cinétique sTBI =
4. Remplissez une boîte de Petri avec de la pâte à modeler (Figure 1, étape 1) et utilisez un instrument contondant (c.-à-d. le dos d’une paire de pinces) pour créer une plate-forme surélevée (5 cm x 1,5 cm) avec de la pâte à modeler supplémentaire (Figure 1, étape 2).
   1. Utilisez une lame de rasoir pour diviser la plate-forme surélevée dans le sens de la longueur en deux moitiés approximativement égales (Figure 1, étape 3, ligne pointillée rouge). Formez les deux moitiés dans un chenal qui s’adapte à la longueur d’un poisson adulte (Figure 1, étape 4). Utilisez de l’argile supplémentaire pour construire des murs qui sécuriseront ~ 2/3 du corps du poisson, laissant la tête exposée.
   2. Mouler un petit support dans la région de la tête exposée perpendiculairement aux parois pour soutenir la tête afin d’éviter la rotation ou le recul de la tête en cas de blessure (Figure 1, étape 4).
      REMARQUE: Le canal doit être assez profond pour soutenir le poisson en position dorsale, mais doit toujours permettre à la tête de reposer au-dessus de l’argile environnante. De plus, le support de la tête doit suivre la courbure naturelle du poisson, soutenant la mandibule inférieure et les branchies.
   3. Assurez-vous que le poids perdu n’est pas gêné par les côtés du canal (Figure 1, étape 4).
5. Créez un disque en acier de 3 mm de diamètre à l’aide d’un mini perforateur et d’un solin en acier de 22 g. Chaque disque peut être utilisé plusieurs fois.
6. Anesthésiez un poisson en le plaçant dans un bécher avec 50 à 100 mL de 1:1000 (1 mL/1 L, 0,1%) de 2-phénoxyéthanol jusqu’à ce qu’il ne réponde plus au pincement de la queue.
7. Placez le poisson, côté dorsal vers le haut, sur le moule en argile à l’intérieur du canal afin que le corps soit fixé sur les côtés et placez un disque en acier de 3 mm 22 g sur la tête, centré sur le point d’impact souhaité (Figure 1, étape 5).
   1. Assurez-vous que le poisson est aligné aussi perpendiculairement que possible pour éviter que sa tête ne s’incline d’un côté, ce qui pourrait causer un impact inégal.
8. Fixez le tube en acier/plastique à l’aide d’un support d’anneau standard et d’une pince à bras, de sorte que le fond du tube soit à 1,5 cm au-dessus de la tête du poisson-zèbre (Figure 1, étape 6). Assurez-vous que le tube est droit.
   1. Regardez le tube et assurez-vous que le tube est aligné au-dessus de la plaque d’acier.
9. Laisser tomber le roulement à billes (1,5 g pour les traumatismes crâniens légers et modérés et 3,3 g pour les traumatismes crâniens graves) d’une hauteur prédéterminée (décrite aux étapes 1.3.3 à 1.3.5) le long du tube sur la plaque d’acier située au-dessus de la région neuroanatomique d’intérêt souhaitée (p. ex., cervelet, figure 1, étape 5) pour produire le TCC à force contondante pour la gravité souhaitée de la blessure. Placez les poissons blessés dans un réservoir de récupération à surveiller.
   REMARQUE: Selon la gravité de la blessure, la mortalité ou des crises tonico-cloniques peuvent survenir. Si les poissons ne répondent pas pendant une période prolongée après le TCC, utilisez une pipette de transfert ou une pince pour administrer un pincement de la queue et évaluer la réponse à la douleur.

