Ce protocole décrit un modèle porcin juvénile d’allotransplantation orthotopique du poumon gauche conçu pour être utilisé dans le cadre de la recherche sur l’ESLP. L’accent est mis sur les techniques anesthésiques et chirurgicales, ainsi que sur les étapes critiques et le dépannage.
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Article de méthode
Transplantation orthotopique du poumon gauche dans un modèle porcin juvénile pour l’ESLP
Dans cet article
Résumé
Résumé
La transplantation pulmonaire est le traitement de référence pour les maladies pulmonaires en phase terminale, avec plus de 4 600 transplantations pulmonaires effectuées chaque année dans le monde. Cependant, la transplantation pulmonaire est limitée par une pénurie d’organes de donneurs disponibles. En tant que tel, il y a une mortalité élevée sur les listes d’attente. La perfusion pulmonaire ex situ (ESLP) a augmenté de 15 à 20 % les taux d’utilisation des poumons des donneurs dans certains centres. L’ESLP a été appliquée comme méthode d’évaluation et de reconditionnement des poumons marginaux de donneurs et a démontré des résultats acceptables à court et à long terme après la transplantation de poumons de donneurs à critères étendus (DPE). Des modèles de transplantation de grands animaux (in vivo) sont nécessaires pour valider les résultats de la recherche in vitro en cours. Les différences anatomiques et physiologiques entre les humains et les porcs posent d’importants défis techniques et anesthésiques. Un modèle de greffe facilement reproductible permettrait la validation in vivo des stratégies ESLP actuelles et l’évaluation préclinique de diverses interventions visant à améliorer la fonction pulmonaire du donneur. Ce protocole décrit un modèle porcin d’allotransplantation orthotopique du poumon gauche. Cela comprend les techniques d’anesthésie et de chirurgie, une liste de contrôle chirurgicale personnalisée, le dépannage, les modifications, ainsi que les avantages et les limites de l’approche.
Introduction
La transplantation pulmonaire est le traitement prééminent à long terme de la maladie pulmonaire terminale. Plus de 4 600 transplantations pulmonaires sont effectuées chaque année dans le monde1. Cependant, la transplantation pulmonaire présente actuellement des limites importantes. D’une part, le besoin d’organes continue d’éclipser les donneurs disponibles. Bien que les taux de transplantation pulmonaire augmentent chaque année depuis 2012 en raison des effets combinés d’un plus grand nombre de candidats inscrits sur la liste des transplantations, d’une augmentation du nombre de donneurs et d’une meilleure utilisation des organes récupérés, la mortalité sur les listes d’attente pour transplantation n’a pas diminué de manière significative2. Les préoccupations relatives à la qualité des organes représentent une autre limite majeure, avec des taux d’utilisation d’organes aussi bas que 20 % à 30 %3,4,5. Enfin, les tendances dans les résultats postopératoires de la transplantation pulmonaire sont loin d’être satisfaisantes, les résultats à long terme des greffons et des patients étant toujours inférieurs à ceux des autres transplantations d’organes solides2.
Une technologie émergente, la perfusion pulmonaire ex situ (ESLP), a le potentiel d’atténuer ces limites. L’ESLP est de plus en plus utilisée comme méthode d’évaluation et de reconditionnement des poumons de donneurs marginaux et a démontré des résultats acceptables à court et à long terme après la transplantation de poumons de donneurs à critères étendus (DPE) 6,7,8,9,10. Par conséquent, l’ESLP a augmenté les taux d’utilisation dans certains centres de 15 % à 20 %6,7,8,9,10,11.
