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Article de méthode

Isolement de l’artère intrapulmonaire et des cellules musculaires lisses pour étudier les réponses vasculaires

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DOI :

10.3791/63686

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8 juin 2022

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1Department of Physiology, Faculty of Medical Science and Center of Excellence for Innovation in Chemistry, Naresuan University, 2Department of Pharmaceutical Chemistry and Pharmacognosy, Faculty of Pharmaceutical Sciences, Naresuan University, 3Cosmetics and Natural Products Research Center, Faculty of Pharmaceutical Sciences, Naresuan University, 4Snyder Institute for Chronic Diseases, Airways Inflammation Research Group, Department of Physiology and Pharmacology, University of Calgary

Dans cet article

Résumé

Les réponses vasculaires de la circulation pulmonaire artérielle peuvent être explorées à l’aide de l’artère intrapulmonaire (API) et des cellules musculaires lisses vasculaires (VSMC). La présente étude décrit en détail l’isolement de l’IPA et les protocoles utilisés pour étudier la vasorelaxation en réponse à des stimuli physiologiques.

Résumé

L’artère intrapulmonaire (API) et les cellules musculaires lisses vasculaires (VSMC) isolées des poumons de rat peuvent être utilisées pour étudier les mécanismes sous-jacents de la vasoconstriction et de la vasorelaxation. Après avoir isolé l’IPA et les VSMC, les caractéristiques des réponses vasculaires dans des conditions physiologiques et pathologiques peuvent être évaluées en l’absence de facteurs extrinsèques tels que les signaux nerveux, les hormones, les cytokines, etc. Ainsi, l’IPA et les VSMC sont d’excellents modèles pour l’étude de la physiologie/physiopathologie vasculaire, ainsi que diverses investigations expérimentales, telles que la modulation par des agents pharmacologiques, l’analyse électrophysiologique patch-clamp, l’imagerie calcique, etc. Ici, nous avons utilisé une technique pour isoler l’API afin d’étudier les réponses vasculaires dans une configuration de bain d’organes. Des segments d’IPA ont été montés sur la chambre du bain d’organes via des fils intraluminaux et stimulés par divers agents pharmacologiques. Les changements dans le tonus vasculaire de l’API (c.-à-d. vasoconstriction et vasorelaxation) ont été enregistrés à l’aide d’un transducteur de force isométrique et d’un logiciel d’analyse de données physiologiques. Nous avons mis en place plusieurs protocoles expérimentaux, qui peuvent être adaptés pour étudier les mécanismes de vasorelaxation/vasoconstriction pour étudier les activités pharmacologiques des médicaments phytochimiques ou synthétiques. Les protocoles peuvent également être utilisés pour évaluer le rôle des médicaments dans la modulation de diverses maladies, y compris l’hypertension artérielle pulmonaire. Le modèle IPA nous permet d’étudier la courbe concentration-réponse, ce qui est crucial pour évaluer les paramètres pharmacodynamiques des médicaments.

Introduction

Le système vasculaire pulmonaire est un système vasculaire à basse pression dont la fonction principale est de fournir du sang désoxygéné à la zone d’échange de gaz des poumons. Les artères pulmonaires dans les poumons sont disposées en branches parallèles à l’arbre bronchique, formant finalement un vaste réseau de capillaires qui est continu sur plusieurs alvéoles et, enfin, se rejoignant en veinules et veines. Le tonus vasculaire de l’artère pulmonaire est contrôlé par plusieurs facteurs, impliquant l’interaction entre l’endothélium et les cellules musculaires lisses vasculaires (VSMC)1.

