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Article de méthode

Remplacement valvulaire pulmonaire transcathéter du péricarde autologue avec un stent au nitinol auto-extensible dans un modèle de mouton adulte

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DOI :

10.3791/63661

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8 juin 2022

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1Department of Pediatric Cardiology and Congenital Heart Disease, Charité University Medicine Berlin, 2Department of Pediatric Cardiology and Congenital Heart Disease, Deutsches Herzzentrum Berlin, 3DZHK (German Centre for Cardiovascular Research) and BMBF (German Ministry of Education and Research), 4BIH (Berlin Institute of Health), 5BCRT (BIH Center of Regenerative Therapies)

Dans cet article

Résumé

Cette étude démontre la faisabilité et l’innocuité du développement d’une valve pulmonaire autologue pour l’implantation à la position de la valve pulmonaire native en utilisant un stent nitinol auto-extensible dans un modèle de mouton adulte. Il s’agit d’une étape vers le développement d’un remplacement valvulaire pulmonaire transcathéter pour les patients présentant un dysfonctionnement du tractus d’écoulement ventriculaire droit.

Résumé

Le remplacement valvulaire pulmonaire transcathéter a été établi comme une approche alternative viable pour les patients souffrant de dysfonctionnement du tractus d’écoulement ventriculaire droit ou d’un dysfonctionnement de la valve bioprothétique, avec d’excellents résultats cliniques précoces et tardifs. Cependant, les défis cliniques tels que la détérioration de la valve cardiaque stentée, l’occlusion coronaire, l’endocardite et d’autres complications doivent être abordés pour une application à vie, en particulier chez les patients pédiatriques. Pour faciliter le développement d’une solution à vie pour les patients, un remplacement valvulaire pulmonaire autologue transcathéter a été effectué dans un modèle de mouton adulte. Le péricarde autologue a été récolté chez le mouton par minithoracotomie antérolatérale gauche sous anesthésie générale avec ventilation. Le péricarde a été placé sur un modèle de valve cardiaque en 3D pour une réticulation non toxique pendant 2 jours et 21 h. L’échocardiographie intracardiaque (ICE) et l’angiographie ont été effectuées pour évaluer la position, la morphologie, la fonction et les dimensions de la valve pulmonaire native (VAN). Après la coupe, le péricarde réticulé a été cousu sur un stent nitinol auto-extensible et serti dans un système d’administration auto-conçu. La valve pulmonaire autologue (VAV) a été implantée en position VAN par cathétérisme de la veine jugulaire gauche. L’ICE et l’angiographie ont été répétées pour évaluer la position, la morphologie, la fonction et les dimensions de l’APV. Un APV a été implanté avec succès chez le mouton J. Dans cet article, le mouton J a été sélectionné pour obtenir des résultats représentatifs. Un APV de 30 mm avec un stent au nitinol a été implanté avec précision à la position de la VAN sans changement hémodynamique significatif. Il n’y avait pas de fuite paravalvulaire, pas de nouvelle insuffisance valvulaire pulmonaire ou de migration de la valve pulmonaire stentée. Cette étude a démontré la faisabilité et l’innocuité, dans un suivi à long terme, du développement d’un APV pour l’implantation en position NPV avec un stent Nitinol auto-extensible via un cathétérisme veineux jugulaire dans un modèle de mouton adulte.