Une recherche ESLP appropriée nécessite la validation in vivo des résultats in vitro ; cependant, il existe peu de littérature sur les modèles de transplantation pulmonaire porcine pour l’ESLP12,13,14,15. De plus, la littérature disponible fournit des détails inadéquats sur la prise en charge anesthésique des porcs Yorkshire pour la transplantation pulmonaire, qui peuvent être très instables hémodynamiquement12,13,14,15. L’établissement d’un modèle facilement reproductible permettrait la validation in vivo des stratégies ESLP actuelles et l’évaluation préclinique de diverses interventions visant à réduire les lésions d’ischémie-reperfusion pulmonaire. L’objectif de la présente étude est de décrire un modèle porcin d’allotransplantation orthotopique du poumon gauche à utiliser avec l’ESLP. Le protocole comprend des descriptions des techniques d’anesthésie et de chirurgie, une liste de contrôle chirurgicale personnalisée et des détails concernant l’expérience de dépannage et les modifications du protocole. Les limites et les avantages du modèle de transplantation porcine du poumon gauche ont également été discutés dans ce travail. Ce manuscrit ne décrit pas le processus de récupération des poumons de porc chez les porcs Yorkshire de 35 à 50 kg, ni l’établissement et l’arrêt de l’ESLP. Ce protocole s’adresse exclusivement à l’opération de transplantation du receveur.
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Protocole
Toutes les procédures ont été effectuées conformément aux lignes directrices du Conseil canadien de protection des animaux et au guide sur le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Les protocoles ont été approuvés par le comité institutionnel de protection des animaux de l’Université de l’Alberta. Ce protocole a été appliqué chez des porcs Yorkshire juvéniles femelles pesant entre 35 et 50 kg. Les porcs sont des spécimens de qualité alimentaire exempts d’agents pathogènes. Ils sont achetés au Centre de recherche et de technologie porcine d’Edmonton, en Alberta, au Canada (https://srtc.ualberta.ca). Toutes les personnes qui ont participé aux procédures ESLP avaient reçu une formation adéquate en matière de biosécurité.
1. Préparations pré-chirurgicales et anesthésie
REMARQUE : Les porcs sont à jeun pendant la nuit avant la chirurgie pour une durée maximale de 12 h.
- Administrer des injections intramusculaires de kétamine (20 mg/kg) et d’atropine (0,05 mg/kg) en prémédication au porc receveur dans la salle d’opération.
- Placez le porc couché sur le dos sur une table d’opération chauffée pour maintenir la normothermie et procéder à l’induction du masque.
- Titrer le débit d’oxygène en fonction du poids de l’animal et du système anesthésique.
REMARQUE : Le débit d’oxygène doit être de 20 à 40 ml/kg. - Administrer de l’isoflurane à 4 % à 5 % et réduire à 3 % après 1 à 2 minutes.
- Évaluez la profondeur de l’anesthésie, assurez-vous que le porc n’a pas de réflexe de retrait en réponse à un stimulus nocif. Répétez toutes les 5 min.
REMARQUE : Si une réponse à la douleur est présente, augmenter le pourcentage d’administration d’isoflurane jusqu’à ce que la profondeur d’anesthésie appropriée soit atteinte. Voir l’étape 10 de cette section pour plus de détails sur l’analgésie d’entretien avec la kétamine et l’hydromorphone. Aucun paralytique n’est administré. Cela permet d’évaluer un réflexe de repli sur soi. Un pincement du nez est utilisé comme un stimulus nocif. - Intuber le porc une fois que la profondeur correcte de l’anesthésie est confirmée. Utilisez un laryngoscope à lame plate de 10 pouces et des tubes endotrachéaux de taille 9 ou 10 pour les porcs de 40 à 50 kg.
- Placez une sonde d’oxymètre de pouls sur la langue (de préférence) ou l’oreille et ciblez une saturation en oxygène supérieure à 90 %.
REMARQUE : La température est surveillée à l’aide d’une sonde nasale. Un coussin chauffant est utilisé pour maintenir la normothermie. - Pour maintenir l’anesthésie, ajustez le débit d’oxygène (20 à 40 ml/kg) et le débit de gaz inhalé (1 % à 3 %).