2. Marquer les crises après le TCC chez le poisson-zèbre adulte

1. Anesthésier et blesser les poissons conformément au protocole de blessure décrit à la section 1 et placer les poissons blessés dans un réservoir de récupération aéré de 2 L d’eau du système.
2. Observez le poisson pour tout signe de crises post-traumatiques commençant immédiatement après avoir été placé dans le réservoir de récupération. Établissez une durée d’observation (c.-à-d. 1 h) et consignez toutes les activités de saisie, y compris le score de crise (décrit ci-dessous), la durée de chaque crise et le pourcentage de poissons qui ont subi des crises (figure 2A).
   REMARQUE: Les convulsions peuvent survenir immédiatement après une blessure, ainsi que des heures ou des jours après le TCC. Les crises peuvent persister à long terme et un seul poisson peut avoir plusieurs crises. La fixation d’un temps d’observation de 1 h ou plus donnera une bonne représentation de la tendance globale des taux de saisies.
3. Évaluez les poissons à l’aide des lignes directrices ^Mussulini18 pour les phénotypes de saisie de poisson-zèbre adulte.
   REMARQUE: Sans utiliser le logiciel de suivi, il est difficile d’évaluer les scores de crise inférieurs à 3 de manière impartiale. Par conséquent, seuls les scores de saisie de 3 ou plus doivent être enregistrés lorsque l’évaluation est effectuée sans logiciel.

3. Dissection cérébrale

1. Euthanasier les poissons dans une solution de 2-phénoxyéthanol à 1:500 (2 mL/1 L, 0,2 %), jusqu’à ce que les mouvements des branchies cessent et qu’ils ne réagissent pas au pincement des nageoires, à l’extrémité souhaitée.
2. Remplissez une boîte de Pétri avec de la pâte à modeler et créez une petite cavité pour soutenir le corps pendant la dissection.
3. Placez le poisson, côté dorsal vers le haut, dans le moule en argile. Placez une broche de dissection à travers la ligne médiane à mi-chemin du corps du poisson et une deuxième broche ~ 5 mm derrière la base de la tête.
4. Sous un microscope à lumière disséquante, coupez brutalement le nerf optique avec une paire de pinces Dumont #5 et retirez les yeux (Figure 2A).
5. Orientez le poisson de manière à ce que l’extrémité rostrale soit la plus éloignée lorsque vous regardez au microscope (Figure 2B).
   REMARQUE: Les étapes suivantes s’adressent aux droitiers. Les gauchers peuvent préférer effectuer les étapes suivantes dans une orientation en miroir.
6. Utilisez la pince #5 pour placer lentement une extrémité de la pince sous la plaque pariétale droite, en effectuant une action délibérée des ciseaux vers l’extrémité rostrale et en retirant les plaques pariétales et frontales droites (Figure 2C).
   1. Maintenez la pince à un angle de 45° ou moins afin d’éviter de pénétrer dans le cerveau pendant la dissection.
7. Faites pivoter le poisson de 90° dans le sens des aiguilles d’une montre. Placez une extrémité de la pince #5 sous la plaque pariétale gauche et utilisez le même mouvement de ciseaux pour retirer les plaques pariétales et frontales gauches exposant tout l’aspect dorsal du cerveau (Figure 2D,E).
8. Transectez brutalement le maxillaire avec une pince #5. Préservez les bulbes olfactifs et ne les endommagez pas si c’est la région d’intérêt.
9. Retirez l’opercle, le préopercle, l’interopérecule et le sous-opératoire droits à l’aide de la pince n° 5 (Figure 2F).
10. Réséquez brutalement la musculature à l’extrémité caudale de l’ouverture du calvarium à l’aide de la pince n ° 5, exposant la moelle épinière.
11. Transectez brutalement la moelle épinière avec la pince n ° 5. Placez soigneusement les pinces sous le cerveau et retirez doucement le cerveau du calvarium.
    REMARQUE: Ne pincez jamais le cerveau. Utilisez des pinces pour « bercer » le cerveau ou réséquer caudalement et utilisez la moelle épinière exposée comme point de pincement pour manœuvrer le cerveau.
12. Fixez les cerveaux retirés dans 9 parties 100% d’éthanol à 1 partie 37% de formaldéhyde pendant la nuit à 4 ° C sur une plate-forme à bascule.