Introduction

Bonhoeffer et al.1 ont marqué le début du remplacement valvulaire pulmonaire transcathéter (TPVR) en 2000 en tant qu’innovation rapide avec des progrès significatifs vers la minimisation des complications et la fourniture d’une approche thérapeutique alternative. Depuis lors, l’utilisation du TPVR pour traiter le tractus d’écoulement ventriculaire droit (RVOT) ou le dysfonctionnement de la valve bioprothétique a augmenté rapidement 2,3. À ce jour, les dispositifs TPVR actuellement disponibles sur le marché ont fourni des résultats satisfaisants à long et à court terme pour les patients atteints de dysfonctionnement RVOT 4,5,6. En outre, divers types de valves TPVR, y compris les valves cardiaques décellularisées et les valves cardiaques entraînées par des cellules souches, sont en cours de développement et d’évaluation, et leur faisabilité a été démontrée dans des modèles précliniques de grands animaux 7,8. La reconstruction de la valve aortique à l’aide d’un péricarde autologue a été rapportée pour la première fois par le Dr Duran, pour laquelle trois renflements consécutifs de tailles différentes ont été utilisés comme modèles pour guider la mise en forme du péricarde en fonction des dimensions de l’anneau aortique, avec un taux de survie de 84,53% au suivi de 60 mois9. La procédure Ozaki, qui est considérée comme une procédure de réparation de valve plutôt qu’une procédure de remplacement de valve, consiste à remplacer les feuillets de valve aortique par le péricarde autologue traité au glutaraldéhyde; cependant, par rapport à la procédure du Dr Duran, il s’est considérablement amélioré dans la mesure de la valve malade avec un gabarit pour couper le péricarde fixe10 et des résultats satisfaisants ont été obtenus non seulement à partir des cas adultes, mais aussi des caspédiatriques 11. Actuellement, seule la procédure Ross peut fournir un substitut valvulaire vivant pour le patient qui a une valve aortique malade avec des avantages évidents en termes d’évitement de l’anticoagulation à long terme, du potentiel de croissance et du faible risque d’endocardite12. Mais de nouvelles interventions peuvent être nécessaires pour l’autogreffe pulmonaire et le conduit du ventricule droit à l’artère pulmonaire après une intervention chirurgicale aussi complexe.

Les valves bioprothétiques actuelles disponibles pour un usage clinique se dégradent inévitablement au fil du temps en raison des réactions du greffon contre l’hôte aux tissus xénogéniques porcins ou bovins13. La calcification, la dégradation et l’insuffisance liées aux valves pourraient nécessiter des interventions répétées après plusieurs années, en particulier chez les jeunes patients qui auraient besoin de subir plusieurs remplacements valvulaires pulmonaires au cours de leur vie en raison du manque de croissance des valves, une propriété inhérente aux matériaux bioprothétiques actuels14. En outre, les valves TPVR actuellement disponibles, essentiellement non régénératives, présentent des limitations majeures telles que des complications thromboemboliques et hémorragiques, ainsi qu’une durabilité limitée en raison d’un remodelage tissulaire défavorable qui pourrait entraîner une rétraction de la foliole et un dysfonctionnement valvulaire universel15,16.

On suppose que le développement d’une valve pulmonaire autologue (APV) de type natif montée sur un stent nitinol auto-extensible pour TPVR avec les caractéristiques d’autoréparation, de régénération et de capacité de croissance assurerait la performance physiologique et la fonctionnalité à long terme. Et le péricarde autologue traité par réticulant non toxique peut se réveiller des procédures de récolte et de fabrication. À cette fin, cet essai préclinique a été mené pour implanter une valve pulmonaire autologue stentée dans un modèle de mouton adulte dans le but de développer des substituts valvulaires interventionnels idéaux et une méthodologie procédurale à faible risque pour améliorer le traitement transcathéter du dysfonctionnement RVOT. Dans cet article, le mouton J a été sélectionné pour illustrer la procédure TPVR complète, y compris la péricardiectomie et l’implantation de veines transgéolaires d’une valve cardiaque autologue.

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Protocole

Cette étude préclinique a été approuvée par le comité juridique et éthique du Bureau régional de la santé et des affaires sociales de Berlin (LAGeSo). Tous les animaux (Ovis aries) ont reçu des soins sans cruauté conformément aux directives des sociétés européennes et allemandes des sciences des animaux de laboratoire (FELASA, GV-SOLAS). La procédure est illustrée par la réalisation d’un remplacement autologue de la valve pulmonaire chez un mouton femelle J de 3 ans et pesant 47 kg.

1. Gestion préopératoire

  1. Hébergez tous les moutons expérimentaux dans la même pièce contenant de la paille pendant 1 semaine du jour de l’arrivée au jour de la péricardiectomie pour maintenir la compagnie sociale (Figure 1A).
  2. Priver les moutons de nourriture mais pas d’eau pendant 12 h avant la péricardiectomie et l’implantation.
  3. Pré-médicamenter le mouton avec une injection intramusculaire de midazolam (0,4 mg / kg), de butorphanol (0,4 mg / kg) et de glycopyrrolate (0,011 mg / kg ou 200 mcg) 20 min avant l’intubation.