- Maintenez les réglages du ventilateur à une fréquence respiratoire de 12 à 30 respirations/min, à un téléviseur de 6 à 10 mL/kg, à une PEEP de 5 cmH 2 O et à une pression de pointe de 20 cm H2O.
REMARQUE : Un ventilateur à pression positive standard de type unité de soins intensifs est utilisé pour créer un système fermé pour l’anesthésie et la ventilation. Les signes vitaux sont surveillés en permanence et enregistrés à des intervalles de 15 minutes. Les ABG sont tirés toutes les 15 à 60 minutes, en fonction de la stabilité de l’animal. Bien que les téléviseurs soient ciblés jusqu’à 10 mL/kg, 6 à 8 mL/kg sont atteints. La figure 1 donne un aperçu schématique de la ventilation à pression négative (NPV)-ESLP pour le protocole de transplantation appliqué en laboratoire. - Rasez, lavez et préparez de manière aseptique le site d’incision à l’aide de povidone iodée.
REMARQUE : Après la sédation avec kétamine/atropine, le régime analgésique consiste à administrer 3 mg / kg de kétamine IV q 1 h (plage de 1 à 3 mg / kg selon les paramètres du patient) et de l’hydromorphone 0,05 mg / kg IM q 2 h via une ligne IV insérée par voie périphérique dans une veine de l’oreille. Toute durée plus longue entre les doses entraîne une réponse à la douleur paroxystique, telle qu’une fréquence cardiaque élevée et des schémas respiratoires / mouvements musculaires abdominaux anormaux.
2. Insertion de lignes veineuses et artérielles centrales
- Insérez une ligne centrale pour l’administration de liquide et d’héparine.
REMARQUE : L’administration totale de liquide IV est calculée à 1 mL/kg/h, et des bolus de liquide sont administrés PRN pour maintenir un MAP >60 mmHg. La ligne centrale est également utilisée pour administrer des stéroïdes, des antibiotiques, des vasopresseurs et des inotropes. Reportez-vous à la Figure 2A pour le positionnement de la ligne.- Préparez la peau à l’aide d’une solution de préparation à la povidone iodée et laissez-la sécher complètement. Utilisez l’électrocautérisation pour faire une incision médiane de 5 à 8 cm centrée sur la trachée et s’étendre crânienne à partir de l’encoche sternale.
- Divisez la peau et la graisse sous-cutanée à l’aide d’un cautérisation.
- Divisez le plan de la ligne médiane entre les muscles de la sangle, puis divisez les couches de tissu conjonctif pour identifier le faisceau intravasculaire carotidien gauche ou droit latéral à la trachée.
- Obtenir un contrôle proximal et distal de la veine jugulaire à l’aide d’attaches en soie (taille 2-0) comme boucles vasculaires.
- Attachez l’attache crânienne et rétractez-la vers le haut sur l’attache proximale pour contrôler le flux sanguin.
- Faites une petite incision dans la veine à l’aide de ciseaux Metzenbaum (voir le tableau des matériaux) pour accueillir une ligne centrale à deux orifices de 7 Fr (~1/3 de la circonférence du vaisseau).
- Simultanément, relâchez la tension sur l’anse du vaisseau proximal, canulez la veine, puis attachez-la pour fixer la canule dans la veine à une profondeur de 10 cm.
- Rincez la ligne avec de l’héparine, connectez-la à une ligne IV de solution saline normale à 0,9 % et administrez du liquide si le porc est épuisé par voie intravasculaire à cause de la déshydratation.
REMARQUE : L’héparine verrouille tous les ports inutilisés. - Administrer 500 mg de méthylprednisone et 1 g de céfazoline IV.
- Suivez les mêmes techniques pour canuler l’artère carotide commune à l’aide d’un cathéter artériel de 7 Fr pour une gestion précise de la pression artérielle.
3. Approvisionnement du poumon gauche
- Positionnez le porc dans une position de décubitus latéral droit.
- Réaliser une thoracotomie antérolatérale gauche (Figure 2).
