Article de méthode

In vivo Tomographie par émission de positons pour révéler les schémas d’activité induits par la stimulation cérébrale profonde chez le rat

DOI :

10.3791/63478

⸱

23 mars 2022

 ,  ,  ,  , 
1Centro Nacional de Investigaciones Cardiovasculares (CNIC), 2Laboratorio de Imagen Médica, Instituto de Investigación Sanitaria Gregorio Marañón, 3Departamento de Bioingeniería e Ingeniería Aeroespacial, Universidad Carlos III de Madrid, 4CIBER de Salud Mental (CIBERSAM), 5High Performance Research Group in Physiopathology and Pharmacology of the Digestive System (NeuGut), Universidad Rey Juan Carlos

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous décrivons une méthode expérimentale préclinique pour évaluer la neuromodulation métabolique induite par la stimulation cérébrale profonde aiguë avec le FDG-TEP in vivo . Ce manuscrit comprend toutes les étapes expérimentales, de la chirurgie stéréotaxique à l’application du traitement de stimulation et à l’acquisition, au traitement et à l’analyse des images TEP.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La stimulation cérébrale profonde (SCP) est une technique neurochirurgicale invasive basée sur l’application d’impulsions électriques aux structures cérébrales impliquées dans la physiopathologie du patient. Malgré la longue histoire de DBS, son mécanisme d’action et ses protocoles appropriés restent flous, soulignant la nécessité de recherches visant à résoudre ces énigmes. En ce sens, l’évaluation des effets in vivo de la SCP à l’aide de techniques d’imagerie fonctionnelle représente une stratégie puissante pour déterminer l’impact de la stimulation sur la dynamique cérébrale. Ici, un protocole expérimental pour des modèles précliniques (rats Wistar), combiné à une étude longitudinale [18F]-fluorodeoxyclucose positron emission tomography (FDG-PET), pour évaluer les conséquences aiguës de la DBS sur le métabolisme cérébral est décrit. Tout d’abord, les animaux ont subi une chirurgie stéréotaxique pour l’implantation bilatérale d’électrodes dans le cortex préfrontal. Une tomodensitométrie (TDM) post-chirurgicale de chaque animal a été acquise pour vérifier l’emplacement des électrodes. Après une semaine de récupération, un premier FDG-PET statique de chaque animal opéré sans stimulation (D1) a été acquis, et deux jours plus tard (D2), un deuxième FDG-PET a été acquis pendant que les animaux étaient stimulés. Pour cela, les électrodes ont été connectées à un stimulateur isolé après administration de FDG aux animaux. Ainsi, les animaux ont été stimulés pendant la période d’absorption du FDG (45 min), enregistrant les effets aigus de la SCP sur le métabolisme cérébral. Compte tenu de la nature exploratoire de cette étude, les images FDG-PET ont été analysées par une approche voxel basée sur un test T apparié entre les études D1 et D2. Dans l’ensemble, la combinaison de la SCP et des études d’imagerie permet de décrire les conséquences de la neuromodulation sur les réseaux neuronaux, aidant finalement à résoudre les énigmes entourant la SCP.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le terme neurostimulation englobe un certain nombre de techniques différentes visant à stimuler le système nerveux avec un objectif thérapeutique1. Parmi elles, la stimulation cérébrale profonde (SCP) se distingue comme l’une des stratégies de neurostimulation les plus répandues dans la pratique clinique. La SCP consiste en la stimulation de noyaux cérébraux profonds avec des impulsions électriques délivrées par un neurostimulateur, implanté directement dans le corps du patient, à travers des électrodes placées dans la cible cérébrale pour être modulées par chirurgie stéréotaxique. Le nombre d’articles évaluant la faisabilité de l’application de la SCP dans différents troubles neurologiques et psychiatriques ne cesse de croître2, bien que seulement certains d’entre eux aient été approuvés par la Food and Drug Association (FDA) (c.-à-d. tremblement essentiel, maladie de Parkinson, dystonie, trouble obsessionnel-compulsif et épilepsie médicalement réfractaire)3 . En outre, un grand nombre de cibles cérébrales et de protocoles de stimulation sont à l’étude pour le traitement de la SCP de beaucoup plus de pathologies que celles officiellement approuvées, mais aucune d’entre elles n’est considérée comme définitive. Ces incohérences dans la recherche et les procédures cliniques de DBS peuvent en partie être dues à un manque de compréhension complète de son mécanisme d’action4. Par conséquent, d’énormes efforts sont déployés pour déchiffrer les effets in vivo de la SCP sur la dynamique cérébrale, car chaque avancée, aussi petite soit-elle, aidera à affiner les protocoles de SCP pour un plus grand succès thérapeutique.

