Article de méthode

Un bioprocédé adsorbant améliore le rendement en mélanine de Pseudomonas stutzeri

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DOI :

10.3791/63339

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12 janvier 2022

 ,  , 
1Department of Chemical Engineering, National Institute of Technology, 2Department of Biotechnology, Manipal Institute of Technology

Dans cet article

Résumé

Nous présentons ici un protocole sur le bioprocédé adsorbant pour produire un produit biologique, en particulier un pigment qui inhibe sa propre biosynthèse et inhibe la croissance du micro-organisme qui le produit.

Résumé

Les mélanines sont des pigments naturels, et la présence d’un anneau indole et de nombreux groupes fonctionnels fait de la mélanine un choix idéal pour de nombreuses applications telles que les agents de protection UV, les soins de la peau, les cosmétiques, etc. Un Pseudomonas stutzeri marin produit de la mélanine sans ajout de tyrosine. L’inhibition de la rétroaction a été observée par la mélanine dans la culture d’une bactérie marine productrice de mélanine, Pseudomonas stutzeri. La mélanine a également démontré une inhibition de la croissance microbienne. L’analyse basée sur le modèle de Han-Levenspiel a identifié une inhibition de produit de type non compétitif de la mélanine sur la croissance cellulaire. L’enzyme tyrosinase, qui produit la mélanine, a été inhibée par la mélanine. Le double tracé réciproque de la réaction enzymatique en présence de différentes concentrations de mélanine a révélé une inhibition non compétitive du produit. Un bioprocédé adsorbant à base d’adsorbant a été mis au point pour réduire l’inhibition de la rétroaction par la mélanine. Différents adsorbants ont été examinés afin de sélectionner le meilleur adsorbant pour l’adsorption de la mélanine. La quantité et le temps de dosage ont été optimisés pour développer le bioprocédé adsorptif, ce qui a entraîné une augmentation de 8,8 fois de la production de mélanine par la bactérie marine Pseudomonas stutzeri (153 mg/L à 1349 mg/L) sans supplémentation en tyrosine et en extrait de levure.

Introduction

Les mélanines sont des composés polyphénoliques dont l’unité monomère est le cycle indole. Les mélanines sont responsables de la plupart des colorations noires, brunes et grises des plantes, des animaux et des micro-organismes1. Les mélanines les plus courantes sont les eumélanines, qui sont des pigments brun foncé ou noirs largement répandus chez les vertébrés et les invertébrés2. Les céphalopodes, les plantes et les microbes sont les principales sources de mélanine3. La mélanine obtenue à partir de micro-organismes présente plusieurs avantages par rapport à la mélanine des céphalopodes et des plantes. Ils ont une croissance rapide et ne posent aucun problème de variations saisonnières. Aussi, ils se modifient en fonction du milieu de croissance et des conditions de fonctionnement fournies. Compte tenu de tous ces faits, les sources microbiennes sont exploitées comme une source majeure de mélanine avec des applications commerciales potentielles 4,5,6. Guo et al. ont utilisé le recombinant Streptomyces kathirae SC-1 pour produire jusqu’à 28,8 g/L de mélanine dans un milieu optimisé7. Lagunas-Muñoz et al. Obtention d’environ 6 g/L de mélanine dans E. coli8 recombinant. Wang et al. ont obtenu environ 4,2 g/L de mélanine soluble après optimisation du milieu9. Les chercheurs ont également étudié les cultures marines pour produire de la mélanine. Kiran et al. ont produit de la mélanine à partir d’espèces marines de Pseudomonas 10. Kumar et al. ont isolé Pseudomonas stutzeri HMGM-7 à partir d’algues marines, qui produisaient de la mélanine dans un bouillon nutritif. Tous les producteurs de mélanine signalés ont besoin de suppléments moyens, d’extrait de levure et/ou de peptone pour la production de mélanine, ce qui peut entraver la mise à l’échelle du bioprocédé. Raman et al. ont étudié la production de mélanine à partir d’Aspergillus fumigatus AFGRD105, qui ne nécessitait pas d’additifs coûteux11.

