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Article de méthode

Compétences microchirurgicales pour établir une canulation veineuse jugulaire permanente chez le rat pour le prélèvement sanguin en série d’un médicament administré par voie orale

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DOI :

10.3791/63167

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14 décembre 2021

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1Xi'an Key Laboratory of Stem Cell and Regenerative Medicine, Institute of Medical Research, Northwestern Polytechnical University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Des techniques microchirurgicales détaillées sont démontrées pour établir un modèle de canulation de la veine jugulaire à plus long terme pour la collecte séquentielle de sang chez le même animal. Les paramètres physiologiques et hématologiques ont été surveillés pendant la phase de récupération du rat. Ce modèle a été appliqué pour étudier la pharmacocinétique du polyphénol administré par voie orale sans induire de stress animal.

Résumé

Le prélèvement sanguin chez de petits animaux de laboratoire est nécessaire pour l’optimisation du plomb pharmaceutique, mais peut causer beaucoup de dommages et de stress aux animaux de laboratoire, ce qui pourrait potentiellement affecter les résultats. La canulation veineuse jugulaire (JVC) chez le rat est un modèle largement utilisé pour la collecte répétée de sang, mais nécessite une formation adéquate des compétences chirurgicales et des soins aux animaux. Cet article détaille les procédures microchirurgicales pour établir et maintenir un modèle permanent de rat JVC avec un accent particulier sur le placement et l’étanchéité de la canule jugulaire. L’importance de surveiller les paramètres physiologiques (p. ex., le poids corporel, la nourriture et la consommation d’eau) et hématologiques a été soulignée avec des résultats présentés pendant 6 jours après la chirurgie pendant le rétablissement du rat. Le profil concentration-temps médicament-plasma de l’acide phénol ellagique naturel administré par voie orale a été déterminé dans le modèle de rat JVC.

Introduction

L’acquisition répétée d’échantillons de sang de petits animaux de laboratoire, tels que des rongeurs, des cochons d’Inde et des lapins, est un aspect important pour l’optimisation du plomb pharmaceutique et pour réduire le nombre d’animaux utilisés dans la recherche 1,2. Le pipeline de développement de nouveaux outils de diagnostic et de la formulation de médicaments (par exemple, un vaccin) nécessite l’accès à différents volumes de sang afin d’évaluer leur robustesse et leur performance in vivo, tels que la pharmacocinétique (PK), la toxicité et la sensibilité 3,4,5.

L’approche de laboratoire pour le prélèvement d’échantillons de sang est généralement classée en deux types, chirurgical et non chirurgical6. L’approche non chirurgicale est relativement facile à comprendre pour le chercheur, qui comprend des techniques courantes, telles que la ponction cardiaque, la ponction des sinus orbitaux et le saignement de la veine saphène et de la veine caudale. Le prélèvement sanguin multiple est possible par certaines méthodes non chirurgicales, mais le volume de l’échantillon est faible et peut causer des plaies physiques et un stress psychologique aux animaux1. D’autre part, l’approche chirurgicale est une alternative préférée à la ponction veineuse répétée, et elle implique la mise en place d’une canule temporaire ou permanente dans les vaisseaux sanguins des animaux 7,8,9. Le grand volume sanguin pourrait être retiré à plusieurs reprises à travers la canule chez les rats conscients tout en évitant le stress et la douleur dus à la technique de manipulation, à la retenue et à l’anesthésie 7,8,10,11. Cependant, l’implantation de la canule nécessite un chercheur expérimenté avec une formation adéquate afin de recueillir avec succès le sang.

La collecte de sang par canulation veineuse jugulaire (JVC) chez le rat est la méthode la plus largement utilisée pour étudier le médicament PK 6,10,12,13. Pourtant, l’établissement du modèle de rat JVC nécessite une pratique minutieuse des compétences microchirurgicales et une connaissance des soins et de l’entretien postchirurgicaux. En particulier, après la chirurgie, le rat a besoin de l’administration d’analgésiques et d’un temps de récupération suffisant pour atteindre un état physiologique stable pour d’autres expériences 13,14,15. Bien que le gain de poids corporel (c.-à-d. >10 g) soit un indicateur valide et couramment appliqué pour le rétablissement du rat, il n’est pas rare que les rats meurent subitement après l’opération en raison de la déshydratation, de l’infection et de l’inflammation, ce qui pourrait être subtil à remarquer au débutprécoce 14,15. De plus, l’obstruction du cathéter dans le modèle JVC reste un problème lors de la collecte de sang.