- Préparez la peau à l’aide d’une solution de préparation à la povidone iodée et laissez-la sécher complètement. Marquez l’incision de thoracotomie (20 cm) à l’aide des points de repère suivants : utilisez la palpation pour identifier l’extrémité de l’omoplate gauche ; De même, identifiez le processus xiphoïde inférieur au sternum à la palpation. Connectez les deux comme illustré à la Figure 2B.
- Injecter un total de 10 mL de bupivacaïne à 0,25 % dans la ligne d’incision et deux espaces thoraciques au-dessus et au-dessous de l’incision.
- Utilisez l’électrocautérisation pour disséquer la peau, les couches sous-cutanées et les couches musculaires. Le grand dorsal doit être divisé. Identifiez la côte immédiatement en dessous de l’incision et cautérisez sur le dessus de la côte pour exposer les muscles intercostaux tout en évitant le faisceau neurovasculaire intercostal.
- Utilisez un hémostatique anti-moustique pour perforer les muscles intercostaux immédiatement au-dessus de la côte, puis palpez l’intérieur de la poitrine à l’aide d’un doigt. Repoussez le poumon à l’aide d’une succion de Yankauer ou d’un doigt (voir le tableau des matériaux) pendant que vous cautérisez le long du bord supérieur de la côte pour prolonger la thoracotomie.
- Étendez la thoracotomie vers l’avant jusqu’à 1 pouce du sternum. Prolongez la thoracotomie vers l’arrière jusqu’aux muscles paraspinaux.
- Insérez un écarteur sternal de Cooley (voir le tableau des matériaux) pour ouvrir la thoracotomie en largeur (10 cm) (figure 2C). Rétracter le poumon pour exposer la veine hémi-azygote gauche (Figure 2D).
- Disséquer la veine hémiazygos gauche à l’aide de ciseaux Metzenbaum et d’un fin Lauer. Encerclez le récipient avec des attaches de soie, puis ligaturez-le et transectez-le (figure 2E). Gardez un lien en soie sur le moignon proximal pour plus de contrôle.
REMARQUE : Lauer est une pince à angle droit ou une pince cœliaque utilisée pour la dissection tissulaire. - Disséquez l’artère pulmonaire gauche (AP) et les veines pulmonaires gauches (PV). Encerclez les nervures dans des liens de soie pour les contrôler (figure 2F).
REMARQUE : Les PV supérieurs sont très petits et sont ligaturés de suture à leurs points de branche ou à leur tronc commun, en fonction de l’anatomie individuelle. La bronche du tronc principal gauche est profonde jusqu’à l’AP et l’oreillette gauche, de sorte qu’il arrive parfois qu’elle ne puisse pas être disséquée facilement tant que l’artère et les veines n’ont pas été serrées et transectées (Figure 2G). - Administrer 5000 unités d’héparine IV 5 min avant de clamper le PA.
REMARQUE : L’héparine 5000 unités IV est également administrée 5 minutes avant de déserrer le PA. Pour chaque heure qui suit, 1000 unités d’héparine IV sont administrées. - Clampez individuellement l’AP (pince croisée de DeBakey), la veine pulmonaire inférieure gauche (pince de Satinsky) et la bronche gauche (pince de Potts Spoon) (voir le tableau des matériaux). Diminuer le volume courant à 5 mL/kg une fois que la bronche gauche est serrée.
- Transectez l’AP, la veine pulmonaire inférieure gauche et la bronche gauche. Laissez au moins 0,5 cm de brassard en tissu à coudre. Divisez le ligament pulmonaire inférieur gauche et retirez le poumon gauche.
REMARQUE : Le poumon gauche peut être jeté ou conservé pour l’histologie de contrôle.
4. Terminaison de l’ESLP, division du poumon gauche et rinçage avec une solution d’électrolyte
- Fixez le tube de ventilation à l’inspiration maximale, terminez la perfusion et la ventilation et débranchez les poumons de l’appareil ESLP.