4. Études sur l’œdème dans le cerveau du poisson-zèbre

1. Anesthésier et blesser les poissons conformément au protocole de blessure décrit à la section 1 et permettre aux poissons de récupérer dans un aquarium de récupération jusqu’à ce qu’ils commencent à nager librement.
2. Replacez les poissons dans les conditions normales de logement après la blessure pendant 1 jour.
3. Euthanasier le poisson dans du 1:500 2-phénoxyéthanol, après que le temps se soit écoulé.
4. Disséquez tout le cerveau ou la région d’intérêt selon le protocole décrit à la section 3 et placez le cerveau immédiatement sur un petit bateau de pesée.
   REMARQUE: Soyez prudent lors du transfert du cerveau, en utilisant une pince fine pour le placer doucement sur le bateau de pesée sans poignarder ou gratter le cerveau, ce qui pourrait entraîner la perte de tissu.
5. Étiquetez (avec le groupe de blessure et le numéro de cerveau) et tarez un petit bateau de séchage supplémentaire sur une balance. Utilisez une balance capable de mesurer un minimum de 0,001 g pour obtenir une mesure précise.
6. Transférez le cerveau sur le bateau de pesage de séchage goudronné et enregistrez le poids humide du cerveau. Orientez les cerveaux de manière à ce qu’ils reposent à plat sur le bateau de pesée avec la face dorsale vers le haut.
7. Placez le bateau de pesée de séchage et le cerveau dans un four d’hybridation réglé à 60 °C pendant 8 h.
8. Après séchage, le cerveau peut coller au bateau de pesée de séchage et peut être difficile à enlever et à transférer sur un nouveau petit bateau de pesage goudronné. Évitez de pincer le cerveau avec une pince, car cela pourrait entraîner des dommages au cerveau sec et une perte de tissu. Au lieu de cela, pincez les pinces fines ensemble et, en commençant par le côté ventral du cerveau, ramassez dans un mouvement ascendant.
9. Déterminez la teneur en eau de chaque cerveau à l’aide de la formule (Figure 4) :
   

5. Marquage de la prolifération cellulaire à travers le neuroaxe et préparation des tissus fixes.

1. Préparer 10 mM de 5-éthyynyl-2'-désoxyuridine (EdU) dans 2 mL de _ddH2O.
2. Anesthésier 3 à 4 poissons à la fois dans 50 à 100 mL de 1:1000 (1 mL/1 L, 0,1 %) 2-phénoxyéthanol jusqu’à ce que les poissons ne répondent plus au pincement de la queue, au moment souhaité après la blessure (en utilisant le protocole décrit à la section 1).
3. Faites une incision partielle sur une éponge humide et placez un poisson à la fois dans l’ouverture, côté ventral vers le haut.
4. Utilisez une aiguille de 30 G pour injecter environ 40 μL de 10 mM EdU dans le corps du poisson. Remettez le poisson dans un réservoir de rétention rempli d’eau du système.
   REMARQUE: Des injections répétées peuvent être effectuées à différents moments pour étiqueter un plus grand nombre de cellules proliférantes et peuvent être nécessaires si une période de poursuite de plus de 1 semaine est souhaitée.
5. Recueillir les cerveaux comme indiqué à la section 3 et les placer en groupe dans un flacon en verre de 5 mL contenant 2 mL de 9 parties 100% éthanol à 1 partie 37% formaldéhyde. Fixez les cerveaux à 4 °C sur une plate-forme à bascule.
   REMARQUE: Une plate-forme à bascule ou à secoueur interdit aux cerveaux de se reposer au fond et au télencéphale de cerveaux entiers de s’enrouler.
6. Réhydrater les cerveaux, dans le même flacon en verre utilisé pour fixer les cerveaux, dans des lavages de séries d’éthanol descendantes, 75%, 50% et 25%, pendant 15 minutes chacun, suivis d’un lavage de 1,5 h dans du saccharose / PBS à 5% sur une bascule à température ambiante. Conservez les cerveaux dans un flacon en verre pendant la nuit dans 30% de saccharose / PBS à 4 ° C sur une plate-forme à bascule.
7. Retirer les cerveaux de 30% de saccharose / PBS et les transférer avec des pinces dans une plaque de 12 puits (un groupe de traitement par puits) avec des puits remplis d’une solution 2: 1 composée de 2 parties de milieu de congélation tissulaire et 1 partie de saccharose / PBS à 30%. Incuber les cerveaux pendant la nuit à 4 °C sur une plate-forme à bascule.
8. Transférer les cerveaux à la rangée suivante de puits à l’intérieur de la plaque de 12 puits submergeant les cerveaux dans 100% TFM pendant 2-24 h à 4 ° C.
9. Utilisez un mandrin cryostat pour intégrer les cerveaux dans TFM dans l’orientation souhaitée sur la glace carbonique.
10. Effectuer la cryosection (sections de 16 μm d’épaisseur) et recueillir les sections sur des lames chargées positivement. Sécher les lames sur un chauffe-lames pendant 1 h, puis les conserver à -80 °C ou continuer avec l’immunohistochimie.
11. Préparez une barrière hydrophobe sur la glissière autour des sections de tissu et laissez sécher sur un chauffe-lames pendant 20 min.
12. Lavez brièvement les lames dans PBS pendant 5 minutes, puis deux fois dans PBS-Tween 20 (0,05%) pendant 10 minutes chacune.
13. Effectuez la détection de l’EdU à l’aide du kit de prolifération de cellules EdU et des instructions du fabricant.
14. Analysez les lames et quantifiez les cellules fluorescentes marquées EdU à l’aide d’un microscope épifluorescent ou d’un microscope confocal. Un objectif minimum de 40x sera nécessaire pour distinguer clairement les cellules individuelles.