Dans ce contexte, les techniques d’imagerie moléculaire ouvrent une fenêtre directe pour observer les effets neuromodulateurs in vivo de la SCP. Ces approches offrent la possibilité non seulement de déterminer l’impact de la SCP pendant son application, mais aussi de démêler la nature de ses conséquences, de prévenir les effets secondaires indésirables et l’amélioration clinique, et même d’adapter les paramètres de stimulation aux besoins du patient5. Parmi ces méthodes, la tomographie par émission de positrons (TEP) utilisant le 2-désoxy-2-[18F]fluoro-D-glucose (FDG) présente un intérêt particulier car elle fournit des informations spécifiques et en temps réel sur l’état d’activation des différentes régions du cerveau6. Plus précisément, l’imagerie FDG-PET fournit une évaluation indirecte de l’activation neuronale basée sur le principe physiologique du couplage métabolique entre les neurones et les cellules gliales6. En ce sens, plusieurs études cliniques ont rapporté des modèles d’activité cérébrale modulés par la SCP à l’aide de FDG-PET (voir3 pour la revue). Néanmoins, les études cliniques présentent facilement plusieurs inconvénients lorsqu’elles se concentrent sur les patients, tels que l’hétérogénéité ou les difficultés de recrutement, qui limitent fortement leur potentiel de recherche6. Ce contexte amène les chercheurs à utiliser des modèles animaux de conditions humaines pour évaluer les approches biomédicales avant leur application clinique ou, si elles sont déjà appliquées en pratique clinique, pour expliquer l’origine physiologique des bénéfices thérapeutiques ou des effets secondaires. Ainsi, malgré les grandes distances entre la pathologie humaine et l’état modélisé chez les animaux de laboratoire, ces approches précliniques sont essentielles pour une transition sûre et efficace vers la pratique clinique.

Ce manuscrit décrit un protocole expérimental de SCP pour des modèles murins, combiné à une étude longitudinale FDG-TEP, afin d’évaluer les conséquences aiguës de la SCP sur le métabolisme cérébral. Les résultats obtenus avec ce protocole peuvent aider à démêler les schémas modulateurs complexes induits sur l’activité cérébrale par DBS. Par conséquent, une stratégie expérimentale appropriée pour examiner in vivo les conséquences de la stimulation est fournie, permettant aux cliniciens d’anticiper les effets thérapeutiques dans des circonstances spécifiques, puis d’adapter les paramètres de stimulation aux besoins du patient.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les procédures expérimentales sur les animaux ont été menées conformément à la directive 2010/63/UE du Conseil des Communautés européennes et approuvées par le Comité d’éthique pour l’expérimentation animale de l’hôpital Gregorio Marañón. Un résumé graphique du protocole expérimental est présenté à la figure 1A.

1. Localisation de cibles cérébrales par neuroimagerie in vivo

  1. Préparation des animaux
    NOTE: Des rats Wistar mâles de ~300 g ont été utilisés.
    1. Placez l’animal dans une boîte d’induction d’anesthésie et scellez le dessus.
    2. Allumez le vaporisateur de sévoflurane (5% pour l’induction à 100%O2). Lorsque le rat est anesthésié, basculez le flux de gaz vers le nez. Confirmez l’état d’anesthésie en pinçant la patte du rat.
    3. Posez l’animal couché sur le dos sur le lit de tomodensitométrie, en maintenant l’anesthésie au sévoflurane (3% pour l’entretien à 100% O2).
  2. Imagerie par tomodensitométrie
    REMARQUE: La sélection de l’ampérage, de la tension, du nombre de projections, du nombre de prises de vue et de la résolution voxel dépend du tomodensitomètre. Ici, les paramètres suivants: 340 mA, 40 KV, projections 360, 8 tirs et résolutionde 200 μm ont été utilisés 7,8,9.
    1. Fixez le masque facial ou le cône nasal au rat.
    2. Fixez le corps du rat à la tête, aux épaules, aux hanches et à la queue avec du ruban de soie pour fournir suffisamment de retenue sans dommage.
    3. Surveillez le rat en permanence.
    4. Localisez la tête au centre du champ de vision du tomodensitomètre.
    5. Procéder à l’acquisition de l’image CT en utilisant les paramètres d’acquisition selon les spécifications du scanner.
    6. Après 10 minutes, lorsque la tomodensitométrie in vivo est terminée, arrêtez le flux de sévoflurane et placez le rat dans le scanner IRM.
  3. Imagerie par résonance magnétique
    REMARQUE: Les spécifications d’acquisition de numérisation varient selon les scanners, y compris les différents systèmes logiciels et, plus important encore, la question de recherche spécifique. Ici, un scanner 7-Tesla a été utilisé. Une séquence spin-écho pondérée T2 7,8,9 avec TE = 33 ms, TR = 3732 ms, et une épaisseur de tranche de 0,8 mm (34 tranches), taille de matrice de 256 x 256 pixels avec un champ de vision de 3,5 x 3,5 cm2 a été utilisée.
    1. Posez l’animal couché sur le dos sur le lit d’IRM, en maintenant l’anesthésie au sévoflurane (3% pour l’entretien à 100% O2).
    2. Fixez la tête à un cadre stéréotaxique placé sur le lit du scanner pour éviter les mouvements de la tête pendant l’acquisition de l’IRM. Fixez également le reste du corps du rat avec du ruban de soie.
    3. Localisez la tête au centre du champ de vision du scanner IRM.
    4. Une fois la position correcte, procédez à l’acquisition de l’image IRM.
    5. Lorsque l’IRM in vivo est terminée, arrêtez l’écoulement de sévoflurane et placez le rat dans sa cage.
    6. Placez une lampe chauffante près de la cage, car les rats réduisent généralement leur température corporelle pendant l’examen.
    7. Surveillez le rat jusqu’à ce qu’il se rétablisse de l’anesthésie.
  4. Colocalisation de l’Atlas et calcul des coordonnées cibles
    1. Une fois que les images CT et IRM sont acquises et reconstruites en suivant les recommandations du scanner, co-enregistrer les images CT et IRM.
    2. Utiliser un logiciel de traitement d’imagerie pour normaliser spatialement la TDM et l’IRM à l’aide d’un algorithme d’enregistrement rigide automatique basé sur des informations mutuelles10.
    3. Localisez la ligne de Bregma dans l’image co-enregistrée et mesurez la distance dans l’axe antérieur/postérieur (AP : +3,5 mm), médian/latéral (ML : +0,6 mm) et dorso-vénétral (DV : -3,4 mm) de Bregma à la cible (cortex préfrontal médial, mPFC), selon l’atlas du cerveau du ratPaxinos et Watson 11.
      REMARQUE: Les coordonnées de Bregma à la cible peuvent différer entre les rats lorsque le poids, la taille, le sexe et la race sont différents.