- Pesez les poumons pour déterminer l’ampleur de la formation d’œdème.
REMARQUE : L’œdème est un gonflement des tissus dû à l’accumulation d’un excès de liquide. - Prélevez une biopsie tissulaire du lobe accessoire, divisez-le en trois morceaux égaux et placez un morceau dans chacun des éléments suivants : gel à température de coupe optimale (OCT), formol et congélation rapide dans de l’azote liquide.
REMARQUE : Cette étape est généralement suivie dans le laboratoire de l’auteur. Les échantillons sont ensuite stockés en vue d’analyses ultérieures : les échantillons OCT et surgelés sont conservés dans un congélateur à -80 °C, et les échantillons stockés dans le formol sont placés dans un récipient correctement scellé et conservés dans des réfrigérateurs à 4 °C. Les détails du protocole spécifique de l’ESLP et de l’analyse tissulaire sont publiés ailleurs16. - Séparez le poumon gauche du donneur du poumon droit. Laisser 1 cm de PA du donneur, 1 cm de bronche du donneur et un brassard LA du donneur adéquat (~0,5 cm de circonférence) à coudre au LA du receveur (Figure 2H). Laisser les PV inférieures gauche et supérieures gauches en continuité avec la paroi LA donneuse pour faciliter les anastomoses ultérieures.
- Pesez le poumon gauche.
- Canulez l’AP laissée par le donneur à l’aide d’une ventouse reliée à une ligne intraveineuse et rincez 500 mL de solution de préservation d’électrolytes extracellulaires, à faible teneur en potassium, à base de dextran, antérograde à travers le système vasculaire pulmonaire. Fixez la canule dans le PA avec un lien de soie pendant la chasse d’eau et relâchez-la lorsque la chasse d’eau est terminée.
REMARQUE : Les étapes mentionnées se rapportent à l’appareil ESLP spécifique utilisé pour ce travail et peuvent ne pas être directement applicables à d’autres appareils.
5. Transplantation du poumon gauche
- Insérez le poumon du donneur dans la poitrine du receveur, en commençant par le lobe inférieur. Ne forcez pas le poumon à se mettre en place.
REMARQUE : Il peut être nécessaire de soulever la cage thoracique inférieure vers le haut pour accueillir le poumon du donneur en serrant l’écarteur sternal. Idéalement, le receveur pèse quelques kilogrammes de plus que le donneur pour faciliter l’appariement de la taille. - Effectuez d’abord l’anastomose bronchique à l’aide de prolène 4-0 sur une aiguille TF (Figure 2I).
REMARQUE : Une anastomose de bout en bout en cours fonctionne bien. Coupez tout excès de longueur des deux extrémités anastomotiques avant de coudre pour éviter les plis causés par les tissus redondants. - Effectuez l’anastomose LA en second avec du prolène 6-0 sur des aiguilles BV-1 en utilisant une anastomose de bout en bout en cours d’exécution. Encore une fois, coupez l’excès de tissu pour éviter de le plier.
REMARQUE : Le LA est friable et bénéficie de la petite aiguille BV-1. Des morsures horizontales sur le donneur peuvent être nécessaires pour acheter un tissu adéquat et corriger la taille incompatible causée par la couture du VPI et du VPS du donneur à l’ouverture du VPI/LA du receveur. - Incorporer les SPV du donneur dans l’anastomose inférieure de la PV et de la LA pour permettre le drainage veineux du lobe pulmonaire supérieur gauche (Figure 2J).
REMARQUE : Les veines pulmonaires supérieures (SPV) de la branche ont un diamètre inférieur à 0,5 cm. Le tronc commun du SPV est de longueur variable et n’est pas systématiquement présent, ce qui fait de l’anastomose directe entre le donneur et le receveur une mauvaise option. - Complétez l’anastomose PA avec du prolène 6-0 sur des aiguilles BV-1 à l’aide d’une anastomose de bout en bout en cours d’exécution. Encore une fois, coupez l’excès de tissu pour éviter de le plier.