2. Induction de l’anesthésie générale

  1. Placer de manière aseptique un cathéter intraveineux (IV) de sécurité de 18 G, un orifice d’injection et un orifice T dans la veine céphalique (figure 1B).
  2. Induire l’anesthésie par injection intraveineuse de propofol (20 mg/mL, 1–2,5 mg/kg) et de fentanyl (0,01 mg/kg) pour agir.
  3. Les indications d’un niveau adéquat de sédation comprennent la relaxation de la mâchoire, la perte de déglutition et le réflexe papillaire. Après la sédation, intuber le mouton avec un tube endotrachéal de taille appropriée (Figure 1C). Rasez les moutons, puis transférez-les dans la salle d’opération (RO).

3. Prise en charge de l’anesthésie peropératoire pour la péricardiectomie et l’implantation

  1. Utilisez un ventilateur mécanique à cycle de pression pour initier une ventilation intermittente en pression positive (VPI) avec 100 % d’oxygène dans la salle d’opération.
  2. Connectez les moutons à la plate-forme de l’appareil anesthésique et aérez les moutons tout au long de l’anesthésie en mode pression (volume courant (TV) = 8-12 mL / kg, fréquence respiratoire (RF) = 12-14 respirations / min). Réglez le téléviseur et le RF pour maintenir le dioxyde de carbone de fin de marée (EtCO2) entre 35 et 45 mmHg et la pression partielle artérielle de CO2 (PaCO2) en dessous de 50 mmHg.
  3. Maintenir l’anesthésie combinée à l’isoflurane (pour faire, concentration d’entretien suggérée de 1,5% à 2,5%) dans l’oxygène avec un débit de 1 L / min (fraction inspirée de l’oxygène (FiO2) = 75%), combiné à une perfusion continue (IRC) de fentanyl (5-15 mcg / kg / h) et de midazolam (0,2-0,5 mg / kg / h).
  4. Placez un cathéter IV de sécurité de 18 G dans l’artère auriculaire pour la mesure de la pression artérielle invasive (PBU).
  5. Connectez le mouton à la plate-forme d’anesthésie multifonction pour la surveillance hémodynamique, qui affiche la mesure directe de la pression artérielle invasive (IBP) dans l’artère auriculaire (mise à zéro au niveau du cœur), de la température corporelle avec une sonde rectale, d’un électrocardiogramme au plomb IV, de la saturation en oxygène pléthysmographique (SpO2), de la télévision, RF, et ETCO2, de la fréquence cardiaque (HR) et de FiO2.
  6. Placez une sonde gastrique pour évacuer l’excès de gaz et de liquides du réticulorumen en préparation de la péricardiectomie. Équipez la sonde gastrique d’un fil guide marqueur comme référence pour l’implantation.
  7. Placez un cathéter urinaire de Foley via l’urètre à l’intérieur de la vessie reliée à un sac d’urine. Disséminez le ballon foley avec un minimum de 5 mL de solution saline (0,9% de NaCl).
  8. Effectuer un test de coagulation activée (ACT: 240-300 s) 30 min avant l’implantation pour confirmer une héparinisation suffisante avant et une antagonisation après l’implantation. Effectuer une analyse des gaz du sang artériel (ABG) pour analyser l’environnement interne 30 minutes avant la péricardiectomie et l’implantation et toutes les heures pendant les deux procédures.
  9. Administrer les antibiotiques suivants, à savoir le sulbactam/ampicilline (20 mg/kg) 30 min par perfusion intraveineuse avant la péricardiectomie et l’implantation. Assurer une perfusion continue de cristalloïdes (5 mL/kg/h, solution d’électrolyte équilibrée isotonique) et d’hydroxyéthylamidon (HES, 30 mL/h) tout au long de la péricardiectomie et de l’implantation.