Une bactérie marine connue sous le nom de Pseudomonas stutzeri, isolée d’algues, a été sélectionnée pour la production de mélanine. Ce micro-organisme ne nécessite pas de supplémentation supplémentaire en tyrosine et en extrait de levure pour la production de mélanine soluble et se développe dans des milieux à base d’eau de mer, réduisant ainsi l’empreinte eau potable et le coût moyen. Thaira et al. ont rapporté un bioprocédé optimisé utilisant de la farine de gâteau de noix de coco pour la production de nanopigments de mélanine à l’aide de cette bactérie marine dans une publication précédente12. La mélanine produite a été utilisée pour l’élimination très efficace des métaux lourds des nappes phréatiques synthétiques. Cependant, lors de l’optimisation du milieu, une inhibition plausible de la mélanine sur la croissance et la formation du produit a été identifiée. Par conséquent, dans ce protocole, l’inhibition par rétroaction de la mélanine est étudiée et quantifiée à l’aide du modèle généralisé de Han-Levenspiel. Un protocole de bioprocédé adsorbatif simple et efficace est développé pour réduire au maximum l’inhibition par rétroaction.

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Protocole

1. Croissance et maintien de la culture de Pseudomonas stuttzeri .

  1. Procurez-vous la bactérie Pseudomonas stutzeri auprès du MTCC Chandigarh (fournie sous forme d’ampoule lyophilisée).
    1. Désinfectez la surface de l’ampoule avec de l’alcool (70 %). Marquez l’ampoule près du milieu de la jauge et cassez à la zone marquée.
      REMARQUE : Des précautions doivent être prises lors de l’ouverture de l’ampoule car le contenu est sous vide. Prenez des précautions lorsque vous cassez l’ampoule, car une ouverture à pression attirera le bouchon de coton à une extrémité et une ouverture précipitée libérera les particules fines lyophilisées du microbe dans l’air.
    2. Retirez délicatement le bouchon de coton à l’aide d’une pince à épiler stérilisée et ajoutez 0,3 ml de bouillon Luria Bertani (LB) dans l’ampoule. Laisser reposer 30 min.
    3. Inoculer 100 μL de la suspension à 10 mL de bouillon LB (dans une fiole conique de 100 mL) et le placer dans l’agitateur de l’incubateur à 180 tr/min maintenu à 37 °C. Transférez simultanément 100 μL de la suspension dans la gélose solide LB et épandez-la pour obtenir des colonies isolées. Incuber à 37 °C pendant la nuit.
  2. Une fois que la culture a poussé, conservez-les à 4 °C.
  3. Faites une sous-culture toutes les 4 semaines en striant une colonie sur une plaque de gélose LB fraîche et en incubant la plaque à 37 °C pendant une nuit pour que les colonies apparaissent.

2. Études d’inhibition de la mélanine sur la croissance et l’activité enzymatique

  1. Préparez le milieu de culture en ajoutant 51,4 g/L de glucose, 49,8 g/L de tourteau de noix de coco, 0,09 g/L, 0,03 g/L et 0,05 g/L de CuSO4, FeSO4 et MgSO4, respectivement, dans de l’eau de mer artificielle (Table des matières). Effectuez toutes les expériences dans une fiole agitée de 250 mL avec un volume de remplissage de 15 mL à 200 tr/min, 37 °C et un pH initial de 7.
  2. Ajouter différentes concentrations de mélanine (100 mg/L, 200 mg/L, 500 mg/L et 1000 mg/L) dans chaque milieu de culture au début du bioprocédé.
  3. Mesurer le taux de croissance spécifique, l’activité enzymatique des cellules et la mélanine à différents intervalles de temps du bioprocessus pour chaque concentration de mélanine ajoutée (section 3.2).