- Retirez la pince bronchique et augmentez les téléviseurs jusqu’à l’objectif de 10 mL/kg.
- Confirmer l’héparinisation, administrer un décalage potassique (40 mg de furosémide, 10 unités d’insuline, 100 mL de solution de dextrose à 25 %), ouvrir partiellement la pince PA, désaérer et attacher la suture PA. Relâchez complètement la pince PA après 10 min.
- Pendant ce temps, désaérez le LA, attachez les sutures et retirez la pince LA.
- Prélever un gaz sanguin de reperfusion à partir du cathéteau central et une biopsie tissulaire de reperfusion à partir du lobe moyen gauche.
REMARQUE : Pour effectuer une biopsie tissulaire, utilisez une cravate en soie de taille 0 pour encercler une partie de 1 cm de l’apex du lobe moyen, attachez-la pour piéger le tissu, puis coupez la partie isolée avec des ciseaux Metzenbaum. Divisez la biopsie en trois portions égales et gérez comme décrit précédemment. - Effectuer une bronchoscopie des poumons gauche et droit pour évaluer l’anastomose bronchique et les sécrétions d’aspiration. Insérez un bronchoscope dans la sonde endotrachéale à l’aide d’un raccord adaptateur.
- Connectez la lunette à l’aspiration. Faites avancer le bronchoscope dans la bronche gauche. Inspecter l’anastomose bronchique (Figure 2N). Faites descendre la lunette le long des bronchioles et aspirez tout liquide. Répétez l’opération sur le côté droit.
REMARQUE : Ne laissez pas la saturation en oxygène descendre en dessous de 90%. Si les saturations tombent en dessous de ce niveau, retirez l’endoscope et laissez le racleur récupérer quelques minutes de ventilation ininterrompue.
- Connectez la lunette à l’aspiration. Faites avancer le bronchoscope dans la bronche gauche. Inspecter l’anastomose bronchique (Figure 2N). Faites descendre la lunette le long des bronchioles et aspirez tout liquide. Répétez l’opération sur le côté droit.
- Insérez une sonde thoracique malléable de 20 Fr (Figure 2L), fermez la thoracotomie en trois couches (Figure 2M) et mettez le porc en position couchée dès que les gaz du sang artériel (ABG) sont stables (Figure 2O).
- Surveiller le porc pendant 4 h en position couchée. Effectuez une analyse ABG toutes les 30 min. Administrer 1000 unités d’héparine toutes les heures après reperfusion.
- Prélever un échantillon de sang de 10 ml toutes les heures pour la centrifugation et l’analyse des marqueurs inflammatoires par dosage immuno-enzymatique (ELISA)16.
REMARQUE : Les paramètres de centrifugation sont détaillés plus loin.
- Prélever un échantillon de sang de 10 ml toutes les heures pour la centrifugation et l’analyse des marqueurs inflammatoires par dosage immuno-enzymatique (ELISA)16.
6. Évaluation du poumon gauche isolé
- Positionnez le porc en décubitus dorsal et préparez à nouveau le sternum à l’aide d’une solution de préparation à la povidone iodée. Effectuer une sternotomie médiane pour l’évaluation finale du poumon gauche isolé (Figure 2P).
- Ouvrez la plèvre gauche à l’aide de ciseaux de Metzenbaum et effectuez une biopsie tissulaire du lobe inférieur gauche comme décrit précédemment (NOTE à l’étape 5.9).
- Ouvrez la plèvre du lobe accessoire et disséquez la veine commune à l’aide de ciseaux Metzenbaum.
REMARQUE : Celui-ci sera serré plus tard. - Prélever un échantillon de sang de l’anastomose de Los Angeles à l’aide d’une aiguille de 21 G. Dirigez l’aiguille vers les veines pulmonaires gauches et éloignez-la de l’oreillette gauche commune ou du tronc du lobe accessoire.