4. Péricardiectomie

  1. Préparation à la péricardiectomie
    1. Placez le mouton sur la table d’opération en position couchée latérale droite avec une élévation de 30 ° sur le côté gauche, puis fixez ses membres avec des harnais et des sangles.
    2. Stériliser le site chirurgical (péricardiectomie: supérieurement à la clavicule gauche, antérieurement au sternum, inférieure au niveau du diaphragme et postérieurement à la ligne midclaviculaire gauche) avec de l’alcool chlorhexidine avant d’effectuer la minithoracotomie. Couvrir les zones restantes avec un drapage stérile (Figure 2A).
    3. Faites une incision cutanée de 5 cm à la quatrième position parasternale intercostale à l’aide d’une lame chirurgicale #10 sous anesthésie générale.
    4. Disséquer le muscle pectoral majeur-pectoral mineur-serratus-intercostal antérieur via la minithoracotomie latérale gauche (m-LLT) en incisions de 5 cm de longueur consécutivement et séparément dans les troisième et quatrième espaces intercostaux pour une exposition idéale (Figure 2B).
    5. Faites l’incision décalée d’au moins 2 cm du sternum pour éviter de blesser l’artère thoracique interne gauche et les veines. Arrêtez le ventilateur pendant 10 s pour éviter les lésions pulmonaires avant d’ouvrir le thorax.
    6. Utilisez plusieurs gazes stériles pour comprimer le poumon gauche afin d’améliorer l’exposition du champ chirurgical après avoir placé un épandeur de côtes (Figure 2C). Visualisez le péricarde et le thymus dans le champ chirurgical (Figure 2D).
  2. Commencez la péricardiectomie au point d’attache du péricarde et du diaphragme et prélevez le tissu péricardique entre les deux nerfs phréniques, jusqu’aux veines innominates, jusqu’au diaphragme.
    1. Comprimer le poumon gauche comme mentionné à l’étape 4.1.5 pour exposer la fixation du diaphragme-péricarde-plèvre médiastinale. Coupez la plèvre médiastinale gauche à la fixation de la plèvre diaphragme-péricarde-médiastinale en faisant une incision de 1 cm de longueur à l’aide d’un ciseau chirurgical. Étendez l’incision vers le haut dans les veines nominatives le long de la ligne qui est décalée de 1 cm par rapport au nerf phrénique gauche (Figure 2E).
    2. Répétez la procédure pour la partie droite du péricarde en élevant l’apex vers la gauche à l’aide des doigts. Disséquez la graisse thymique et péricardique du sternum.
    3. Rencontrez les deux incisions du péricarde devant l’aorte. Serrez transversalement l’intersection du péricarde et du thymus des deux incisions péricardiques devant l’aorte en les maintenant fermement en place et en nouant manuellement six nœuds chirurgicaux à l’aide d’une suture 4-0 non résorbable.
    4. Évitez les lésions du nerf phrénique et des structures vasculaires sous-jacentes lors de la récolte du péricarde. Disséquer le tissu adipeux, y compris le thymus, de la surface du péricarde pendant la péricardectomie. Utilisez un outil de cautérisation (c.-à-d. électrotome, Bovie) pour l’hémostase.
  3. Placez le péricarde récolté sur la plaque stérile avec une écaille centimétrique pour enlever le tissu adipeux supplémentaire, puis lavez-le deux fois dans du NaCl à 0,9 % (Figure 2F). Vérifiez toutes les zones chirurgicales pour l’hémostase.
  4. Suturez la plèvre médiastinale droite ouverte sur le bord péricardique droit résiduel avec 3-0 polydioxanone de manière à courir deux fois. Gonflez manuellement le poumon droit au plus grand volume à l’aide d’un sac respiratoire et maintenez-le pendant 10 secondes avant de fermer le thorax droit. Suturez la plèvre médiastinale gauche ouverte sur le bord péricardique gauche résiduel avec 3-0 polydioxanone de manière à courir deux fois.
  5. Fermez les incisions thoraciques gauches en quatre couches comme décrit ci-dessous.
    1. Suturez les muscles intercostaux et le serratus antérieur avec de la polydioxanone 2-0 de manière simple interrompue ou croisée, le pectoral majeur-pectoral mineur avec 3-0 polydioxanone en mode courant, la sous-cutis avec 3-0 polydioxanone de manière croisée et la peau avec du nylon 3-0 de manière simple interrompue. Placez toutes les sutures à des intervalles de 1 cm.
    2. Gonflez manuellement le poumon gauche au plus grand volume à l’aide d’un ballon respiratoire et maintenez pendant 10 s avant de fermer les muscles intercostaux.
  6. Couvrez l’incision avec de la gaze stérile et comprimez-la manuellement pendant 5 minutes pour prévenir l’hémorragie après l’héparinisation pour l’implantation de la nouvelle valve cardiaque. Ensuite, bandez le site chirurgical.
  7. Arrêtez les anesthésiques intraveineux et l’isoflurane lors de la suture cutanée pour réduire la profondeur de la sédation.
  8. Retirez la sonde gastrique et le cathéter urinaire après le retour de la respiration spontanée. Ensuite, transférez les moutons avec l’oxymétrie de pouls dans la salle de réveil sur la civière.
  9. Retirez le tube endotrachéal lorsque le réflexe de déglutition, le réflexe papillaire et la respiration spontanée normale se rétablissent. Administrer 0,5 mg/kg de méloxicam par voie sous-cutanée une fois par jour avant l’implantation.
  10. Une fois que l’anesthésie est complètement inversée (c’est-à-dire lorsque le mouton est capable de se tenir debout indépendamment), le mouton peut avoir accès à de la nourriture et de l’eau.