3. Modélisation de la cinétique d’inhibition de la mélanine

  1. Utilisez l’équation généralisée suivante de Han et Levenspiel13 pour modéliser la cinétique d’inhibition de la production de mélanine,
    figure-protocol-1 (1)
    Où
    μ = taux de croissance spécifique apparent (1/h)
    μmax = taux de croissance spécifique maximal (1/h)
    p = concentration du produit (g/L)
    p *= concentration critique du produit à laquelle la croissance cesse (g/L)
    s = concentration du substrat (g/L)
    m,n = paramètres
    L’équation ci-dessus peut être réécrite comme suit :
    figure-protocol-2 (2)
    Où
    figure-protocol-3 (3)
    et figure-protocol-4 (4)
    L’équation ci-dessus peut être réarrangée en un double tracé réciproque de 1/μ en fonction de 1/s, comme indiqué ci-dessous
    figure-protocol-5 (5)
  2. Tracez une ligne droite en utilisant les données de différents taux de croissance spécifiques et concentrations de substrat à l’aide de l’équation ci-dessus. L’ordonnée à l’origine sur l’axe des Y et des X, respectivement, donne μmax et Ks, qui peuvent être substitués respectivement dans les équations 3 et 4 pour obtenir μobs et Kobs.
    L’équation (3) peut s’écrire comme suit :
    figure-protocol-6 (6)
  3. Calculez le taux de croissance spécifique de la culture cultivée à l’étape 2.2 et nommez-le comme μobs.
  4. Utilisez la valeur du taux de croissance spécifique obtenue à l’étape 3.3 de l’équation (6). Ajustez les données à une équation linéaire et calculez la pente et l’ordonnée à l’origine.
  5. Utilisez l’équation (3) pour calculer le taux de croissance spécifique maximal en l’absence de mélanine.

4. Développement du bioprocédé adsorbant

  1. Effectuez toutes les expériences dans une fiole agitée de 250 mL avec un volume de remplissage de 15 mL à 200 tr/min, 37 °C et un pH initial de 7.
  2. Réaliser le bioprocédé optimisé final dans un bioréacteur à réservoir agité de 5 L avec un volume de remplissage de 3 L. Maintenez le pH de la culture entre 7 et 7,5 et l’oxygène dissous entre 50 % et 60 % de la saturation dans les études sur le bioréacteur.

5. Sélection du meilleur adsorbant parmi les différents adsorbants disponibles

  1. Ajoutez différents adsorbants tels que l’alumine, la zéolite, la célite, la terre à foulon et le charbon actif dans différents flacons contenant le bouillon de culture.
  2. Ajouter chaque adsorbant séparément à une concentration de 1 g/L au bouillon de culture et le conserver dans un agitateur rotatif à 150 tr/min pendant 12.
  3. Séparer les adsorbants par centrifugation à 5000 x g pendant 10 min et mesurer l’absorbance du surnageant à 400 nm à l’aide d’un spectrophotomètre.
  4. Sélectionnez l’adsorbant qui adsorbe le maximum de mélanine du bouillon de culture.

6. Effet du temps de dosage de l’adsorbant

  1. Démarrez le bioprocessus et ajoutez l’adsorbant pour obtenir l’adsorption la plus élevée de mélanine de la culture (sélectionnée après la section 5). La concentration choisie à l’étape initiale est de 1 g/L.
  2. Mesurer la production maximale de mélanine selon le protocole12 précédemment publié.
  3. Répétez l’étape 6.1 en ajoutant l’adsorbant 12 h après le début du bioprocédé et mesurez la production de mélanine à différents moments du bioprocédé.
  4. Répétez l’étape 6.3 en ajoutant l’adsorbant après 24 h, 36 h et 48 h du début du bioprocédé.
  5. Comparez la mélanine produite dans chaque cycle de bioprocédé et identifiez le meilleur moment de dosage pour une production et une récupération maximales de mélanine.