La préparation de la plate-forme d’induction des blessures permet un moyen rapide et simpliste de fournir un TCC à force contondante évolutive aux poissons-zèbres adultes. La gravité graduée du modèle de blessure fournit plusieurs mesures facilement identifiables de la blessure réussie, bien que la lésion vasculaire soit l’une des pathologies les plus faciles et les plus importantes (Figure 3). La souche de poisson utilisée pendant la blessure peut rendre cet indicateur plus facile ou plus difficile à identifier. Lors de l’utilisation de poissons AB de type sauvage (WTAB, figure 3A-D), l’identification des lésions vasculaires peut être difficile à distinguer entre le miTBI ou le moTBI et les poissons témoins non endommagés en raison de la pigmentation (figure 3A-C). À la suite d’une blessure, les poissons miTBI présentent des abrasions de surface minimes (figure 3B), tandis que les moTBI présentent une hémorragie cérébrale limitée (figure 3C). Bien que le TCC puisse encore être difficile, l’étendue des blessures est souvent apparente (figure 3D). En revanche, lors de l’utilisation d’albinos (figure 3E-H) ou de poissons casper (figure 3I-L), les lésions vasculaires sont facilement identifiables. De plus, les crises d’impact sont souvent observées après une blessure et le taux de crises dans le groupe est une autre mesure représentative de la blessure (tableau 1). Les poissons blessés présenteront des crises tonico-cloniques (ataxie, ZBC 1,9, flexion, ZBC 1,16, cercles, ZBC 1,32 et nage en tire-bouchon, ZBC 1,37)19 qui sont facilement observables après une blessure, quelle que soit la souche de fond. Les crises seront observées avec une prévalence croissante par rapport à la gravité. Après une blessure, les miTBI n’affichent pas de comportements semblables à des crises; cependant, le mbTBI affichera des comportements épileptiques (10,66 % ± 1,37 %, p < 0,0001, tableau 1) et l’incidence est encore plus élevée chez les poissons atteints de TCC (19,93 % ± 1,49 %, p < 0,0001, tableau 1).