5. Préparation de la valve cardiaque autologue tridimensionnelle

  1. Coupez le péricarde en retirant le tissu adipeux (Figure 3A, B, C), puis placez-le sur le moule valvulaire cardiaque en forme 3D. (En raison d’une demande de brevet en instance, les chiffres ne peuvent pas être fournis à cette étape.)
  2. Mettez le péricarde et le modèle de valve cardiaque en forme 3D dans un incubateur avec un réticulant non toxique (30 mL) pendant 2 jours et 21 h (Figure 3D; en raison de la demande de brevet en instance, les chiffres et les informations détaillées sur le réticulant non toxique ne peuvent pas être fournis à cette étape).

6. Préparation de l’APV

  1. Lavez la valve cardiaque réticulée dans 0,9% de NaCl deux fois et suturez-la dans un stent Nitinol (30 mm de diamètre, 29,4 mm de hauteur, 48 cellules rhombiques) de manière discontinue après 2 jours et 21 h. Utilisez du polypropylène 5-0 pour suturer la valve cardiaque en place en utilisant six à huit nœuds pour aligner les points de fixation entre la valve cardiaque et l’endoprothèse. (En raison d’une demande de brevet, les chiffres ne peuvent pas être fournis à cette étape.)
  2. Coupez les trois bords libres de la valve pulmonaire autologue à l’aide d’une lame chirurgicale n° 15 (Figure 4A,B). Maintenez la valve pulmonaire endoprothèse avec une pince chirurgicale, soulevez et laissez l’APV dans 0,9% de NaCl pour tester son ouverture et sa fermeture et pour évaluer si les trois commissures ont besoin d’une coupe supplémentaire pour obtenir une plus grande ouverture de l’orifice.
  3. Incuber l’APV dans un incubateur pendant 30 min pour la stérilisation dans 47,6 mL de PBS avec 0,8% d’amphotéricine B (0,4 mL) et 4,0% de pénicilline/streptomycine (2 mL). Sertir la valve cardiaque stentée dans la tête d’un système d’administration (DS) à l’aide d’un sertisseur commercial pour des tests en deux volets (Figure 4C-D) et l’insérer dans le système d’administration (Figure 4E).