2. Chirurgie stéréotaxique

ATTENTION : Autoclaver tout le matériel chirurgical, les implants et les unités stéréotaxiques avant utilisation, et désinfecter la zone chirurgicale pour éviter les infections et les complications qui pourraient affecter le bien-être animal. Utilisez des gants chirurgicaux stériles et couvrez l’animal avec des champs collants pour éviter toute contamination.

  1. Préparation et anesthésie des animaux
    1. Les animaux ont reçu 0,1 mg/kg de buprénorphine par voie intrapéritonéale la veille de la chirurgie. Placez l’animal dans une chambre d’induction d’anesthésie et scellez le dessus.
    2. Allumez le vaporisateur de sévoflurane (5% pour l’induction à 100%O2).
    3. Lorsque le rat est couché, éteignez le vaporisateur de sévoflurane et retirez le rat de la chambre à caissons.
    4. Administrer par voie intrapéritonéale un mélange de kétamine (100 mg/kg) et de xylazine (10 mg/kg) pour anesthésier l’animal.
    5. Attendez que l’animal soit complètement anesthésié. Vérifiez le niveau d’anesthésie en pinçant la zone interdigitale.
    6. Rasez la zone entre les oreilles et les yeux.
  2. Placement dans le cadre stéréotaxique et craniotomie
    1. Placez l’animal en position couchée sur le cadre stéréotaxique et utilisez l’adaptateur de maintien de la tête pour les rats afin de maintenir l’animal dans la bonne position pendant la chirurgie.
    2. Assurez-vous de l’immobilité de la tête en utilisant les barres d’oreille de rat. Soyez prudent avec l’insertion des barres d’oreille, car une insertion trop profonde peut endommager le tympan.
    3. Appliquez un gel lubrifiant ophtalmique sur les yeux pour prévenir la sécheresse pendant la chirurgie et couvrez-les de gaze stérile.
    4. Couvrez l’animal à l’aide de champs collants pour éviter toute contamination.
    5. Appliquez la solution d’iodopovidone sur la zone rasée et nettoyez-la avec de la gaze stérile.
    6. Appliquer la mépivacaïne en gel sur la zone rasée pour anesthésier la zone locale.
    7. Faites une incision longitudinale dans la peau recouvrant le crâne entre les oreilles, s’étendant de 1,5 à 2 cm du lambda à Bregma (c’est-à-dire du sommet crânien vers les yeux).
    8. Exposez le crâne à l’aide de 2 ou 3 pinces. Retirez le périoste avec un coton-tige et nettoyez le sang avec une solution saline pour exposer Bregma et les sutures sagittales. Retirer l’excès de solution saline avec de la gaze.
    9. Grattez la surface du crâne avec un scalpel pour améliorer l’adhérence du ciment dentaire. Nettoyez la zone avec un coton-tige imbibé de peroxyde d’hydrogène.
  3. Placement et fixation des électrodes sur le crâne
    1. Redressez les électrodes avec une pince à épiler en plastique pour assurer le placement correct pendant la chirurgie.
      REMARQUE: Des électrodes concentriques bipolaires en platine-iridium avec la masse sont utilisées dans ce protocole.
    2. Localisez une électrode sur le support du bras droit du cadre stéréotaxique.
      REMARQUE : Il peut être nécessaire d’adapter le support à l’électrode pour mieux le fixer (voir Figure 1B). Assurez-vous que l’électrode est parallèle à l’axe du support.
    3. Déplacez le bras droit tenant l’électrode à travers le cadre stéréotaxique et placez la pointe de l’électrode exactement sur Bregma. Essayez d’amener la pointe de l’électrode le plus près possible du crâne, mais sans la toucher pour éviter la déformation de l’électrode, et notez les coordonnées résultantes pour Bregma fournies par le cadre stéréotaxique. Faites une marque sur le crâne indiquant la position initiale de l’électrode avec un stylo chirurgical.