Le présent protocole a démontré en détail les procédures microchirurgicales pour JVC chez un rat anesthésié avec un accent particulier sur l’identification, l’isolement et la canulation de la veine jugulaire. L’importance de la surveillance physiologique et hématologique des rats pendant la phase de récupération est soulignée. Enfin, des échantillons de sang en série ont été prélevés à travers le cathéter veineux pour étudier la PK de l’acide ellagique phénolique naturel administré par voie orale avec une faible biodisponibilité (c.-à-d. une faible concentration systémique) afin de vérifier le modèle de rat JVC.

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Protocole

Les procédures décrites ci-dessous ont été effectuées dans le cadre d’un protocole approuvé par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux de la Northwestern Polytechnical University (no 202101117).

1. Préparation préopératoire (la veille de la chirurgie)

REMARQUE: Solutions requises: solution saline normale (0,9% p / v de chlorure de sodium), solution saline héparinisée (1% p / v d’héparine sodique), solution de verrouillage de cathéter, anti-inflammatoire non stéroïdien (AINS), comme la solution de méloxicam (2 mg / mL).

  1. Préparation de la solution
    1. Aliquote 200 μL de solution de verrouillage de cathéter préemballée dans un tube de microcentrifugation stérile de 1,5 mL.
      REMARQUE: La solution de verrouillage du cathéter est composée d’une solution saline héparinisée (0,4% v / v d’héparine sodique) mélangée à du glycérol (v / v, 1: 1).
    2. Mélanger 1 g d’héparine sodique dans 100 mL de solution saline normale pour préparer une solution saline héparinisée à 1 %.
    3. Dissoudre le méloxicam dans une solution saline normale pour préparer une solution de concentration de 2 mg / mL pour le soulagement de la douleur postopératoire.
      REMARQUE: La solution saline héparinisée préparée et la solution de méloxicam sont filtrées à travers un filtre de 0,22 μm. Toutes les solutions sont stérilisées et stockées à 4°C pour une utilisation future.
  2. Instruments et matériaux chirurgicaux
    1. Emballez tous les outils chirurgicaux propres dans une pochette et collez-les avec un morceau de ruban de stérilisation autoclave. Reportez-vous à la figure 1A pour connaître les instruments chirurgicaux spécifiques utilisés.
    2. Autoclaver la poche chirurgicale à 121 °C pendant 30 min pour une utilisation le lendemain.
  3. Préparation des animaux
    1. Avant la chirurgie, hébergez tous les rats mâles Sprague-Dawley (SD) dans la salle des animaux standard avec une température contrôlée à 22 ± 1 ° C. Nourrissez-les avec la nourriture de laboratoire standard et de l’eau ad libitum pendant au moins 7 jours.
      REMARQUE: Les rats mâles et femelles peuvent être utilisés pour le modèle JVC, et leur âge et leur poids corporel typiques varient de 9 à 14 semaines et de 294 ± 57 g, respectivement.
    2. Anesthésier le rat avec 3% -3,5% d’isoflurane mélangé à de l’oxygène dans une chambre de pré-anesthésie. Déterminez si le rat devient inconscient par l’absence de réponse au pincement des pieds.
    3. Retirez doucement le rat, placez le nez du rat dans un embout anesthésique fournissant 2% à 2,5% d’isoflurane.
    4. En position ventrale et dorsale, retirez soigneusement la fourrure autour de son épaule droite et des zones postérieures du cou avec une crème dépilatoire et un rasoir pour animaux de compagnie. Remettez le rat dans la cage pour qu’une intervention chirurgicale soit effectuée le lendemain.

2. Avant la chirurgie le jour même

  1. Préparer le poste de travail aseptique
    1. Vaporisez 75% d’alcool médical pour désinfecter la zone d’opération, puis placez le coussin chauffant recouvert d’un coussin propre. Réglez la lampe LED avec une source de lumière froide à côté du poste de travail.
    2. Préchauffez les solutions requises (étape 1.1) à température ambiante.
    3. Remplir 0,6 mL de solution saline héparinisée et 0,15 mL de solution de verrouillage de cathéter dans deux seringues stériles à pointe émoussée de 1,0 mL, respectivement. Prélever 2,5 mL de la solution saline normale à l’aide d’une seringue stérile de 5,0 mL.
    4. Tremper les boules de coton dans 75% d’alcool médical. Presser l’excès d’éthanol avant utilisation.
    5. Pesez et enregistrez le poids corporel du rat.