7. Effet de la quantité de dose d’adsorbant

  1. Ajouter différentes concentrations du meilleur adsorbant (0,5, 1, 2, 4, 6, 8 et 10 g/L) aux cultures au moment indiqué à la section 6.
  2. Récolter le bioprocédé par centrifugation à 5000 x g pendant 10 min.
  3. Recueillir le surnageant et calculer la quantité de mélanine en mesurant l’absorbance à 400 nm.
  4. Lavez la pastille contenant l’adsorbant deux fois chacune avec de l’eau distillée et de l’éthanol pour éliminer les cellules et autres composés attachés à l’adsorbant. Effectuer l’étape de lavage par centrifugation à 5000 x g pendant 10 min.
  5. Ajoutez une solution de NaOH 0,1 M à l’adsorbant lavé pour désorber la mélanine.
  6. Centrifuger le mélange à 5000 x g pendant 10 min et mesurer la quantité de mélanine dans le surnageant à 400 nm à l’aide d’un spectrophotomètre.
  7. Répétez le processus de désorption trois fois ou jusqu’à ce que l’adsorbant retrouve sa couleur normale.
  8. Réduire le pH de cette solution concentrée de mélanine désorbée à 3 ou moins en ajoutant 1 N HCl à l’aide d’un agitateur avec des billes magnétiques pour précipiter la mélanine. Conservez la solution acide au réfrigérateur pendant 1 h pour augmenter les précipitations, si nécessaire.
  9. Laver la mélanine précipitée ainsi obtenue trois fois avec de l’eau distillée par centrifugation à 5000 x g pendant 10 min, sécher et conserver à 4 °C.

8. Modélisation mathématique du bioprocédé

  1. Cinétique de croissance de la biomasse
    1. Quantifier le taux de croissance de la biomasse à l’aide du modèle de Verhulset modifié suivant développé pour l’inhibition du produit, tel que décrit par l’équation donnée ci-dessous 14,15,16,17,
      figure-protocol-7 (7)
      Où
      x = concentration de la biomasse (g/L)
      xm = concentration maximale de la biomasse (g/L)
      μobs = taux de croissance spécifique maximal (1/h) donné par l’équation (2)
      Vazques et al. (2008) ont ensuite dérivé l’équation suivante pour la concentration de la biomasse à partir de l’équation (7)
      figure-protocol-8 (8)
      Où
      vx = taux de croissance de la biomasse (g/L/h) = μobs·x
      μOBS       = Taux de croissance spécifique observé (1/h)
      τx = temps de latence (h)
      t = temps (h)
    2. À l’aide de l’équation (8), calculer la concentration de biomasse à différents moments du bioprocédé et simuler le profil de croissance de Pseudomonas stutzeri.
  2. Cinétique de consommation du substrat
    REMARQUE : Le substrat est utilisé pour la croissance de la biomasse, la formation du produit et la maintenance dans un bioprocédé.
    1. Utilisez l’équation suivante pour équilibrer l’utilisation du substrat dans le bioprocédé,
      figure-protocol-9 (9)
      La majorité du glucose est utilisée pour la production de biomasse ; Par conséquent, pour simplifier, négliger la consommation de substrat pour la formation du produit réduirait l’équation (9) à
      figure-protocol-10 (10)
      Où
      S = concentration du substrat (g/L)
      YP/S = coefficient de rendement du produit, c’est-à-dire coefficient de rendement en mélanine (g/g)
      P = concentration du produit (g/L), c’est-à-dire concentration de mélanine (g/L)
      YX/S = coefficient de rendement de la biomasse (g/g)
      ms = coefficient de maintien (g/g/h)
      En intégrant l’équation ci-dessus du temps t = 0 au temps t = t, et en substituant la valeur de x de l’équation (8), on obtient l’équation suivante pour le profil de concentration du substrat17,
      figure-protocol-11 (11)
      Où : s0 = concentration initiale du substrat (g/L) et x0 = concentration initiale de la biomasse (g/L)
    2. À l’aide de l’équation (11), calculer la concentration du substrat à différents intervalles de temps du bioprocédé ou, si la concentration du substrat est connue, utiliser la même équation pour estimer les paramètres donnés dans l’équation.
  3. Cinétique de production de mélanine
    1. Utilisez l’équation de Ludeking-Pirate pour simuler la production de mélanine. Cependant, la mélanine est associée à la croissance et, par conséquent, le terme de formation de produit non associé à la croissance est négligé, et l’équation simplifiée peut être écrite comme suit,
      figure-protocol-12 (12)
      Où
      α = Constante de Ludeking-Pirate liée à la formation du produit associée à la croissance (g/g)
      L’intégration de l’équation (12) du temps t = 0 à t = t donne l’équation suivante pour le profil de concentration du produit
      figure-protocol-13 (13)
    2. Utilisez l’équation (13) pour calculer α.
  4. Estimation des paramètres cinétiques
    1. Estimez tous les paramètres mentionnés ci-dessus par la méthode non linéaire des moindres carrés d’estimation des paramètres à l’aide de tout outil logiciel approprié (par exemple, l’outil de résolution Microsoft Excel).
    2. Utilisez les données d’expérience par lots pour l’estimation des paramètres et minimisez la somme de l’erreur quadratique (SSE) à l’aide de l’outil Solsolveur, comme donné par l’équation suivante,
      Minimiser
      figure-protocol-14 (14)
      Où
      xsim = valeur simulée et xexp = valeur expérimentale