- Ouvrez la plèvre droite pour créer de l’espace pour les pinces hilaires droites (voir le tableau des matériaux). Disséquer le ligament pulmonaire inférieur droit jusqu’au hile. Assurez-vous qu’une pince peut être placée autour du hile en haut, en bas et en avant.
REMARQUE : Cela garantit que le hile est occlus et que toute l’oxygénation dépend du poumon gauche. Le poumon droit ne se ventilera pas à ce moment-là, ce qui devrait être évident par une absence de gonflage/dégonflage avec les respirations du ventilateur. Le lobe inférieur droit peut être soulevé hors de la poitrine pour ce faire. - Clampez la veine du lobe accessoire à l’aide d’une pince transversale aortique DeBakey (voir le tableau des matériaux) pour obstruer tout drainage du lobe accessoire dans le LA (Figure 2Q).
- Clampez le hilium droit et prélevez les échantillons de sang en série suivants de l’anastomose PV gauche avec une aiguille de 21 G dirigée vers le poumon gauche : 0 min, 1 min, 2 min, 5 min et 10 min après le clampage.
REMARQUE : Cinq échantillons sont prélevés pour surveiller toute tendance de la pression partielle d’oxygène (PaO2) (Figure 2R). La PaO2 doit rester relativement stable pour représenter une fonction pulmonaire gauche correcte. Cinq échantillons permettent également d’assurer une évaluation de la qualité en cas de problème de coagulation des échantillons ou de problème avec l’analyse ABG. - Transectez les anastomoses et retirez le poumon gauche. Transect l’IVC pour accélérer l’euthanasie sous anesthésie par exsanguination.
REMARQUE : La durée totale de l’anesthésie pour le porc receveur est de 8 h. - Pesez le poumon du donneur pour évaluer la formation d’un œdème et inspectez-le pour en vérifier l’aspect général. Inspectez le PA, les bronches et le ballonnet LA pour détecter des signes de caillot ou d’autre pathologie dans le poumon du donneur et le médiastin receveur.
- Effectuer les analyses de gaz finales, centrifuger les échantillons de perfusat et stocker les biopsies tissulaires comme décrit précédemment (NOTE à l’étape 4.3).
REMARQUE : Les paramètres de centrifugation sont les suivants : 112 x g, 9 accélération, 9 décélération, 4 °C et durée de 15 minutes.
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Résultats
Tous les résultats sont dans le contexte de 4 h de reperfusion après 12 h de NPV-ESLP16. Lors de l’explantation pulmonaire, il y a plusieurs résultats cliniques à anticiper (Figure 3). En règle générale, le porc restera hémodynamiquement stable après une explantation réussie du poumon gauche, mais peut nécessiter une perfusion à faible dose de phényléphrine (gamme de doses : 2-10 mg/h) en raison d’une réponse vasodilatatrice à la chirurgie. La fréquence cardiaque doit...
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Discussion
Plusieurs étapes chirurgicales critiques sont impliquées dans ce protocole, et un dépannage est nécessaire pour assurer le succès de la transplantation et de l’évaluation pulmonaire. Les poumons porcins juvéniles sont incroyablement délicats par rapport aux poumons humains adultes, de sorte que le chirurgien opératoire doit être prudent lorsqu’il manipule des poumons porcins. Cela est particulièrement vrai après un cycle de 12 heures d’ESLP, car l’organe aura pris du volume de liquide et sera susceptible d’être blessé pa...
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Déclarations de divulgation
DHF détient des brevets sur la technologie et les méthodes de perfusion d’organes ex situ . DHF et JN sont les fondateurs et les principaux actionnaires de Tevosol, Inc.
Remerciements
Cette recherche est financée pour le compte de la Fondation Hospitalo-Universitaire.