3. Pendant la chirurgie

  1. Préparation chirurgicale
    1. Portez le manteau chirurgical, les gants stériles et le masque facial. Ensuite, ouvrez la poche chirurgicale stérilisée, laissez tous les outils chirurgicaux dans de l’alcool médical à 75% et séchez-les avant utilisation.
  2. Isolement de la veine jugulaire
    REMARQUE: La durée de fonctionnement estimée pour cette pièce est de 10 min.
    1. Anesthésiez le rat prêt à la chirurgie et rasé avec 3% à 3,5% d’isoflurane mélangé à de l’oxygène dans une chambre d’induction et déterminez si le rat devient inconscient par l’absence de réponse au pincement du pied.
    2. Placez le nez du rat dans le nez fourni avec 2% -2,5% d’isoflurane pour maintenir l’anesthésie.
    3. Injecter par voie sous-cutanée (s.q.) une solution de méloxicam à une dose de 2 mg/kg.
      REMARQUE: Assurez-vous de sélectionner des analgésiques qui n’interagissent pas avec le composé médicamenteux d’intérêt dans l’étude de pharmacocinétique.
    4. À l’aide de ruban adhésif, retenez les avant-bras du rat en position ventrale de chaque côté de la plate-forme chirurgicale.
    5. Frottez doucement la zone chirurgicale en alternant entre des boules de coton imbibées d’alcool médical à 75% et un gommage à base d’iode pour un total de trois fois.
    6. Soulevez soigneusement la peau près de la clavicule sur le côté droit de la ligne médiane du cou avec une pince et faites une incision vers la poitrine d’environ 1,5 à 2,0 cm de longueur avec une paire de ciseaux chirurgicaux.
    7. Disséquez émoussé la fine couverture tissulaire avec des ciseaux à iris pour exposer la veine jugulaire inférieure. L’extrémité céphalique proximale de la veine jugulaire externe se compose de deux branches, qui peuvent être identifiées visuellement.
      REMARQUE: Selon l’âge et le sexe du rat, les tissus mous (par exemple, les glandes salivaires, les ganglions lymphatiques et les tissus adipeux) recouvrant la veine jugulaire varient. Par rapport aux jeunes rats, les vieux rats sont plus gros (p. ex., BW > 300 g) et ont donc besoin de plus de séparation tissulaire avant que la veine jugulaire ne soit visible.
    8. Soulevez la veine jugulaire avec ses tissus membraneux conjonctifs pour visualiser la glande lymphatique attachée à la veine jugulaire. Séparez soigneusement la veine le long de la direction vasculaire des muscles, de la graisse et d’autres tissus environnants.
    9. Poussez la pince sous la veine jugulaire sans endommager les vaisseaux sanguins collatéraux et passez deux morceaux de suture 6-0 sous la veine pour marquer les deux extrémités du vaisseau sanguin individuellement.
    10. Tirez un morceau de la suture aussi loin que possible vers la tête du rat et ligaturez la veine crâniennement avec 2-3 nœuds à l’aide d’une pince.
    11. Placez la deuxième ligature sur l’extrémité caudale de la veine avec 1 nœud lâche.
  3. Canulation veineuse jugulaire
    REMARQUE: La durée de fonctionnement estimée pour cette pièce est de 15 min.
    1. Ouvrez l’emballage contenant un cathéter en polyuréthane (PU) de 11 cm (I.D. 0,6 mm x O.D. 0,9 mm, Figure 1B) et fixez le cathéter à la seringue à pointe émoussée préparée remplie de solution saline héparinisée.
    2. Poussez lentement la solution saline héparinisée dans le cathéter pour éviter les bulles d’air.
    3. Poussez le côté plat non bout à bout de la pince sous la veine jugulaire pour sortir de l’autre côté. Faites une petite coupe en forme de V sur la veine près de la cravate crânienne avec une paire de micro-ciseaux castroviejo et ouvrez doucement l’incision avec la pointe de la pince dilatatrice du vaisseau du coude.