7. Implantation valvulaire pulmonaire autologue transcathéter via la veine jugulaire gauche

  1. Anesthésier le mouton pour l’implantation de l’APV comme illustré aux étapes 1 à 3.
  2. Accès aux vaisseaux: Raser le mouton et stériliser le champ chirurgical, qui comprend de manière supérieure à la bordure inférieure de la mandibule, antérieurement à la ligne médiane antérieure, inférieure à la bordure supérieure de la clavicule gauche et postérieurement à la ligne médiane postérieure à l’aide d’un antiseptique povidone-iode avant d’effectuer l’implantation. Couvrez les zones non rasées et non stérilisées restantes avec un drapage stérile.
    1. Marquez la veine jugulaire gauche sur le cou et, à l’aide de la technique seldinger, placez le fil guide dans la veine jugulaire gauche. Agrandir le point de ponction avec une lame n° 10, placer une gaine de 11 F dans la veine jugulaire gauche pour la sonde ICE et le système d’administration (Figure 5A,B). Placez une suture de cordon de bourse autour de l’introducteur de gaine avec une suture non résorbable 4-0.
  3. Échocardiographie intracardiaque (ICE)17
    1. Effectuer l’ICE avant et immédiatement après l’implantation à l’aide d’un cathéter à ultrasons 10 Fr (Figure 5C). Évalue les paramètres, y compris les dimensions et les fonctions de la VAN, de l’APV et de la valve tricuspide par 2D, couleur, onde pulsée et Doppler continu dans l’axe court et long.
    2. Évaluer le degré de régurgitation valvulaire dans la veine contractée par évaluation semi-quantitative18 via ICE (Figure 6).
  4. Angiographie19 : Effectuer une angiographie à l’aide d’un arceau portatif et d’un écran fonctionnel pour guider l’implantation en mesurant les diamètres de la RVOT, de la VAN, du bulbe pulmonaire et de l’artère pulmonaire supravalvulaire, ainsi que pour évaluer l’APV après l’implantation (Figure 7A-D).
  5. Hémodynamique20 : Mesurer et enregistrer la pression artérielle ventriculaire et pulmonaire droite avant et après l’implantation à l’aide d’un cathéter en queue de cochon de 5,2 F 145°. Mesurer la pression artérielle systémique via l’artère auriculaire.
  6. Implantation
    1. Établissement du tractus TPVR: Placez un fil guide incliné de 0,035 pouce vers l’artère pulmonaire droite sous la direction de la fluoroscopie. Ensuite, placez un cathéter à queue de cochon 5,2 Fr dans la veine jugulaire gauche et avancez-le dans l’artère pulmonaire droite avec le guidage du fil guide précédemment placé sous fluoroscopie.
    2. Récupérez le fil guide incliné de la veine jugulaire gauche. Placez un cathéter à ballonnet angiographique 5 Fr Berman dans la veine jugulaire gauche et avancez-le dans l’artère pulmonaire droite en utilisant le guidage du fil guide.
    3. Préformer le fil guide ultra-rigide de 0,035 pouce en un cercle d’environ 8 à 10 cm de longueur avec un diamètre égal à la distance entre le point central de la valve tricuspide et le point central de la valve pulmonaire selon la mesure de la fluoroscopie et l’avancer dans l’artère pulmonaire droite sous le guidage du cathéter à ballonnet (Figure 8A). Assurez-vous que le fil n’interfère pas avec les chordes de la valve tricuspide.
    4. Dilater la peau avec une lame n° 11 et dilater la veine jugulaire gauche à l’aide de dilatateurs commerciaux de 16 Fr à 22 Fr séquentiellement (Figure 8B). Fermez l’incision avec une suture de cordon de bourse en polydioxanone 3-0 après dilatation (Figure 8C). Effectuer une angiographie pour s’assurer de la position souhaitée de la partie portant l’endoprothèse du DS comme décrit aupoint 19.
    5. Marquer la jonction sinotubulaire de la valve pulmonaire aux phases cardiaques fin systolique et diastolique terminale pendant l’angiographie pulmonaire comme la bordure distale de la zone d’atterrissage et le plan basal de la valve pulmonaire comme la bordure proximale de la zone d’atterrissage.
    6. Rouvrez et inspectez la valve autologue à stent pour détecter tout dommage induit par le sertissage. Re-sertir l’APV et l’insérer dans la tête de la DS (Figure 8D). Avancez le DS chargé via le fil guide préformé à travers le tractus d’entrée ventriculaire droit (RVIT) et le RVOT jusqu’à la position de la VAN (Figure 8E, F et Figure 9A).
    7. Rétractez le tube de couverture du DS et déployez l’APV lentement et directement sur la VAN dans la zone d’atterrissage à la fin de la phase diastolique sous guidage fluoroscopique (Figure 9A-C). Faites preuve de prudence lorsque le DS chargé traverse la jonction entre le RVIT et le RVOT afin de prévenir les lésions myocardiques et la fibrillation ventriculaire. La position optimale pour l’APV est lorsque la partie centrale de l’endoprothèse est placée sur la VAN.
    8. Rétractez soigneusement la pointe du DS dans le tube de couverture après le déploiement et récupérez le DS du mouton (Figure 9D). Répétez les mesures ICE (Figure 6D-F), angiographie (Figure 7C-D) et hémodynamiques pour l’examen post-examen des dimensions et des fonctions de l’APV implanté. Fermez l’incision sur le côté gauche du cou avec la suture de cordon de bourse pré-placée et comprimez-la manuellement.