    4. Déplacez le support vers les coordonnées AP et ML obtenues à l’étape 1.4.3 et faites une marque sur le crâne avec un stylo chirurgical indiquant la position de la cible de l’électrode.
    5. Retirez le bras droit du cadre stéréotaxique qui tient l’électrode. Veillez à ne rien toucher avec l’électrode.
    6. Utilisez une petite perceuse électrique pour faire un trou dans le crâne (environ 1-1,5 mm de diamètre) dans la position cible jusqu’à ce que la dure-mère soit visible. Arrêtez tout saignement à l’aide d’un coton-tige.
    7. Percez 4 trous le long du crâne pour localiser 4 vis (de préférence des vis en acier inoxydable de 2-3 mm de longueur) pour augmenter la surface du ciment dentaire et localiser le sol. Fixez les 4 vis.
    8. Localisez le bras droit de la trame stéréotaxique avec l’électrode droite. Déplacez le bras à la position calculée, qui devrait coïncider avec le trou. Ensuite, abaissez l’électrode jusqu’à ce qu’elle touche la dure-mère. Cette position servira de niveau 0 dans la direction DV.
    9. Insérez l’extrémité de l’électrode dans le sens DV, en utilisant la position DV à l’étape 1.4.3. Nettoyez le sang et le liquide céphalorachidien autour de la zone de l’électrode avec un coton-tige.
    10. Fixez la masse à l’une des vis les plus proches de l’électrode.
    11. Appliquez du ciment dentaire autour de l’électrode et des vis en prenant soin de façonner le ciment dentaire en évitant les arêtes vives, qui pourraient blesser l’animal. Le ciment dentaire est appliqué en couche pour éviter la surchauffe / les blessures thermiques au tissu / crâne. Les couches épaisses nécessitent plus de temps pour durcir avant que des couches supplémentaires ne soient ajoutées. Assurez-vous que le ciment dentaire est complètement durci avant de retirer l’électrode du support.
      ATTENTION : La préparation du ciment dentaire produit l’émanation de vapeurs toxiques à partir du mélange, qui se termine par la solidification du ciment. Par conséquent, portez un masque de protection efficace contre les gaz chimiques à partir de ce moment et jusqu’à la fin de la chirurgie.
    12. Répétez la même procédure des étapes 2.3.2 à 2.3.11 pour l’autre hémisphère du cerveau.
    13. Appliquez plus de ciment dentaire pour former un capuchon sans couvrir l’électrode. Attendez qu’il durcisse.
    14. Utilisez une suture tressée en soie naturelle non résorbable 1/0, avec une aiguille triangulaire, pour suturer devant et derrière le capuchon. Si nécessaire, retirez les sutures non résorbables à un moment donné en fonction de la région du corps où elles se trouvent. Utilisez une solution d’iodopovidone pour désinfecter la zone chirurgicale.
    15. Retirez le rat du cadre stéréotaxique.
  4. Imagerie CT pour la confirmation de la mise en place des électrodes
    1. Effectuez les étapes 1.2.4 à 1.2.5 et reportez-vous à la figure 1C.
    2. Une fois la tomodensitométrie in vivo terminée, placez le rat dans sa cage.
    3. Suivez les étapes 1.3.6. et 1.3.7.
  5. Soins postopératoires
    1. Administrer un antibiotique (ceftriaxone, 100 mg/kg, sous-cutané) pendant 5 jours et un analgésique (buprénorphine, 0,1 mg/kg, intrapéritonéal) pendant 3 jours comme soins postopératoires. Ce régime antibiotique peut être prolongé de 5 jours si des signes d’infection (rougeur, gonflement et exsudat) sont observés autour du capuchon.
    2. Effectuez une inspection visuelle quotidienne de chaque animal, à la recherche de signes de douleur ou de détresse, et nettoyez le bouchon avec une solution d’iodopodone.
    3. Fournir des soins intensifs jusqu’à 1 semaine après la chirurgie.