Dans cette étude, nous nous concentrons sur la vasorelaxation dépendante et indépendante de l’endothélium de l’artère intrapulmonaire (API). En ce qui concerne la vasorelaxation dépendante de l’endothélium, divers mécanismes se produisant à la surface des cellules endothéliales pourraient augmenter la concentration intracellulaire de Ca2+ (p. ex., l’acétylcholine [ACh] se lie au récepteur muscarinique [M3]), conduisant à la formation d’oxyde nitrique (NO), de prostacycline (PGl2) et de facteur hyperpolarisant dérivé de l’endothélium (EDHF) (Figure 1 ). Le NO est le principal facteur de relaxation dérivé de l’endothélium synthétisé à partir de la L-arginine par l’oxyde nitrique synthase endothéliale (eNOS)2, qui se dissocie ensuite des cellules endothéliales en VSMC (Figure 1) et stimule l’enzyme soluble guanylyl cyclase (sGC) ; cette enzyme transforme la guanosine triphosphate (GTP) en guanosine monophosphate cyclique (GMPc), qui active la protéine kinase G (PKG) et réduit les niveaux cytosoliques de Ca2+, provoquant ainsi une vasorelaxation (Figure 1). PGl2 est synthétisé par les cellules endothéliales via la voie cyclo-oxygénase (COX) 3,4. Il se lie au récepteur de la prostacycline (IP) sur les VSMC et stimule l’enzyme adénylyl cyclase (AC), qui convertit ensuite l’adénosine triphosphate (ATP) en adénosine monophosphate cyclique (AMPc) (Figure 1)3,4. L’AMPc active la protéine kinase A (PKA), réduisant les taux cytosoliques de Ca2+ et provoquant une vasorelaxation5 (Figure 1). La voie EDHF participe également à la vasorelaxation dépendante de l’endothélium via divers médiateurs endothéliaux et événements électriques. L’activation de la voie EDHF conduit à l’hyperpolarisation des VSMC, fermant ainsi les canaux Ca 2+ (VOCC) actionnés par tension, réduisant les niveaux intracellulaires de Ca 2+ et induisant une vasorelaxation 6. La vasorelaxation indépendante de l’endothélium se produit directement sur les VSMC via plusieurs mécanismes, tels que la réduction du niveau intracellulaire de Ca 2+, l’inhibition de la myosine light chain kinase (MLCK), l’activation de la myosine phosphatase à chaîne légère (MLCP) et la réduction de la sensibilité Ca2+ à la machinerie contractile des VSMC. Dans cette étude, nous nous concentrons sur la vasorelaxation causée par l’ouverture de divers canaux K+, le blocage des VOCC et l’inhibition de la libération de Ca 2+ par le réticulum sarcoplasmique7, ce qui conduit à la réduction des niveaux intracellulaires de Ca 2+, diminuant ainsi la phosphorylation de la chaîne légère de la myosine VSMC et la liaison myosine-actine ou la formation de ponts croisés, respectivement, aboutissant finalement à une vasorelaxation.

La technique d’évaluation des mesures de vasoconstriction et de vasorelaxation dans l’IPA isolé est bien établie pour les rongeurs, mais les données variaient selon les protocoles expérimentaux. La présente étude décrit la méthode utilisée pour évaluer les réactivités vasculaires de préparations IPA in vitro de rat, qui ont été réalisées en l’absence de facteurs externes modulant la réponse vasculaire in vivo, tels que les signaux nerveux, les hormones, les cytokines, la pression artérielle, etc.

Nous avons utilisé plusieurs protocoles expérimentaux utilisant l’extrait de plante comme exemple pour étudier les réactivités vasculaires de l’API. Différents bloqueurs (Figure 1) ont été utilisés pour identifier les mécanismes de vasorelaxation dépendante et indépendante de l’endothélium induite par l’extrait de plante. Néanmoins, les mêmes protocoles peuvent être adaptés pour évaluer les réponses vasculaires de l’IPA à tout médicament, extrait ou phytochimique utilisé pour le traitement de diverses pathologies pulmonaires.

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Protocole

Les expériences réalisées dans cette étude ont été approuvées par le Comité d’éthique du Comité de soin et d’utilisation des animaux de l’Université de Naresuan (NUACUC), numéro de protocole NU-AE620921, pour le soin et l’utilisation des animaux à des fins scientifiques.