8. Médicaments péri-implantatoires

  1. Avant l’implantation, administrer l’héparine au mouton à une dose de 5000 UI pour maintenir un temps de coagulation activé (ACT) de 240-300 s. Utilisez des tests ACT tout au long de la procédure. Répétez les tests ACT toutes les 30 minutes après le début de la procédure pour confirmer à la fois une héparinisation suffisante avant et une antagonisation après l’implantation.
  2. Avant l’implantation de l’APV, administrer 10 % de magnésium à une dose de 0,02 mol/L et de l’amiodarone à une dose de 3 à 5 mg/kg pour prévenir les arythmies cardiaques.
  3. Administrer du sulbactam/ampicilline (20 mg/kg) par voie intraveineuse pour prévenir l’infection et l’endocardite au début de la péricardectomie et de la procédure d’implantation.

9. Gestion postopératoire

  1. Effectuer un suivi postopératoire quotidien pendant 5 jours, en vérifiant l’état général du mouton en termes de fréquence cardiaque et de rythme, de profondeur respiratoire, de rythme respiratoire et de son respiratoire (pour vérifier la pneumonie postopératoire), les signes de douleur et d’autres anomalies. Vérifiez la plaie pour l’enflure postopératoire, l’inflammation, la rougeur, le saignement et la sécrétion.
  2. Poursuivre l’anticoagulation pendant 5 jours avec la daltéparine 5000 UI ou une autre héparine de faible poids moléculaire administrée par voie sous-cutanée une fois par jour. Administrer 1 mg/kg de méloxicam par injection sous-cutanée pour l’analgésie postopératoire pendant 5 jours.
  3. Effectuer un test sanguin de laboratoire, y compris l’hématologie, la fonction hépatique, la fonction rénale et la chimie du sérum pour évaluer l’état physique du mouton.

10. Suivi

  1. Effectuer l’ICE, l’imagerie par résonance magnétique cardiaque (IRMf), l’angiographie et enregistrer l’hémodynamique tous les 3 à 6 mois après l’implantation pendant une période maximale de 21 mois. Effectuez l’ICE et l’angiographie comme illustré ci-dessus.
  2. Effectuer une IRMf pour évaluer la fraction de régurgitation (RF) sur un scanner IRM de 3,0 T à l’aide d’une méthode standard d’électrocardiogramme21. Effectuer la tomodensitométrie cardiaque (TDM) finale pour évaluer la position de l’endoprothèse et la déformation du cœur droit tout au long du cycle cardiaque, comme illustré dans notre étude précédente22.

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Résultats

Chez les moutons J, les APV (30 mm de diamètre) ont été implantés avec succès dans la « zone d’atterrissage » du RVOT.

Chez le mouton J, l’hémodynamique est restée stable tout au long de la minithoracotomie antérolatérale gauche sous anesthésie générale avec ventilation, ainsi que dans l’IRM de suivi et l’ICE (tableau 1, tableau 2 et tableau 3). Le péricarde autologue mesurant 9 cm x 9 cm a été récolté et coupé en enlevant du tissu supplémenta...

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Discussion

Cette étude représente une étape importante dans le développement d’une valve pulmonaire vivante pour le TPVR. Dans un modèle de mouton adulte, la méthode a pu montrer qu’un APV dérivé du péricarde du mouton peut être implanté avec un stent nitinol auto-extensible via un cathétérisme de la veine jugulaire. Chez le mouton J, la valve pulmonaire autologue stentée a été implantée avec succès dans la position pulmonaire correcte à l’aide d’un système d’administration universel auto-conçu. Après l’implantation, la va...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts financier à divulguer.