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| ABL 800 FLEX Analyseur de gaz du sang | Radiomètre | 989-963 | |
| Filtre électrostatique adulte-pédiatrique HME - Petit | Covidien | 352/5877 | |
| Allison Lung Retractor | Pilling | 341679 | |
| Filtre artériel | SORIN GROUP | 01706/03 | |
| Backhaus Towel Clamp | Pilling | 454300 | |
| Albumine sérique bovine | MP biomedicals | 218057791 | |
| Biomedicus Pompe | Maquet | BPX-80 | |
| Bronchoscope | |||
| Colliers de serrage &ndash ; Blanc 12" | HUASU International | HS4830001 | |
| Chlorure de calcium | Fisher Scientific | C69-500G | |
| Cooley Écarteur sternal | Pilling | 341162 | |
| CUSHING GutschPince à pansement | Pilling | 466200 | |
| Debakey-Metzenbaum Dissection | Bouloching | 342202 | |
| Ciseaux | Pilling | 342202 | |
| DeBakey Peripheral Vascular Clamp | Pilling | 353535 | |
| Debakey Straight Vascular Tissue Pleps | Pilling | 351808 | |
| D-glucose | Sigma-Aldrich | G5767-500G | |
| Drop sucker | |||
| Tube endotrachéal 9.0mm CUFD | Mallinckrodt | 9590E | |
| Transducteur | de débitBIO-PROBE | TX 40 | |
| Pompe à perfusion | Baxter | AS50 | |
| Inspire 7 m Oxygénateur à membrane à fibres creuses | SORIN GROUP | K190690 | |
| Intercept Tubing Connector 3/8 » x 1/2 | Medtronic | 6013 | |
| Intercept Tubing 1/4 » x 1/16 » x 8'Medtronic | 3108 | ||
| Intercept Tubing 3/8 » x 3/32" x 6'Medtronic | 3506 | ||
| Laryngoscope | N/A | N/A | Sur mesure avec lame de 10 pouces |
| Metzenbaum Ciseaux de dissection | Pilling | 460420 | |
| Réservoir de dioxyde de carbone médical | Praxair | 5823115 | |
| Réservoir d’oxygène médical | Praxair | 2014408 | |
| Réservoir d’azote médical | Praxair | NI M-K | |
| Mosquito | Clamp Pilling | 181816 | |
| Harken Auricle Clamp | |||
| Organ Chamber | Tevosol | ||
| PlasmaLyte A | Baxter | TB2544 | |
| Poole Suction Tube | Pilling | 162212 | |
| Potassium Phosphate | Fischer Scientific | P285-500G | |
| PERFADEX Plus | XVIVO | 19811 | |
| Satinsky | Clamp Bouloching | 354002 | |
| Scale | TANITA | KD4063611 | |
| Membrane de support en silicone | Tevosol | ||
| Bicarbonate | de sodium Sigma-Aldrich | 792519-1KG | |
| Chlorure de sodium 0.9 % | Baxter | JB1324 | |
| Sorin XTRA Cell Saver | SORIN GROUP | 75221 | |
| Scie sternale | Stryker | 6207 | |
| Dispositif d’électrocautérisation chirurgicale | Kls Martin | ME411 | |
| Transducteur de pression TruWave | Edwards | VSYPX272 | |
| Cathéter veineux central à deux lumières 7fr X2 | Arrowg+ard | CS-12702-E | |
| Vorse Tubing Clamp | Bouloching | 351377 | |
| Willauer-Deaver Retractor | Pilling | 341720 | |
| Yankauer Tube | d’aspiration Pilling | 162300 | |
| 0 ETHIBOND Vert 1X36 » Endo Loop 0 | ETHICON | D8573 | |
| 0 PDS II CP-1 2x27 » | ETHICON | Z467H | |
| 1 VICRYL MO-4 1x18" | ETHICON | J702D | |
| 2-0 SOIE Noir 12 » x 18 » Brins | ETHICON | SA77G | |
| 4-0 PROLENE Bleu TF 1x24 » | ETHICON | 8204H | |
| 6-0 PROLENE Bleu BV 2x30" | ETHICON | M8776 | |
| calibre 21 |
Références
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