1. Composition des solutions physiologiques

  1. Formuler la solution de Krebs en dissolvant des produits chimiques dans de l’eau distillée pour obtenir les concentrations finales comme suit: 122 mM NaCl, 10 mM HEPES, 5 mM KCl, 0,5 mM KH 2 PO 4, 0,5 mM NaHPO4, 1 mM MgCl 2, 1,8 mM CaCl 2et 11 mM glucose8. Ajuster le pH de la solution à 7,3 avec 1 M NaOH et préchauffer à 37 °C avant utilisation.
  2. Préparer la solution froide de Krebs de la même manière que celle mentionnée à l’étape 1.1. pour une utilisation comme milieu d’isolement de l’IPA, comme décrit à l’étape 2.

2. Isolement de l’artère intrapulmonaire (API)

  1. Anesthésier des rats Wistar mâles âgés de 8 semaines avec une injection intrapéritonéale de thiopental de sodium (100 mg/kg)9. Vérifiez la réaction des rats aux stimuli douloureux dans le sommeil profond en utilisant des forceps serrés à leurs pieds, puis assurez-vous que les rats n’ont pas de réaction de retrait du pied avant de les euthanasier à l’étape 2.2.
  2. Coupez le thorax moyen du rat et la terminaison cardiaque avec des ciseaux (taille 14 cm). Ensuite, localisez la racine du poumon avec des ciseaux (taille 14 cm). Récolter tout le poumon en le coupant avec des ciseaux et l’immerger dans la solution froide de Krebs10,11.
  3. Trancher un seul lobe du poumon avec des ciseaux (taille 11 cm) et placer sur une boîte de Petri (taille 9 cm) avec la face médiale/racine du poumon tournée vers le haut (Figure 2A, B). Observez et identifiez l’alignement de la veine, des bronches et de l’artère de haut en bas (Figure 2B).
  4. Couper la bronche longitudinalement avec des ciseaux (taille 11 cm). Ensuite, utilisez la pince (taille 11 cm) pour saisir le bout de la bronche. Disséquez doucement et retirez les bronches et les veines du poumon. Notez que l’API est toujours anatomiquement alignée sous la bronche.
  5. Après cela, l’API principale peut être visualisée (Figure 2C). Utilisez la pince (taille 11 cm) pour saisir la pointe de l’IPA et disséquez-la soigneusement hors du tissu pulmonaire avec des ciseaux (taille 11 cm).
  6. Conserver l’IPA isolée dans une solution froide de Krebs jusqu’à ce que l’ensemble de bain d’organes soit mis en place (pH 7,3 et température 4 °C)1 1.

3. Isolement des cellules musculaires lisses vasculaires (VSMC)

  1. Isolez l’IPA comme décrit précédemment à l’étape 2. Couper longitudinalement la branche principale de l’IPA avec des ciseaux (taille 11 cm) et couper en petites bandes (2 mm) (figure 3A).
  2. Immerger les bandelettes d’IPA dans un milieu de dissociation (DM)10,12 contenant 110 mM de NaCl, 5 mM de KCl, 0,5 mM KH 2PO4, 0,5 mM NaH2PO4,10 mM de NaHCO3, 10 mM HEPES, 0,03 mM de rouge phénol, 10 mM de taurine, 0,5 mM d’EDTA,2mM de MgCl2, 11 mM de glucose et 0,16 mM deCaCl2, et ajuster le pH à 7,0 avec 1 M NaOH. Incuber les bandelettes pendant 1 h à 4 °C dans du DM contenant 1 mg/mL de papaïne, 0,04 % d’albumine sérique bovine (BSA) et 0,4 mM de 1,4-dithiothréitol (DTT), puis incuber à 37 °C pendant 15 min. Ajouter 1 mg/mL de collagénase de type 1A dans le DM et incuber à 37 °C pendant 5 min.
    REMARQUE: DM est une solution utilisée pour préserver la viabilité cellulaire. La papaïne et la collagénase de type 1A sont des enzymes qui décomposent les protéines de la matrice extracellulaire pour isoler des cellules individuelles. BSA est une protéine d’albumine sérique utilisée pour la stabilisation des enzymes pendant le stockage et les réactions enzymatiques. Le DTT est un agent réducteur utilisé pour stabiliser et promouvoir l’activité des enzymes pendant le processus d’isolement cellulaire. La taurine est un acide aminé sulfurique utilisé pour stabiliser la membrane cellulaire et l’intégrité cellulaire.
  3. Transférer les tissus dans du DM frais et les disperser par trituration douce à l’aide d’une pipette Pasteur en verre (figure 3B). Continuez à triturer jusqu’à ce que les VSMC isolés deviennent visibles dans la solution de bain au microscope (Figure 3C).
    NOTE: Les VSMC fraîchement isolés peuvent être utilisés pour étudier la physiologie / physiopathologie vasculaire, ainsi que diverses investigations expérimentales, telles que la modulation par des agents pharmacologiques, l’analyse électrophysiologique patch-clamp, l’imagerie calcique, etc. Cependant, la présente étude se concentre uniquement sur la vasorelaxation de l’IPA isolée à l’aide de la technique du bain d’organes.