9. Techniques analytiques

  1. Extraction de la mélanine
    1. Centrifuger la culture de croissance à 5000 x g pendant 10 min pour éliminer la biomasse.
    2. Ajouter un volume égal de 1 M de NaOH au surnageant.
    3. Acidifiez le surnageant alcalin à pH 2 en ajoutant 1 N HCl pour précipiter la mélanine.
    4. Centrifuger le surnageant acidifié à 12000 x g pendant 20 min pour recueillir la mélanine.
    5. Lavez la mélanine recueillie trois fois avec 5 ml d’eau distillée, séchez-la toute la nuit à température ambiante (RT) et conservez-la à 4 °C18.
  2. Quantification de la mélanine
    1. Préparez différentes concentrations de solutions de mélanine (0-500 mg/L) en dissolvant la quantité appropriée de mélanine dans de l’eau de mer artificielle (pH 8).
    2. Mesurer l’absorbance à 400 nm à l’aide du spectrophotomètre18.
    3. Préparez la courbe d’étalonnage à l’aide des données ci-dessus.
    4. Centrifuger la culture de croissance à 5000 x g pendant 10 min pour éliminer la biomasse et mesurer l’absorbance du surnageant à 400 nm. Calculer la concentration de mélanine dans la culture de croissance à l’aide de la courbe d’étalonnage préparée à l’étape 9.2.3
  3. Dosage de la tyrosinase
    1. Suivez le protocole indiqué ci-dessous pour le dosage de l’enzyme tyrosinase mis au point par Ren et al. (2013)19 afin de déterminer l’activité enzymatique de la tyrosinase extraite du bouillon de culture de Pseudomonas stuttzeri .
    2. Centrifuger la culture bactérienne à 5 000 x g pour collecter les cellules.
    3. Sonicer les cellules dans un tampon phosphate froid de 100 mM de pH 6,5 et centrifuger l’homogénat à 9000 x g pendant 15 min et recueillir le surnageant, une source d’enzyme tyrosinase.
    4. Ajouter 0,2 mL de la solution enzymatique obtenue à l’étape ci-dessus à 2,8 mL de tampon de phosphate de sodium 0,1 M (pH 6,5) contenant 1 mM de L-tyrosine (substrat).
    5. Observez la formation de dopachrome en mesurant l’absorbance à 475 nm.
    6. Calculez l’activité de la tyrosinase comme suit. Une unité internationale (UI) d’activité de la tyrosinase est définie comme la quantité d’enzyme nécessaire pour oxyder 1 μmol de L-tyrosine en dopachrome par minute. Calculez cela en utilisant le coefficient d’extinction molaire du dopachrome (3600 L·M-1·cm-1) par l’équation suivante,
      figure-protocol-15 (15)
  4. Estimation de la biomasse
    1. Prélever 5 mL des échantillons à 4 h d’intervalle dans l’enceinte de biosécurité, en maintenant la stérilité. Allumez à la flamme le bouchon de coton de la fiole avant et après le prélèvement des échantillons afin de réduire les risques de contamination. Mesurer la densité optique (DO) des échantillons à 660 nm pour tous ces échantillons.
      REMARQUE : Le milieu non inoculé sert de blanc. Ces lectures seront utilisées pour étudier la croissance des micro-organismes.
    2. Centrifuger le bouillon de culture à 5000 x g pendant 10 min et 4 °C, recueillir la pastille cellulaire et sécher la pastille pendant 8 h à 60 °C dans un four à air chaud pour obtenir la masse cellulaire sèche.
    3. Préparer la courbe d’étalonnage à l’aide de la DO mesurée à l’étape 9.4.1 et de la biomasse correspondante obtenue à l’étape 9.4.2