3. Acquisition d’imagerie TEP/TDM

REMARQUE : Chaque animal fait l’objet de deux études TEP/TDM (c.-à-d. en l’absence et pendant l’administration de SCP) sous anesthésie inhalée afin d’évaluer les effets aigus induits par la stimulation électrique. Les deux séances de scan suivent le même protocole d’acquisition d’imagerie, étant effectuées 1 semaine après la chirurgie (J1, sans stimulation) et 2 jours plus tard (D2, pendant DBS).

  1. Préparation et anesthésie des animaux
    1. Accélérez le rat pendant 8 à 12 heures avant chaque TEP pour permettre une absorption cérébrale plus élevée du FDG, améliorant ainsi le rapport signal sur bruit12.
    2. Placez l’animal dans une boîte d’induction d’anesthésie et scellez le dessus.
    3. Allumez le vaporisateur de sévoflurane (5% pour l’induction à 100%O2).
    4. Lorsque le rat est anesthésié, basculez le flux de gaz vers le nez.
  2. Période d’injection et d’absorption de FDG
    ATTENTION : Le FDG est un radiotraceur, alors envisagez des mesures de radioprotection pour éviter l’exposition à la radioactivité. Confirmer que l’établissement a toutes les autorisations nécessaires pour travailler avec des composés radioactifs.
    1. Conservez le flacon de FDG dans une armoire doublée de plomb jusqu’à ce qu’il soit utilisé pour éviter une exposition indésirable à la radioactivité.
    2. Remplissez une seringue de petit calibre (~27G) avec ~37 MBq de la solution FDG dans le volume le plus réduit possible, mesuré dans un activimètre.
    3. Placez un coussin chauffant sous la queue de l’animal ou utilisez une lumière infrarouge pour dilater les nervures de la queue.
    4. Une fois que les veines latérales sont évidentes dans le sommet de la queue, nettoyez la zone avec de l’alcool hygiénique (96%).
    5. Injectez la solution de FDG par l’une des veines latérales de la queue, en vous approchant de la veine avec une seringue parallèle à sa trajectoire et avec le biseau de l’aiguille tourné vers le haut.
    6. Éteignez l’anesthésie et replacez l’animal dans sa cage pour récupérer complètement sous une lampe chauffante.
    7. Attendez 45 minutes d’absorption du radiotraceur avant de commencer la session d’acquisition d’images. Pendant cette période, gardez l’animal éveillé et à l’intérieur d’une chambre blindée en plomb.
    8. Dans le cas de l’étude D2, administrer la SCP comme expliqué ci-dessous à la rubrique 4 (Administration de la stimulation électrique) pendant la période d’absorption du FDG.
  3. Acquisition TEP et reconstruction par imagerie
    REMARQUE: Les spécifications d’acquisition d’images TEP dépendent du scanner et du temps de numérisation. Pour ce protocole, une image TEP statique a été acquise pendant 45 minutes avec un scanner TEP/TDM pour petits animaux, en utilisant une fenêtre d’énergie de 400-700 keV 7,8,9. Passez en revue les spécifications de l’équipement TEP/TDM avant de concevoir le protocole d’acquisition.
    1. 45 min après l’injection de FDG, placez l’animal dans une boîte d’induction d’anesthésie et scellez le dessus.
    2. Allumez le vaporisateur de sévoflurane (5% pour l’induction à 100%O2).
    3. Transférer l’animal dans le lit TEP/TDM et le poser en décubitus dorsal, en fixant le nez au cône nasal d’anesthésie et en maintenant l’anesthésie au sévoflurane (3% pour le maintien à 100% O2). Confirmez l’état d’anesthésie en pinçant la patte du rat.
    4. Répétez les étapes 1.2.2 et 1.2.3.
    5. Localisez la tête au centre du champ de vision du scanner TEP.
    6. Acquérir l’image PET statique en utilisant les paramètres d’acquisition selon les spécifications du scanner.
    7. Procéder à la reconstruction de l’image à l’aide d’un 2D-OSEM (algorithme de maximisation des attentes de sous-ensembles ordonnés) et appliquer les corrections de décroissance et de temps mort 7,8,9.
    8. Lorsque la TEP in vivo est terminée, maintenir le flux de sévoflurane vers le rat afin de procéder par la suite à l’acquisition de la TDM sans déplacer la position de la tête de l’animal sur le lit du scanner.
  4. Acquisition de CT
    1. Sans changer la position de l’animal par rapport à l’acquisition précédente de TEP, procéder à l’acquisition de l’image CT.
    2. Répétez les étapes 1.2.3-1.2.5.
    3. Une fois la tomodensitométrie in vivo terminée, arrêtez l’écoulement de sévoflurane et placez le rat dans sa cage respective pour le récupérer.
    4. Suivez les étapes 1.3.6. et 1.3.7.
    5. Maintenir l’animal dans une chambre blindée de plomb jusqu’à la désintégration complète de la radioactivité.

4. Administration de la stimulation électrique

REMARQUE: La stimulation électrique est délivrée pendant la période d’absorption du FDG lors de la session d’imagerie D2. Pour ce protocole, la stimulation a été délivrée avec un stimulateur isolé, avec une stimulation électrique à haute fréquence (130 Hz) en mode courant constant, 150 μA, et une largeur d’impulsion de 100 μs 7,13,14.

  1. Configuration du stimulateur DBS
    1. Préparez le stimulateur isolé et les fils requis dans une pièce large et silencieuse, avec suffisamment d’espace pour les cages d’animaux et une influence minimale des stimuli potentiellement perturbateurs.
    2. Connectez les fils de stimulation aux émerillons pour permettre aux animaux de se déplacer librement dans leurs cages et au stimulateur.
    3. Définissez les paramètres de stimulation en fonction des besoins de l’étude.
    4. Utilisez un oscilloscope pour vérifier le mode actuel, la fréquence et la largeur d’impulsion. Confirmez la forme d’onde biphasique avec une forme d’impulsion rectangulaire (Figure 1D).
  2. Livraison DBS
    1. Après la séance d’imagerie D1 et jusqu’à l’acquisition de D2, soumettre les animaux à un protocole d’accoutumance quotidien (45 min/jour) pour les habituer au système de stimulation et à la manipulation de l’opérateur, en évitant les réponses indésirables au stress en D2. Connectez le système de stimulation à chaque animal, mais sans activer la stimulation.
    2. Une fois que le stimulateur a été installé et que l’animal a reçu une injection de FDG, connectez le pivot aux électrodes et allumez le stimulateur.
    3. Après 45 min, éteignez le stimulateur, déconnectez l’animal du pivot et transférez-le rapidement dans une chambre d’induction d’anesthésie pour commencer l’étape 3.3.

figure-protocol-1
Figure 1 : Plan expérimental. (A) Résumé des étapes expérimentales suivies dans ce protocole. (B) Images représentatives d’une adaptation du support pour une meilleure fixation de l’électrode, avec (à gauche) et sans (à droite) une électrode. (C) Image fusionnée d’une IRM avec tomodensitométrie d’un animal opéré, montrant le placement correct de l’électrode dans le cortex préfrontal médian (mPFC). (D) Capture d’écran de l’écran de l’oscilloscope montrant la forme d’onde de stimulation biphasique. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

5. Traitement et analyse d’images TEP

REMARQUE: Suivez le même traitement d’image sur les images de D1 et D2 pour obtenir des données comparables pour une analyse statistique ultérieure au niveau du voxel.