4. Technique des bains d’organes

  1. Isolez l’IPA comme décrit précédemment à l’étape 2. Couper la branche principale de l’API en anneaux de ~2 mm de longueur (Figure 2D)13.
  2. Fixer les anneaux IPA dans les chambres des bains d’organes (Figure 4) en les enfilant sur deux fils d’acier inoxydable de 40 μm de diamètre (Figure 2E)11,13,14.
  3. Fixez des fils en acier inoxydable montés avec des anneaux IPA aux capteurs de force isométriques connectés au dispositif d’acquisition de données et au système informatique installé avec le logiciel physiologique approprié pour l’enregistrement et l’analyse des données, puis augmentez doucement la tension de l’anneau IPA à 1 g11.
  4. Laisser les segments du récipient s’équilibrer pendant environ 45 minutes à une tension au repos de 1 g. Pendant la période d’équilibration, assurez-vous que la solution de Krebs est régulièrement changée toutes les 15 minutes. Après cette période d’équilibre, tester la viabilité des vaisseaux en mesurant leur vasoconstriction à haute solution extracellulaire de K+ (80 mM) contenant 47,4 mM de NaCl, 80 mM de KCl, 10 mM HEPES, 0,5 mM KH 2 PO 4, 0,5 mM de NaHPO 4, 1,8 mM de CaCl2, 1 mM de MgCl2et 11 mM de glucose10,11.
  5. Évaluer la présence ou l’absence d’endothélium en calculant la réponse de relaxation à l’acétylcholine (1 x 10−5 M) dans les anneaux précontractés avec la phényléphrine (PE, 1 x 10−5 M) (Notez que les contractions vasculaires restent stables pendant 1 h après l’ajout d’EP). Considérez les anneaux comme intacts à l’endothélium s’ils quantifient une relaxation supérieure à 70% (Figure 5A). S’ils ont moins de 10% de relaxation, considérez les anneaux comme dénudés d’endothélium13 (Figure 5B). Retirer mécaniquement l’endothélium en frottant doucement à l’intérieur du vaisseau avec un petit fil pour induire la dénudation.
  6. Encore une fois, équilibrez les anneaux artériels pendant 30 minutes avant le début des expériences d’essai.

5. Réponse vasorelaxante à l’extrait de plante

  1. Étudier l’effet relaxant de l’extrait de plante en précontractant les anneaux IPA avec du PE (1 x 10−5 M).
  2. Ensuite, ajoutez soigneusement l’extrait de plante (1-1 000 μg/mL) cumulativement aux cycles intacts à l’endothélium et aux cycles dénudés de l’endothélium pour induire une vasorelaxation (Figure 6A, B) et acquérir une courbe de réponse dépendante de la concentration (Figure 6C).
  3. Assurez-vous que l’effet du diméthylsulfoxyde (DMSO) utilisé comme solvant est également évalué de la même manière pour servir de témoin négatif (figure 6C).