    4. Utilisez la courbe d’étalonnage (DO = 0,82٠Biomasse (g/L)) pour mesurer la quantité inconnue de biomasse en mesurant la densité optique du bouillon de culture à un moment donné.
  5. Estimation de l’ADN
    1. Estimez la quantité d’ADN dans l’échantillon en mesurant la densité optique à 260 nm.
    2. Calculez l’ADN à l’aide de la formule suivante,
      figure-protocol-16 (16)
      Où
      A260= Absorbance à 260 nm
      0,1 = Volume de l’échantillon
      1 = Absorbance d’une solution étalon d’ADN de concentration 50 μg/mL, à 260 nm
  6. Estimation des protéines
    1. Estimez la quantité de protéines dans les échantillons à l’aide d’un kit d’estimation des protéines Bradford (Table des matériaux).
    2. Ajouter 5 ml du réactif Bradford à 0,1 ml de surnageant et le conserver pendant 5 min. Les protéines présentes dans le surnageant réagissent avec le réactif de Bradford pour former un complexe coloré.
    3. Mesurer l’absorbance à 595 nm20 à l’aide du spectrophotomètre.
  7. Estimation du sucre réducteur total (TRS)
    1. Mesurer le TRS par la méthode dinitrosalicylique (DNS)21.
    2. Préparez la solution DNS en dissolvant 1 g de DNS dans 50 mL d’eau distillée. Ajoutez 30 g de tartarate de sodium et de potassium à cette solution en petites quantités jusqu’à ce que la couleur de la solution devienne jaune laiteux, suivie d’un jaune orangé transparent avec l’ajout de 20 ml de 2 N NaOH. Portez le volume à 100 ml avec de l’eau distillée et conservez-le dans l’obscurité.
    3. Préparez une solution de travail pour le glucose (0,01 M) en dissolvant 180 mg de glucose dans 100 ml d’eau distillée dans une fiole étalon.
    4. Pipetez la solution standard de glucose (0,2, 0,4, 0,6, 0,8 et 1 ml) dans 5 tubes à essai distincts. Utilisez un tube à essai contenant de l’eau distillée (1 ml) comme solution à blanc.
    5. Porter le volume à 2 mL dans chaque tube à essai en utilisant de l’eau distillée.
    6. Ajouter 1 ml de réactif DNS dans chaque tube à essai et couvrir d’une feuille d’aluminium.
    7. Chauffez les tubes à essai dans un bain d’eau bouillante pendant 5 min et laissez refroidir à RT.
    8. Ajouter 9 ml d’eau distillée dans chaque tube à essai et bien mélanger. Mesurer la DO du contenu à 575 nm à l’aide d’un spectrophotomètre.
    9. Mesurez la concentration à l’aide d’un tableau d’étalonnage préparé avec la quantité de glucose sur l’axe des X en fonction de l’absorbance à 575 nm (A575) sur l’axe des Y.
  8. Analyse granulométrique
    1. Dispersez la mélanine biosynthétisée dans de l’eau distillée (1 ml) à l’aide d’un sonicateur.
    2. Ajouter la solution d’échantillon dispersé (1 ml) dans l’analyseur de nanoparticules et mesurer la taille des particules selon le protocole du fabricant.
  9. Analyse par microscopie électronique à transmission (MET)
    1. Sécher la poudre de mélanine obtenue après extraction en la maintenant à 60 °C pendant 8 h.
    2. Chargez la poudre de mélanine dans la matrice d’échantillon TEM et mesurez la taille à l’aide du microscope électronique à transmission en suivant le protocole de l’opérateur.