Remerciements

Nous exprimons notre sincère gratitude à tous ceux qui ont contribué à ce travail, membres passés et actuels. Ce travail a été soutenu par des subventions du ministère fédéral allemand de l’Économie et de l’Énergie, EXIST - Transfert de recherche (03EFIBE103). Yimeng Hao est soutenu par le China Scholarship Council (CSC: 202008450028).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
10 % de magnésiumInresa Arzneimittel GmbHPZN : 000911260,02 mol/ L, 10X10 ml
10 Fr Cathéter à ultrasonsSiemens Healthcare GmbHSKU   ; 10043342RHACUSON AcuNav&trade ; cathéter à ultrasons
3D SlicerSlicer4.13.0-2021-08-13Logiciel : 3D Slicer plateforme de calcul d’images
Adobe IllustratorAdobeAdobe Illustrator 2021
Logiciel AmiodaroneSanofi-Aventis Deutschland GmbHPZN : 45993823- 5 mg/ kg, 150 mg/ 3 ml
Fil guide ultra-rigide AmplatzCOOK MEDICAL LLC, USA Numéro depièce de référence :THSF-35-145-AUS0,035 pouce, 145 cm
Plate-forme de dispositif anesthésiqueDrä ; gerwerk AG & Co. KGaA8621500Drä ; ger Atlan A350
ARROW Berman Cathéter angiographique à ballonnetTeleflex Medical Europe LtdLOT : 16F16M00705Fr, 80cm (X)
ButorphanolRichter Pharma AGVnr5319430.4mg/kg
C-ArmBV Pulsera, Philips Heathcare, Eindhoven, Pays-BasCAN/CSA-C22.2 NO.601.1-M90
Outil de sertissageEdwards Lifesciences, Irvine, CA, États-Unis9600CRSertisseuse
CTSiemens Healthcare GmbH&minus ;Plate-forme CT
DilatateurEdwards Lifesciences, Irvine, CA, USA9100DKSA14- 22 Fr
SutureEthicon Ethicon LOT :MKH2594- 0 fil monophile lisse, non résorbable
Suture EthiconLOT :DEE2743-0, 45 cm
Introducteur d’hémostase cathétériste rapideST. JUDE MEDICAL Minnetonka MNNuméro de lot : 345829711 Fr
FentanylJanssen-Cilag Pharma GmbHDE/H/1047/001-0020,01 mg/kg
FragminPfizer Pharma GmbH, Berlin, AllemagnePZN : 5746520Dalteparin 5000 UI/ d
Écran fonctionnelBV Pulsera, Philips Heathcare, Eindhoven, Pays-BasID du système : 44350921Matériel électrique médical
GlycopyrroniumbromidAccord Healthcare B.VPZN116491230,011 mg/kg
Fil de guidage MTERUMO COPORATION JAPANREF*0.89 mm, 180 cm
Hemochron Celite ACTInternational Technidyne Corporation, Edison, USANJ 08820-2419ACT
HeparinMerckle GmbHPZN : 3190573Heparin-Natrium 5.000  ; C.E./0,2  ; ml
Hydroxyéthylamidon (Haes-steril 10 %)Fresenius Kabi Deutschland GmbHCode ATC : B05A500 ml, 30 ml/h
Imeron 400 MCTBracco ImagingPZN002299782.0&ndash ; 2,5 ml/kg, Produit de contraste
IsofluraneCP-Pharma Handelsges. GmbHATCvet Code : QN01AB06250 ml, MAC : 1 %
Jonosteril Infusionslö ; sungFresenius Kabi Deutschland GmbHPZN : 5416121000 ml
KétamineActavis Group PTC EHFART.-Nr. 799-7622&ndash ; 5 mg/kg/h
MeloxicamBoehringer Ingelheim Vetmedica GmbHM21020A-0920 mg/mL, 50 ml
MidazolamHameln pharma plus GMBHMIDAZ501000,4mg/kg
IRMPhilips Healthcare&minus ;Ingenia Elition X, 3.0T
Natriumchloride (NaCl)B. Braun Melsungen AGPZN /EAN :04499344 / 40305390773610.9 %, 500 ml
Cathéter en queue de cochonCordis, Miami Lakes, FL, USAREF : 533-534A5.2 Fr 145 ° ;, 110 cm
PropofolB. Braun Melsungen AGPZN 1116449520mg/ml, 1&ndash ; 2,5 mg/kg
de propofolB. Braun Melsungen AGPZN 1116444310 mg/ml, 2,5 po ; 8,0 mg/kg/h
Cathéter IV de sécurité avec port d’injectionB. Braun Melsungen AGLOT : 20D03G8346Cathéter 18 G avec port d’injection
Sulbactam-ampicillinePfizer Pharma GmbH, Berlin, AllemagnePZN : 48431323 g, 2.000 mg/ 1.000 mg
Sulbactam/ ampicillineInstituto Biochimico Italiano G Lorenzini S.p.A. &ndash ; Via Fossignano 2, Aprilia (LT) &ndash ; Code ATC italien : J01CR0120 mg/kg, 2 g/1 g
Surgical BladeBrinkmann Medical ein Unternehmen der Dr. Junghans Medical GmbHPZN : 35484415 #
Surgical BladeBrinkmann Medical ein Unternehmen der Dr. Junghans Medical GmbHPZN : 35484411 #
SutureJohnson & JohnsonHersteller Artikel Nr. EH7284H5-0 polypropylène
GA35183M

Références

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