6. Mécanisme de vasorelaxation induite par l’extrait de plante via l’endothélium

  1. Évaluer le mécanisme d’action vasorelaxant de l’extrait de plante par les voies endothéliale de l’oxyde nitrique synthase (eNOS), de la cyclo-oxygénase (COX)13 et du facteur hyperpolarisant dérivé de l’endothélium (EDHF) en incubant les cycles IPA intacts de l’endothélium pendant 30 minutes avec les inhibiteurs suivants (Figure 7A) : 1 x ester méthylique de NG-nitro-L-arginine de 10−4 M (L-NAME, un inhibiteur d’eNOS)9, 1 x indométacine 10−5 M (un inhibiteur de la COX)9, ou une combinaison de 1 x 10−7 M d’apamine (un petit bloqueur des canaux potassiques activé par le calcium) et de 1 x 10−7 M de charybdotoxine (un bloqueur des canaux potassiques activé par le calcium à conductance intermédiaire et à grande conductance), avant d’induire des contractions de l’IPA avec 1 x 10−5 M PE.
  2. Ensuite, après la stabilisation des contractions à l’EP, ajouter des concentrations cumulatives (0,1-1 000 μg/mL) de l’extrait de plante.
  3. Présenter les effets de l’extrait végétal en pourcentage de relaxation des cycles IPA en présence d’inhibiteurs par rapport à la réponse des cycles IPA sans inhibiteurs (Figure 7B-D) et construire la courbe concentration-réponse.

7. Mécanisme de vasorelaxation induite par l’extrait de plante via les canaux K+ des muscles lisses vasculaires

  1. Pré-incuber des cycles IPA dénudés par endothélium pendant 30 min avec 1 x 10−3 M 4-aminopyridine (4-AP), un bloqueur du canal potassique voltage-dépendant (KV) (Figure 8A), 1 x glibenclamide 10−5 M, un bloqueur du canal potassique sensible à l’ATP (KATP), ou 1 x 10−7 M iberiotoxine, un bloqueur des canaux K+ activés par Ca2+ à grande conductance (KCa), avant d’induire des contractions de l’IPA avec 1 x 10−5 M PE.
  2. Ensuite, ajoutez les concentrations cumulatives de l’extrait de plante.
  3. Présenter les effets de l’extrait végétal en pourcentage de relaxation des cycles IPA avec inhibiteur par rapport aux cycles IPA sans inhibiteur (Figure 8B-D) et construire la courbe concentration-réponse.

8. Mécanisme de vasorelaxation induite par l’extrait de plante via l’inhibition de l’afflux extracellulaire de calcium (Ca2+) dans les VSMC

  1. Pré-incuber des cycles IPA dénudés par endothélium pendant 30 min dans une solution de Krebs sans Ca2+ contenant 1 mM d’acide éthylèneglycol-bis (2-aminoéthyléther)-N,N,N',N'-tétraacétique (EGTA) (Figure 9A).
  2. Ensuite, remplacez la solution de bain par unesolution de K + libre de 80 mM Ca pendant 10 min pour dépolariser les VSMC, qui ouvrent ensuite les COVC (Figure 9A).
  3. Ajouter cumulativement CaCl2 (0,01-10 mM) pour induire une vasoconstriction de l’IPA et construire la courbe concentration-réponse (Figure 9A).
  4. Répéter ce protocole dans les mêmes cycles IPA mais les pré-incuber avec de l’extrait de plante ou de la nicardipine 1 μM (inhibiteur du canal Ca 2+ de type L) dans une solution de Ca2+ contenant 80 mM K+ pendant 10 min suivie de l’addition cumulée de CaCl28.
  5. Enfin, comparez la réponse contractile à la contraction maximale précédemment provoquée par les provocations de CaCl2 de contrôle (Figure 9B).