  1. Enregistrement spatial des images TEP
    1. Utilisez un logiciel de traitement d’imagerie spécialisé. L’ensemble du flux de travail d’enregistrement est illustré à la figure 2.
    2. Centrez et recadrez chaque image TEP et TDM dans le champ de vision. Enregistrer l’image TEP sur son CT à l’aide d’un algorithme d’enregistrement rigide automatique basé sur des informations mutuelles15.
      NOTA : Les méthodes d’enregistrement rigides ne sont appropriées que s’il n’y a pas de différences significatives de poids corporel ou de taille entre les animaux. Sinon, envisagez d’utiliser des méthodes élastiques.
    3. Enregistrez chaque image CT à un CT de référence enregistré spatialement dans l’atlas du cerveau de rat Paxinos et Watson11 comme à l’étape 5.1.2. Enregistrez les paramètres de transformation résultants.
    4. Appliquer les paramètres de transformation obtenus à l’étape 5.1.3. à chaque image PET enregistrée en obtenant l’image PET enregistrée sur l’image CT de référence.
    5. Enregistrez toutes les images PET finales au format Nifti.
  2. Normalisation de l’intensité et lissage des images TEP
    REMARQUE: La normalisation et le lissage de l’intensité sont effectués avec différents scripts internes basés sur des ressources accessibles au public.
    1. Lissez les images PET avec un noyau gaussien isotrope de 2 mm de demi-maximum pleine largeur (FWHM) pour corriger d’éventuelles erreurs d’enregistrement.
      REMARQUE: La taille du filtre de lissage dépendra de la résolution de l’acquisition du PET, mais il est recommandé d’utiliser un filtre de 2 à 3 fois la taille du voxel de FWHM.
    2. Normaliser l’intensité des valeurs voxels TEP à l’aide d’une méthode de normalisation de cluster de référenceappropriée 16.
    3. Segmenter un masque cérébral à partir d’une IRM de référence enregistrée sur l’image CT de référence.
    4. Appliquez le masque cérébral à chaque image TEP pour exclure les voxels à l’extérieur du cerveau de l’analyse au niveau des voxels.
  3. Analyse voxel
    REMARQUE : L’analyse statistique, consistant en une analyse voxel des données d’image TEP, a été effectuée à l’aide d’un logiciel d’analyse d’imagerie spécialisé17.
    1. Comparez les images TEP D1 et D2 à l’aide d’un test T apparié, en fixant des seuils statistiquement significatifs adéquats.
    2. Considérez comme résultats définitifs de l’analyse uniquement les grappes supérieures à 50 voxels adjacents afin de réduire les erreurs de type I.
    3. Représenter les résultats dans les cartes T superposées sur une IRM T2, montrant les changements dans le métabolisme cérébral du glucose induits par DBS (couleurs froides pour la réduction du FDG et couleurs chaudes pour l’incrément FDG).

figure-protocol-2
Figure 2 : Flux de travail d’enregistrement de l’imagerie microTEP/TDM. Étapes détaillées du traitement de normalisation spatiale de l’image PET pour une analyse voxel ultérieure avec le logiciel de cartographie paramétrique statistique (SPM). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les animaux ont été sacrifiés à l’aide de CO2 à la fin de l’étude ou lorsque le bien-être de l’animal était compromis. Un exemple d’étude complète de TEP/TDM sur un animal opéré est présenté à la figure 3. Ainsi, l’électrode insérée dans le cerveau du rat peut être clairement observée dans l’image CT montrée à la figure 3A. Cette modalité d’imagerie fournit de bonnes informations anatomiques et facilite l’enregistrement des images FDG-TEP, étant donné...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Compte tenu des progrès dans la compréhension de la fonction cérébrale et des réseaux neuronaux impliqués dans la physiopathologie des troubles neuropsychiatriques, de plus en plus de recherches reconnaissent le potentiel de la SCP dans un large éventail de pathologies neurologiques2. Cependant, le mécanisme d’action de cette thérapie reste incertain. Plusieurs théories ont tenté d’expliquer les effets obtenus dans des circonstances pathologiques et de stimulation spécifiques, mais l’hétérogénéité...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs déclarent qu’il n’y a pas de conflits d’intérêts en relation avec cet article.