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Résultats

Les figures 1A, B montrent la croissance et la production de mélanine sous l’influence de différentes concentrations initiales de mélanine. La croissance cellulaire et la production de mélanine ont considérablement diminué avec l’augmentation de la concentration initiale de mélanine. À une concentration initiale de 500 mg/L de mélanine dans le milieu, la biomasse et la mélanine ont été réduites à près de 50 % de la valeur maximale obtenue dans le groupe témoin. À 1000 mg/L d...

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Discussion

L’inhibition du produit est un goulot d’étranglement majeur dans les bioprocédés, ce qui entraîne une réduction de la productivité. Plusieurs méthodes existent pour réduire l’inhibition du produit, telles que les techniques de bioprocédés continus et d’élimination in situ du produit. Cependant, ces options nécessitent une refonte complète de l’installation de biotraitement existante 23,24,25,26,27,28.

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont pas de conflit d’intérêts

Remerciements

Nous remercions le ministère de la Science et de la Technologie (DST/TSG/WP/2014/58), l’Inde et l’Institut national de technologie du Karnataka d’avoir financé l’élaboration du protocole ci-dessus.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
  ; Alumina+A15A26A3 :A13A3 :A16A3 :A17HiMediaGRM1909
Charbon actifHiMediaPCT1001
Eau de mer artificielle MediumHiMediaM1942
Bradford kit de réactifsHiMediaML106
Celite HiMediaGRM226
CentrifugeuseREMICM-8
Tubes à centrifugerHiMediaPW1207
Acide dinitrosalicyliqueHiMediaGRM1582
Erlenmeyer FioleBorosil4980021
terre foulanteHiMediaGRM232
GlucoseHiMediaMB037
HClHiMediaAS004
L-tyrosineHiMediaRM069
Microsoft ExcelMicrosoft
Analyseur de nanoparticulesHORIBA ScientificNanopartica SZ-100
Gélose nutritive moyenneHiMediaM001
Plaque de PetriHiMediaPW054
Tampon phosphateHiMediaM1452
Hydroxyde de sodiumHiMediaMB095
SpectrophotomètreThermofisherGenesys 10
Bioréacteur à cuve agitéeScigenicsBioferm LS
TE BufferHiMediaML060
Microscope électronique à transmissionJEOLJEM-2100
ZeoliteHiMediaGRM3834

Références

  1. Langfelder, K., Streibel, M., Jahn, B., Haase, G., Brakhage, A. A. Biosynthesis of fungal melanins and their importance for human pathogenic fungi. Fungal Genetics and Biology. 38 (2), 143-158 (2003).
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  3. Madaras, F., Gerber, J. P., Peddie, F., Kokkinn, M. J. The effect of sampling methods on the apparent constituents of ink from the squid sepioteuthis australis. Journal of Chemical Ecology. 36 (11), 1171-1179 (2010).
  4. Tran-Ly, A. N., et al. Microbial production of melanin and its various applications. World Journal of Microbiology & Biotechnology. 36 (11), 170(2020).
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