9. Mécanisme de vasorelaxation induite par l’extrait de plante via l’inhibition de la libération intracellulaire de calcium (Ca2+) par le réticulum sarcoplasmique (SR)

  1. Exposer les anneaux IPA dénudés de l’endothélium à une solution K+ de 80 mM pendant environ 5 minutes, en dépolarisant les VSMC, en ouvrant les COV et, finalement, en générant la charge Ca2+ dans le SR (Figure 10A).
  2. Remplacer la solution de bain pendant 10 min par une solution de Krebs sans Ca2+ contenant 1 mM d’EGTA (figure 10A).
  3. Ensuite, défiez les anneaux IPA avec 1 x 10−5 M PE, qui active la voie phospholipase C/IP3 , libérant finalement Ca2+ du SR et évoquant une contraction transitoire de l’IPA (Figure 10A).
  4. Répétez le même protocole pour vérifier les contractions transitoires à l’EP.
  5. Défiez à nouveau les anneaux IPA avec une solution K+ de 80 mM pendant environ 5 min, puis remplacez la solution de bain par une solution de Krebs sans Ca2+ contenant 1 mM d’EGTA avec ou sans extrait de plante pendant 10 min.
  6. Encore une fois, défiez les anneaux IPA avec 1 x 10−5 M PE.
  7. Comparer les contractions IPA induites par l’EP entre la condition avec et sans extrait de plante (Figure 10B).

10. Analyse statistique

  1. Exprimez les résultats sous forme de moyenne ± SEM. Comparez ces valeurs à l’aide du test t de Student ou analysez par une analyse de variance (ANOVA) suivie du test post hoc de Tukey-Kramer à l’aide d’un logiciel statistique approprié. Considérez que les différences à p < 0,05 sont statistiquement significatives. Ici, il y avait n = 6 rats/protocole expérimental.
    REMARQUE: L’enregistrement de la vasoconstriction et de la vasorelaxation peut être évalué avec un logiciel approprié installé sur l’ordinateur. Par exemple, la figure 5A montre que, lorsque les vaisseaux sanguins sont stimulés par l’EP provoquant la contraction, cela pourrait être observé à partir de la tension accrue du tracé d’origine. Le traçage se stabilisera en 20-30 min, ce qui est considéré comme une contraction à 100%. Après cela, l’ACh stimule les vaisseaux sanguins, provoquant une relaxation, qui pourrait être observée à partir de la diminution de la tension du tracé d’origine. Ainsi, la tension réduite est calculée en pourcentage par rapport à 100% de contraction.

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Résultats

Le protocole de la présente étude a été développé pour déterminer les conditions expérimentales optimales pour mesurer les phénomènes physiologiques observés dans les réponses vasculaires de préparations IPA isolées. Les expériences pilotes ont été réalisées pour décrire les résultats potentiels qui aident à comprendre les effets vasculaires et la base mécaniste de l’action vasorelaxante de l’extrait de plante, comme suit.

Effet vasorelaxant de l’extrait de plante
Comme le ...

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Discussion

Dans ce manuscrit, nous décrivons la technique d’isolement des rats IPA et des VSMC. Plusieurs protocoles expérimentaux ont été utilisés pour étudier la réponse vasculaire de l’IPA in vitro, qui peut être utilisée pour caractériser l’effet pharmacologique et la base mécaniste de la vasorelaxation IPA induite par l’extrait de plante.