L’ablation réussie du cerveau est essentielle pour une myriade d’autres investigations, telles que l’œdème et l’évaluation de la prolifération cellulaire. Effectuer des dissections avec le plus grand soin pour éviter d’endommager les régions du cerveau (le plus souvent par ponction involontaire) et pour conserver toutes les régions (les bulbes olfactifs peuvent facilement être perdus). Suivre la procédure et le schéma de dissection cérébrale (section 3, Figure 2A-F) permet une ablation complète du cerveau (Figure 2G,H). Les chercheurs devraient se demander si leur analyse nécessite l’ensemble du cerveau ou si un ensemble de régions cérébrales spécifiques peut répondre à leurs besoins. Selon la gravité de la blessure et le moment de la collecte, les cerveaux peuvent présenter des hémorragies sous-durales attachées, cependant, celles-ci sont souvent collées à la face inférieure du crâne et perdues lors de la dissection. Le gonflement du cerveau est parfois apparent, mais en raison des différences anatomiques et de la variation de la taille générale, l’œdème est la meilleure méthode pour évaluer l’enflure. Selon le protocole décrit (section 4), les cerveaux non endommagés présentent une teneur en liquide de 73,11 % ± 0,80 %, et les miTBI, bien que légèrement élevés, ne présentent pas d’augmentation significative de l’œdème à 1, 3 ou 5 dpi (1 dpi : 76,33 % ± 1,32 %, p = 0,36, 3 dpi : 75,33 ± 1,37 %, p = 0,84, 5 dpi : 74,14 ± 1,50 %, p > 0,99, Figure 4). En revanche, le TCC moT et le TCC ont tous deux présenté un œdème significatif de 1 dpi (± 1,05 %, p ± 0,94 %, p < 0,0001, tCC : 86 % ± 1,05 %, p < 0,0001) et de 3 dpi (± 78,11 ± 0,93 %, p < 0,018, iCC : 77,77 % ± 1,02 %, p < 0,036, figure 4). Cependant, la teneur en liquide du tCC et du TCC est revenue à des niveaux ressemblant à des témoins non endommagés de 5 dpi (inhalateur de 5 ppp (inapticole : 74,42 ± 1,25 %, p > 0,99, ITC : 73,85 % ± 1,01 %, p > 0,99, figure 4).

La prolifération cellulaire, à la suite d’un TCC chez le poisson-zèbre, est une évaluation robuste de l’étendue des blessures. Bien que la réponse à la prolifération cellulaire ait déjà été étudiée chez le poisson-zèbre à la suite d’autres formes de lésion cérébrale9,12, dans la plupart des cas, l’enquête s’est limitée au site de la lésion. Ce TCC à force contondante entraîne une réponse de prolifération robuste couvrant l’ensemble du neuroaxe. En fonction de la gravité (données sur l’ITCs montrées), une augmentation du marquage de l’EdU est observée dans les zones ventriculaire et sous-ventriculaire du cerveau antérieur (télencéphale, figure 5B) par rapport aux témoins non endommagés (figure 5A). Au fur et à mesure que les sections se déplaçaient caudalement dans le mésencéphale (mésencéphale et diencéphale), les cerveaux blessés présentaient une augmentation du marquage EdU dans la zone grise périventriculaire (PGZ), les lobes tectaux optiques (TeO) et des aspects de l’hypothalamus antérieur par rapport aux poissons non endommagés (Figure 5D et Figure 5C, respectivement). Dans le cerveau postérieur, les régions neurogènes qui sont évidentes dans le cerveau non endommagé (Figure 5E,G) présentent une prolifération cellulaire accrue suite à l’ITCc (Figure 5F,H).

Pour résumer, une perte de poids Marmarou modifiée appliquée au poisson-zèbre adulte fournit un TCC à force contondante légère, modérée ou sévère reproductible et évolutive. Le poisson-zèbre, en fonction de la gravité, présente diverses pathologies, y compris des convulsions et des lésions vasculaires (c.-à-d. hématomes sous-duraux et intracérébraux). De plus, les poissons blessés présentent un taux de récupération réduit (analogue à la perte de conscience, aux déficits cognitifs sous forme de problèmes d’apprentissage et de mémoire et à la mort des cellules neuronales (données non présentées). Les pathologies observées se rétablissent rapidement en l’espace de 4 à 7 jours, coïncidant avec des événements prolifératifs robustes à travers le neuroaxe.