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous remercions Prof. Christine Winter, Julia Klein, Alexandra de Francisco et Yolanda Sierra pour leur soutien inestimable dans l’optimisation de la méthodologie décrite ici. MLS a été soutenu par le Ministerio de Ciencia e Innovación, Instituto de Salud Carlos III (numéro de projet PI17/01766 et numéro de subvention BA21/0030) cofinancé par le Fonds européen de développement régional (FEDER), « A way to make Europe »; CIBERSAM (numéro de projet CB07/09/0031); Delegación del Gobierno para el Plan Nacional sobre Drogas (numéro de projet 2017/085); Fundación Mapfre; et Fundación Alicia Koplowitz.  MCV a été soutenu par la Fundación Tatiana Pérez de Guzmán el Bueno en tant que boursier de cette institution, et le Programme conjoint de l’UE - Recherche sur les maladies neurodégénératives (JPND). La DRM a été soutenue par Consejería de Educación e Investigación, Comunidad de Madrid, cofinancée par le Fonds social européen « Investir dans votre avenir » (numéro de subvention PEJD-2018-PRE/BMD-7899). NLR a été soutenu par Instituto de Investigación Sanitaria Gregorio Marañón, « Programa Intramural de Impulso a la I+D+I 2019 ». Les travaux de médecine ont été soutenus par le Ministerio de Ciencia e Innovación (MCIN) et l’Instituto de Salud Carlos III (ISCIII) (PT20/00044). Le CNIC est soutenu par l’Instituto de Salud Carlos III (ISCIII), le Ministerio de Ciencia e Innovación (MCIN) et la Fondation Pro CNIC, et est un centre d’excellence Severo Ochoa (SEV-2015-0505).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Scanner 7-Tesla Biospec 70/20Bruker, AllemagneSN0021Scanner IRM pour l’imagerie des petits animaux
BetadineMeda Pharma S.L., Espagne644625.6Solution d’iode (iodopovidone)
Beurer IL 11BeurerSN87318Lumière infrarouge
Câble bipolaire 50 cm avec maille de 50 cm couvrant jusqu’à 100 cmPlastics One, USA305-305 (CM)
Câble bipolaire TT2  ; 50 cm jusqu’à 100 cmPlastics One, USA305-340/2Câble bipolaire TT2  ; 50 cm jusqu’à 100 cm
BuprexSchering-Plough, S.A961425Buprénorphine (analgésique)
Ceftriaxona Reig Jofré ; 1g IMLaboratorio Reig Jofré ; S.A., Espagne624239.1Ceftriaxone (antibiotique)
CollecteurPlastics One, USASL2+2CCommutateur 4 canaux pour DBS
Électrodes concentriques bipolaires platine-iridiumPlastics One, USAMS303/8-AIU/SpcÉlectrodes pour DBS
DrillerBoshT58704Driller
FDGCurium Pharma Spain S.A., Espagne-----2-[18F]fluoro-2-désoxy-D-glucose (radiotraceur TEP)
Coussin chauffantDAGA, Espagne23115Coussin chauffant
KetolarPfizer S.L., Espagne776211.9Kétamine (médicament anesthésique)
Lipolasique 2 mg/gBausch & Lomb S.A, Espagne65277Gel lubrifiant ophtalmique
MatLab R2021aThe MathWorks, IncLogiciel d’assistance pour SPM12
MRIcroMcCausland Center for Brain Imaging,  ; Université de Caroline du Sud, États-Unisv2.1.58-0Logiciel pour le prétraitement et l’analyse de l’imagerie
Station de travail multimodale (MMWKS)BiiG, EspagneLogiciel pour le traitement et l’analyse de l’imagerie
Omicrom VISIONVET RGB Medical Devices, Espagne731100 ReV BCardiorespiratoire pour l’imagerie de petite
taille Prevex Cotton budsPrevex, Finlande-----Cotton buds
SevoraneAbbVie Spain, S.L.U, Spain673186.4Sevoflurane (anesthésie inhalatoire)
Petites visMax Witte GmbH1,2 x 2 DIN 84 A2Petites vis
Standard U-Frame Instrument stéréotaxique pour rat, 18° ; Barre d’oreilleHarvard Apparatus, États-Unis75-1801Cadre stéréotaxique à deux bras pour rat
Cartographie paramétrique statistique (SPM12)The Wellcome Center for Human Neuroimaging, UCL Queen Square Institute of Neurology, Royaume-UniSPM12Logiciel pour l’analyse d’imagerie par voxel
STG1004Multi Channel Systems GmbH, AllemagneSTG1004Stimulateur isolé
SuperArgus ScannerPET/CTSedecal, EspagneS0026403Scanner NanoPET/CT pour l’imagerie des petits animaux
Fil de suture avec aiguille, 1/º ;Lorca Maríacute ; n S.A., Espagne55325Suture non résorbable en soie naturelle tressée 1/0, avec aiguille triangulaire
Technovit 4004 (poudre et liquide)Technique Kulzer, Allemagne64708471 ; 64708474Ciment dentaire acrylique pour robinet de craniotomie
Wistar rats (Rattus norvergicus)Charles River, EspagneanimalerieModèle animal utilisé
XylagesicLaboratorios Karizoo, A.A, Espagne572599-4Xylazine (anesthésique)
Normon S.A., Espagne602910Mépivacaïne en gel à usage topique