En ce qui concerne l’action vasodilatatrice dépendante de l’endothélium de l’extrait de plante, divers bloqueurs tels que L-NAME (eNOS), indométacine (COX...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Les auteurs tiennent à remercier le Conseil national de recherches de Thaïlande, le Centre d’excellence pour l’innovation en chimie (PERCH-CIC) et le Réseau international de recherche (IRN61W0005) pour leur soutien financier, ainsi que le Département de physiologie de la Faculté des sciences médicales de l’Université de Naresuan pour le soutien aux installations de recherche.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
1,4-dithiothréitol (DTT)Sigma-AldrichD0632
N° CAS 348-12-3
4-aminopyridine (4-AP)Aldrich ChemicalA78403
N° CAS 504-24-5
AcétylcholineSigma-AldrichA6625
N° CAS 60-31-1
ApaminSigma-AldrichA9459
N° CAS 24345-16-2
Bovin albumine sérique (BSA)Sigma-AldrichA2153
N° CAS 9048-46-8
Choure calciqueAjax FinechemAJA960
N° CAS 1707055184
CharybdotoxineSigma-AldrichC7802
N° CAS 95751-30-7
Colgénase de type 1ASigma-AldrichC9891
N° CAS 9001-12-1		De Clostridium histolyticum
D(+)- Glucose monohydratéMillipore CorporationK50876942 924
N° CAS 14431-43-7
Diméthylsulfoxyde (DMSO)Sigma-AldrichD4540
N° CAS 67-68-5
Éthylène glycol-bis (2-aminoéthyléther )-Acide N, N, N, N'-tétraacétique (EGTA)Sigma-AldrichE3889
N° CAS 67-42-5
Acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA)Sigma-AldrichE9884
N° CAS 60-00-4
Pince 11 cm.Pince Dumoxel
14 cm.Dumoxel-Glibenclamide
Sigma-AldrichG6039
N° CAS 16673-34-0
Programme GraphPad PrismVersion 5.0 du logiciel (San Diego, CA, États-Unis)
HEPESSigma-AldrichH3375
N° CAS 7365-45-9
IberiotoxineSigma-AldrichI5904
N° CAS 1002546960		recombinante de Mesobuthus tamulus
IndomethacinSigma-AldrichI7378
CAS NO. 53-86-1
Labchart ProgramSoftware version 7.0 (A.D. Instrument, Castle Hill, Australie).
Chlorure de magnésiumAjaxFinechem 296
N° CAS 1506254995
Rats Wistar mâlesNomura Siam International Co. Ltd., Bangkok, Thaïlande
NG-nitro-L-arginine methyl ester (L-NAME)Sigma-AldrichN5751
N° CAS 51298-62-5
NicardipineSigma-AldrichN7510
N° CAS 54527-84-3
Bain d’orgue 15 mL.--Ordre spécifique des chercheurs
PapainSigma-AldrichP4762
N° CAS 9001-73-4		FromPapaya Latex
Phenal redSigma-AldrichP5530
N° CAS 34487-61-1
PhényléphrineSigma-AldrichP6126
N° CAS 61-76-7
Chlorure de potassiumKemausKA383
N° CAS. 7447-40-7
Dihydrogénophosphate de potassiumAldrich ChemicalEC231-913-4
N° CAS 7778-77-0
S+A2 :E36odium chlorureKemausKA465
N° CAS 7647-14-5
Ciseaux 11 cm.Ciseaux en acier inoxydable
14 cm.Spall
AjaxFinechem 475
N° CAS 912466
Dihydrogénophosphate de sodiumAldrich Chemical33,198-8
N° CAS 7558-80-7
Hydroxyde de sodiumAjax Finechem482
N° CAS 1506196602
Anesthalthiopental sodiqueJPN3010002
N° CAS 1C 314/47
TaurineSigma-AldrichT0625
N° CAS 107-35-7
Bain d’eau WBU 45Memmert2766
N° CAS -
sans rouilleBicarbonate de sodium inoxydable

Références

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  3. Ruan, K. -H. Advance in understanding the biosynthesis of prostacyclin and thromboxane A2 in the endoplasmic reticulum membrane via the cyclo-oxygenase pathway. Mini Reviews in Medicinal Chemistry. 4 (6), 639-647 (2004).
  4. Del Pozo, R., Hernandez Gonzalez, I., Escribano-Subias, P. The prostacyclin pathway in pulmonary arterial hypertension: A clinical review. Expert Review of Respiratory Medicine. 11 (6), 491-503 (2017).
  5. Morgado, M., Cairrão, E., Santos-Silva, A. J., Verde, I. Cyclic nucleotide-dependent relaxation pathways in vascular smooth muscle. Cellular and Molecular Life Sciences. 69 (2), 247-266 (2012).
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  8. Wisutthathum, S., et al. Extract of Aquilaria crassna leaves and mangiferin are vasodilators while showing no cytotoxicity. Journal of Traditional and Complementary Medicine. 9 (4), 237-242 (2019).
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