      REMARQUE: Rincez l’incision avec une solution saline normale préchauffée (37 ° C) si une petite quantité de sang jaillit.
    4. Découpez l’ouverture oblique de l’extrémité avant du cathéter de la veine jugulaire. Serrez l’extrémité oblique du tube avec une pince et faites-la glisser dans la veine jugulaire.
      REMARQUE: Cette étape peut nécessiter une autre personne pour faciliter le glissement du cathéter.
    5. Tout en avançant le cathéter, retirez lentement la pince microchirurgicale du coude et serrez la surface externe du vaisseau avec une pince.
      REMARQUE: Si le bon vaisseau sanguin est sélectionné et que l’extrémité du cathéter est glissée avec succès dans le vaisseau sanguin, l’ensemble du processus d’insertion du cathéter ne devrait pas ressentir de résistance à l’écoulement.
    6. Arrêtez d’insérer le cathéter lorsque vous frappez la première marque bleue du tube PU (Figure 1B), qui mesure environ 3,0 cm de long.
    7. Fixez le cathéter inséré à la veine avec des ligatures caudales et rostrales à l’aide d’une pince.
    8. Enfilez une suture 6-0 à travers le tissu exposé sur le côté droit de l’incision à l’aide d’une aiguille de suture (coupe incurvée 1/2, 12 mm) et attachez la ligature avec un hémostat.
    9. Pliez le cathéter à la deuxième marque bleue (figure 1B) pour qu’il se lie à la même ligature (à l’étape 3.3.8) et pour éviter d’obstruer le tube PU.
    10. Coupez tout le fil de suture supplémentaire et fermez le cathéter en remplaçant la seringue à pointe émoussée par un bouchon en acier inoxydable de 22 G.
  4. Extériorisation du cathéter
    REMARQUE: La durée de fonctionnement estimée pour cette pièce est de 10 min.
    1. Placez le rat en position dorsale et nettoyez doucement la zone entre les omoplates avec la boule de coton imbibée d’alcool médical à 75%.
    2. Faites une très petite incision au centre du cou dorsal avec des ciseaux chirurgicaux. À travers l’incision dorsale, guidez et poussez doucement le trochar sous la peau vers l’incision ventrale sur le côté droit du cou.
    3. Mettez le cathéter veineux dans le trochar, puis retirez et guidez le cathéter veineux vers l’incision dorsale.
    4. Fixez le cathéter extériorisé dans la couche musculaire de la même manière avec la suture (voir la procédure aux étapes 3.3.8 et 3.3.9).
    5. Fermez la couche cutanée des incisions ventrales et dorsales avec la suture en nylon 6-0 et l’aiguille de suture (coupe incurvée 3/8, 17 mm). Écouvillonnez toutes les incisions chirurgicales avec de l’iodophore.
      REMARQUE: Les pinces à plaies sont une méthode alternative pour fermer l’incision cutanée.
    6. Retirez le bouchon du cathéter en serrant le cathéter du bout des doigts. Placez une nouvelle seringue à pointe émoussée et retirez lentement la seringue pour tester le flux sanguin.
      REMARQUE: Étant donné que le rat est en position couchée, il se peut que l’on ne puisse pas obtenir d’échantillons de sang. Des échantillons de sang pourraient être obtenus en changeant de position latérale du corps.
    7. Tenez à nouveau le cathéter du bout des doigts et injectez 0,2 mL de solution saline héparinisée et 0,1 mL de solution de verrouillage dans le cathéter à l’aide de la seringue à pointe émoussée.
    8. Tenez le cathéter du bout des doigts et remplacez la seringue par un bouchon en acier inoxydable. Détachez le cathéter et enfoncez légèrement le bouchon pour assurer l’étanchéité du cathéter.