Figure 1 : Configuration de l’appareil de blessure évolutif. Représentation graphique de la configuration, du modèle et de la livraison de TBI évolutifs au poisson-zèbre. Les étapes 1 à 4 fournissent un aperçu pédagogique des étapes pour former le moule de support qui immobilise le poisson et expose la tête pendant les dommages. Les étapes 5 à 7 fournissent des instructions sur la livraison de la blessure avec un aperçu des aspects à prendre en compte lors du dépannage du modèle. La figure a été créée avec BioRender.com. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2 : Ablation du crâne pour la dissection cérébrale. Schéma d’un crâne de poisson-zèbre simplifié et de l’enlèvement étape par étape de l’os (sections bleues) pour exposer le cerveau du poisson-zèbre adulte. (A,B) Les yeux sont enlevés brutalement avec une pince n ° 5 coupant les nerfs optiques. (C) Les forceps sont placés dans la musculature directement caudale aux plaques pariétales (flèche noire) pour enlever l’os pariétal droit puis l’os frontal droit. (D,E) L’os pariétal gauche et l’os frontal gauche sont enlevés. (F) L’opercle droit, le préopopercle, l’interopercle et le sous-opéracle sont enlevés, fournissant un accès latéral et dorsal au cerveau. (G,H) Les cerveaux intacts et atteints de STBI ont été enlevés. Barre d’échelle = 500 μm. Veuillez cliquer ici pour afficher une version agrandie de cette figure.

Figure 3 : Lésions vasculaires dans divers contextes, quelle que soit la gravité des blessures. Vue dorsale du poisson-zèbre adulte ab, albinob4 et casper de type sauvage non endommagé et TBI présentant des lésions vasculaires. (A-D) Les poissons AB adultes de type sauvage sont fortement pigmentés et les abrasions après miTBI (B) sont difficiles à visualiser. Les lésions vasculaires étaient plus apparentes chez les poissons atteints de LCC (C) et de TCC (D) que chez les témoins non endommagés (A). (E-H) les poissons albinos étaient moins pigmentés et la visualisation du cerveau était plus distincte. Les lésions vasculaires consécutives à un TCC ont été clairement observées et distinguées selon les gravités. (I-L) Le poisson casper a fourni le contexte le plus adaptable pour les chercheurs novices, car la transparence a permis d’identifier facilement les régions neuroanatomiques souhaitées et d’observer et de délimiter clairement les lésions vasculaires par gravité de TCC. Barre d’échelle = 500 μm. Veuillez cliquer ici pour afficher une version agrandie de cette figure.

Figure 4 : Le poisson-zèbre présente un œdème induit par une blessure à la suite d’un TCC. Les poissons-zèbres ont été exposés à différentes sévérités de TCC (non endommagés, miTBI, moTBI et sTBI) et évalués à différents jours après les dommages pour la teneur en liquide en pourcentage (œdème). Des analyses statistiques ont été effectuées avec une ANOVA de Browns-Forsythe et Welch suivie d’un test post-hoc de comparaison multiple T3 de Dunnett. n = nombre total de poissons individuels. Toutes les analyses statistiques ont été effectuées avec le progiciel Prism (Graphpad 9.0). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5 : Prolifération induite par le TCC à travers le neuroaxe. (A-H) Images confocales de coupes cérébrales coronales et sagittales de poissons non endommagés et de poissons atteints d’ADNsi qui ont été injectés par IP avec EdU 12 h avant la collecte. Une augmentation de l’incorporation d’EdU a été observée dans de multiples niches neurogènes à la suite d’une lésion du cerveau antérieur (A, B), du mésencéphale (C, D) et du cerveau postérieur (E-H). Cervelet, CCe, couche granuleuse, GL, Valvula cerebelli médiale, Vam, couche moléculaire, ML, tectum optique, TeO, zone grise périventriculaire, PGZ, télencéphale et Tel. Toutes les barres d’échelle sont de 200 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Tableau 1. Le poisson-zèbre présente des crises d’impact dépendantes de la gravité après un TCC. Quantification des crises tonico-cloniques, qui ont été enregistrées comme le pourcentage d’un groupe expérimental de blessés, qui ont été observées dans les 1 h suivant la blessure. Les analyses statistiques ont été effectuées avec une ANOVA unidirectionnelle suivie du test post-hoc de Tukey. N = nombre total de groupes expérimentaux, n = nombre total de poissons individuels. Les analyses statistiques ont été effectuées à l’aide du progiciel Prism (Graphpad 9.0).

Les auteurs n’ont rien à divulguer.