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Gildenberg, P. L. Neuromodulation: A historical perspective. Neuromodulation. 1, 9-20 (2009).
  2. Lee, D. J., Lozano, C. S., Dallapiazza, R. F., Lozano, A. M. Current and future directions of deep brain stimulation for neurological and psychiatric disorders. Journal of Neurosurgery. 131 (2), 333-342 (2019).
  3. Casquero-Veiga, M. Preclinical molecular neuroimaging in deep brain stimulation. Complutense University of Madrid. , Faculty of Medicine, Department of Pharmacology (2021).
  4. Blaha, C. D. Theories of deep brain stimulation mechanisms. Deep Brain Stimulation: Indictions and Applications. , Jenny Stanford Publishing. New York. 314-338 (2016).
  5. Fins, J. J. Deep brain stimulation: Ethical issues in clinical practice and neurosurgical research. Neuromodulation. 1, 81-91 (2009).
  6. Desmoulin-Canselier, S., Moutaud, B. Animal models and animal experimentation in the development of deep brain stimulation: From a specific controversy to a multidimensional debate. Frontiers in Neuroanatomy. 13, 51(2019).
  7. Casquero-Veiga, M., Hadar, R., Pascau, J., Winter, C., Desco, M., Soto-Montenegro, M. L. Response to deep brain stimulation in three brain targets with implications in mental disorders: A PET study in rats. PLOS One. 11 (12), 0168689(2016).
  8. Casquero-Veiga, M., García-García, D., Desco, M., Soto-Montenegro, M. L. Understanding deep brain stimulation: In vivo metabolic consequences of the electrode insertional effect. BioMed Research International. 2018, 1-6 (2018).
  9. Casquero-Veiga, M., García-García, D., Pascau, J., Desco, M., Soto-Montenegro, M. L. Stimulating the nucleus accumbens in obesity: A positron emission tomography study after deep brain stimulation in a rodent model. PLOS One. 13 (9), 0204740(2018).
  10. Pascau, J., Vaquero, J. J., Abella, M., Cacho, R., Lage, E., Desco, M. Multimodality workstation for small animal image visualization and analysis. Scientific Papers. Molecular Imaging and Biology. 8, 97-98 (2006).
  11. Paxinos, G., Watson, C. The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , Academic Press. Sydney. (1998).
  12. Roy, M., et al. A dual tracer PET-MRI protocol for the quantitative measure of regional brain energy substrates uptake in the rat. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (82), e50761(2013).
  13. Klein, J., et al. A novel approach to investigate neuronal network activity patterns affected by deep brain stimulation in rats. Journal of Psychiatric Research. 45 (7), 927-930 (2011).
  14. Soto-Montenegro, M. L., Pascau, J., Desco, M. Response to deep brain stimulation in the lateral hypothalamic area in a rat model of obesity: In vivo assessment of brain glucose metabolism. Molecular Imaging and Biology. , 830-837 (2014).
  15. Pascau, J., et al. Automated method for small-animal PET image registration with intrinsic validation. Molecular Imaging and Biology. 11 (2), 107-113 (2009).
  16. Andersson, J. L. R. How to estimate global activity independent of changes in local activity. Neuroimage. 244 (60), 237-244 (1997).
  17. Wellcome Trust Centre for Neuroimaging SPM12-Statitstical Parametric Mapping. , Available from: https://www.fil.ion.ucl.ac.uk/spm/software/spm12/ (2022).
  18. Lozano, A. M., et al. Deep brain stimulation: current challenges and future directions. Nature Reviews Neurology. 15 (3), (2019).
  19. Boecker, H., Drzezga, A. A perspective on the future role of brain pet imaging in exercise science. NeuroImage. 131, (2016).
  20. Sprengers, M., et al. Deep brain stimulation reduces evoked potentials with a dual time course in freely moving rats: Potential neurophysiological basis for intermittent as an alternative to continuous stimulation. Epilepsia. 61 (5), 903-913 (2020).
  21. Middlebrooks, E. H., et al. Acute brain activation patterns of high- versus low-frequency stimulation of the anterior nucleus of the thalamus during deep brain stimulation for epilepsy. Neurosurgery. 89 (5), 901-908 (2021).
  22. Ashkan, K., Rogers, P., Bergman, H., Ughratdar, I. Insights into the mechanisms of deep brain stimulation. Nature Reviews Neurology. 13 (9), 548-554 (2017).
  23. Williams, N. R., Taylor, J. J., Lamb, K., Hanlon, C. A., Short, E. B., George, M. S. Role of functional imaging in the development and refinement of invasive neuromodulation for psychiatric disorders. World Journal of Radiology. 6 (10), 756-778 (2014).
  24. Rodman, A. M., Dougherty, D. D. Nuclear medicine in neuromodulation. Neuromodulation in Psychiatry. , John Wiley & Sons. West Sussex, UK. 81-99 (2016).
  25. Albaugh, D. L., Shih, Y. -Y. I. Neural circuit modulation during deep brain stimulation at the subthalamic nucleus for Parkinson's disease: what have we learned from neuroimaging studies. Brain Connectivity. 4 (1), 1-14 (2014).
  26. Mayberg, H. S., et al. Reciprocal limbic-cortical function and negative mood: Converging PET findings in depression and normal sadness. Neurology, and Radiology. 156 (5), 675-682 (1999).
  27. Kennedy, S. H., et al. Differences in brain glucose metabolism between responders to CBT and Venlafaxine in a 16-week randomized controlled trial. American Journal of Psychiatry. 164 (5), 778-788 (2007).
  28. Kennedy, S. H., et al. Changes in regional brain glucose metabolism measured with positron emission tomography after paroxetine treatment of major depression. American Journal of Psychiatry. 158 (6), 899-905 (2001).
  29. Brown, E. C., Clark, D. L., Forkert, N. D., Molnar, C. P., Kiss, Z. H. T., Ramasubbu, R. Metabolic activity in subcallosal cingulate predicts response to deep brain stimulation for depression. Neuropsychopharmacology. 45, 1681-1688 (2020).
  30. Klooster, D. C. W., et al. Technical aspects of neurostimulation: Focus on equipment, electric field modeling, and stimulation protocols. Neuroscience & Biobehavioral Reviews. 65, 113-141 (2016).
  31. Kasoff, W., Gross, R. E. Deep brain stimulation: Introduction and Technical Aspects. Neuromodulation in Psychiatry. , John Wiley & Sons. West Sussex, UK. 245-275 (2016).
  32. Perez-Caballero, L., et al. Early responses to deep brain stimulation in depression are modulated by anti-inflammatory drugs. Molecular Psychiatry. 19, 607-614 (2014).
  33. Solera Ruiz, I., UñaOrejón, R., Valero, I., Laroche, F. Craniotomy in the conscious patient. Considerations in special situations. Spanish Journal of Anesthesiology and Resuscitation. 60 (7), 392-398 (2013).
  34. Casali, M., et al. State of the art of 18F-FDG PET/CT application in inflammation and infection: a guide for image acquisition and interpretation. Clinical and Translational Imaging. 9 (4), 299-339 (2021).
  35. Gonzalez-Escamilla, G., Muthuraman, M., Ciolac, D., Coenen, V. A., Schnitzler, A., Groppa, S. Neuroimaging and electrophysiology meet invasive neurostimulation for causal interrogations and modulations of brain states. NeuroImage. 220, 117144(2020).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

Imagerie TEP FDGm tabolisme c r bralchirurgie st r otaxiquecortex pr frontalimplantation d lectrodesactivit des r seaux neuronauximagerie du cerveau de ratanalyse voxel voxel

Articles connexes