4. Soins post-chirurgicaux immédiats

  1. Récupérez le rat en position de décubitus dorsal en le mettant en cage individuellement avec de la litière fraîche en épi de maïs. Souvent, fournissez un coussin chauffant à température régulée pour maintenir la température corporelle centrale.
    REMARQUE: Pour le bien-être des animaux, laisser de la nourriture et de l’eau sur la literie est un moyen efficace de soulager la douleur causée par les mouvements du cou lorsque vous mangez et buvez.
  2. Enregistrez l’heure de fin de la chirurgie et surveillez le rat à des intervalles de 2 h pendant au moins 4 heures. Fournir une analgésie supplémentaire pour la récupération si le rat montre des signes de douleur ou de détresse.

5. Surveillance physiologique et hématologique pendant la phase de récupération

  1. Surveillez quotidiennement le poids corporel et la consommation de nourriture et d’eau et enregistrez les données.
  2. Pour recueillir un petit volume de sang frais pour un test hématologique, placez le rat dans un dispositif de retenue. Ouvrez le bouchon et insérez la seringue dans le cathéter PU veineux pour vous assurer que le cathéter n’est pas obstrué.
    REMARQUE: La collecte de sang a été effectuée à la même heure tous les jours pendant 6 jours consécutifs.
  3. Jetez le sang prélevé initialement, qui contient un mélange de sang, de solution saline héparinisée et de solution de verrouillage du cathéter.
  4. Utilisez une nouvelle seringue pour prélever 150 μL d’échantillon de sang frais et transférez l’échantillon de sang dans le tube de 0,5 mL contenant du K2EDTA (1,8 mg/mL de sang) séché par atomisation sur la paroi du tube.
    REMARQUE: Si le cathéter est bloqué, 0,2 mL de solution saline héparinisée peut être injecté dans le cathéter pour rincer le cathéter quelques minutes avant la prochaine heure de collecte de sang.
  5. Injecter une solution saline stérile dans le même volume pour compenser le sang prélevé. Injecter 150 μL de solution saline normale préchauffée (37 °C) et infuser 0,2 mL de solution saline normale héparinisée stérile à travers le cathéter.
  6. Injecter 100 μL de la solution de verrouillage dans le cathéter pour assurer l’étanchéité et la stérilité du cathéter avant le prochain prélèvement d’échantillons.
  7. Analysez les échantillons de sang dans les 2 heures suivant le prélèvement à l’aide d’un compteur de cellules sanguines automatisé.

6. Prélèvement sanguin répété pour les études pharmacocinétiques du médicament administré par voie orale

REMARQUE: Il est suggéré de recruter des rats ayant un gain de poids >10 g et un taux hématologique stable. Suivant le protocole actuel, les rats JVC ont eu besoin de 4 à 6 jours pour récupérer.

  1. Après 4-6 jours de chirurgie, jeûnez le rat pendant 12 h avec un accès libre à l’eau.
    REMARQUE: Selon l’objectif expérimental, le jeûne de l’animal est facultatif.
  2. Gavage oral du rat à jeun avec de l’acide ellagique bioactif phénolique naturel à une dose de 6 mg/kg avec une aiguille de gavage droite16.
  3. Prélever 200 μL d’échantillons de sang dans les tubes héparinisés via la canule de la veine jugulaire à des moments prédéterminés sur 24 heures après l’administration orale. Le processus de collecte de sang suit la procédure décrite à l’étape 5.5.
    REMARQUE: Le cathéter n’a pas besoin d’être fermé avec la solution de verrouillage jusqu’à ce que la collecte de sang soit terminée.
  4. Centrifuger immédiatement l’échantillon de sang à 3000 x g à 4 °C pendant 10 min.
  5. Analyser l’échantillon de plasma extrait par chromatographie liquide-spectroscopie de masse17,18.

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Résultats

Ce protocole a démontré en profondeur comment établir un modèle JVC à long terme en utilisant des compétences microchirurgicales pour la collecte de sang en série. La figure 1A montre les instruments chirurgicaux essentiels et le matériel utilisé pour effectuer la chirurgie. La spécification du cathéter PU avec trois marques bleues est également illustrée, ce qui est utile pour guider le chercheur à placer la canule veineuse à l’étape 3.3., comment utiliser les marques sur le cathét...

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Discussion

Maîtriser la technique de la canulation des navires nécessite une pratique importante et l’apprentissage de la leçon de chaque opération. Christakis et al. en utilisant l’analyse de somme cumulative (CUSUM), ont constaté qu’un chercheur doit pratiquer 200 rats sur une période d’un an avant d’être prêt pour l’évaluation PK des candidats médicaments20. Pourtant, le temps d’opération requis pour la canulation veineuse peut être considérablement réduit par le nombre de ratseffectués ...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail est soutenu par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (n ° 82003692) à R.X. Zhang; Meilleure bourse académique à l’Université polytechnique Northwestern à R. Miao.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Tube à essai de 0,5 mL contenant un anticoagulant EDTAXinkangN/Aprélevant des échantillons de sang pour un test d’hématologie
Seringue de 0,5 * 20 mm de 1,0 mLKLMEDICALN/A lavage ou remplacement du liquide par une solution saline
Seringue de 0,6 * 28,5 mm de 5,0 mLHDHD N/AInjection sous-cutanée
Seringue à bout émoussé de 1,0 mL (22G)skillsmodelS4-PKT22GInjecter la solution saline et prélever des échantillons de sang à l’aide d’un cathéter
Tube de microcentrifugation stérile de 1,5 mLAxygenMCT-150-C-SStocker une solution saline héparinée de cathéter et une solution de méloxicam
1,5 ; mL microcentrifugeusestubes BiosharpBS-15-Mprélèvement sanguin
1/2  ; cercle coupe 5*12 mm aiguille de suturecompétencesmodèleS4-FHZEnfiler la couche musculaire pour fixer le cathéter
3/8 coupe de cercle 7*17 mm aiguille de suturecompétencesmodèleS5-FHZSuture l’incision du cortex du rat
6-0 fil de suture en soie stérile non résorbableJUNSHENGN/Aligature
75 % d’alcool médicalHONGSONGN/ADésinfection
Ruban adhésifLIUTAIN/A positionnement du rat
Ruban de stérilisation autoclaveBiosharpBS-QT-028Marquer les articles stérilisés
Compteur automatisé de cellules sanguinesSysmexXN-550Test d’hématologie
Castroviejo micro ciseauxcompétencesmodelWA1010Couper l’ouverture dans le vaisseau sanguin
CentrifugeuseThermo Fisher Scientific75002402Préparation du plasma
Nettoyer le coussinQingjie N/APréparer la zone d’opération
Boules de cotonHCN/ADésinfection et stérilisation des plaies
Cotons-tigesBEITAGOGON/A
Désinfection Hémostat incurvéskillsmodelN/Aligature
DN50 Dispositif de contention de rats en acier inoxydableskillsmodelS4-RGDQ1Restreindre les mouvements des rats pour une utilisation facile
Acide ellagiqueAladdinE102710-25gphénol naturel pour administration orale
Pince semi-courbéeskillsmodel53072Soulever la couche musculaire et les tissus, isoler la veine jugulaire et attacher la suture
Coussin chauffantWarm mateN/Aempêchant la perte de chaleur de l’animal
Héparine sodiqueSolarbioH8060anticoagulant
IodophorXidebaoN/ANettoyer la plaie
Ciseaux à iriscompétencesmodel54002Séparation émoussée de la couche musculaire
IsofluraneRWDR510-22-16Lampe
LED d’anesthésieEMPERORFEELN/A ugery
Chromatographie liquide-spectroscopie de masseThermo Fisher ScientificVQF01-20001/ TSQ02-10002détection de la concentration de médicament dans le plasma
MéloxicamHongqiang N/AAnalgésique
Saline normaleKLN/APréparer la solution et protéger les vaisseaux sanguins de l’assèchement
Rasoir pour animaux de compagnieCodos3180Rasage de la fourrure
Solution saline tamponnée au phosphateZHHCPW012Préparation d’une solution d’acide ellagique
Cathéter PUCompétencesmodèleRJVC-PUCanulation de la veine jugulaire
Opération pour petits animaux Console d’anesthésieRWD68620Poste de travail
Opération Flacon pulvérisateurAutreN/APoste de travail aseptique
Bouchon en acier inoxydable (22G)compétencesmodèleS4-PKD22GBoucher le cathéter pour assurer son étanchéité
Compétences en trochar en acier inoxydablemodèleS$-PKDGZGuider l’extériorisation du cathéter
Solution de verrouillage stérileCompétencesmodèleSK-FBVerrouillage du cathéter pour assurer sa stérilité
Aiguille d’alimentation droitemodèleN/AGavage oral
Poche chirurgicaleBKMAMN/Arécipient pour la stérilisation des instruments chirurgicaux
Ciseaux chirurgicauxcompétencesmodèleJ21070Incision coupée sur la peau du rat
Dilatateur de vaisseau Pince équilibréecompétencesmodèleWA3020Élargir le vaisseau sanguin et guider la canule pour glisser
ZS-MV Appareil d’anesthésie pour petits animauxZSLab1057003induction et maintien de l’anesthésie

Références

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