Article de méthode

Piégeage optique de nanoparticules plasmoniques pour la caractérisation in situ de la spectroscopie Raman améliorée en surface

DOI :

10.3791/63862

⸱

23 juin 2022

 ,  , 
1HKUST-Shenzhen Research Institute, 2Department of Chemistry, The Hong Kong University of Science and Technology

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le présent protocole décrit une approche pratique pour intégrer le piégeage optique et la spectroscopie Raman améliorée en surface (SERS) pour manipuler des nanoparticules plasmoniques pour la détection moléculaire sensible. Sans agents d’agrégation, le laser de piégeage assemble des nanoparticules plasmoniques pour améliorer les signaux SERS des analytes cibles pour des mesures spectroscopiques in situ .

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La spectroscopie Raman améliorée en surface (SERS) permet la détection ultrasensible de molécules d’analytes dans diverses applications en raison du champ électrique accru des nanostructures métalliques. L’agrégation de nanoparticules d’argent induite par le sel est la méthode la plus populaire pour générer des substrats actifs SERS; Cependant, il est limité par une reproductibilité, une stabilité et une biocompatibilité médiocres. Le protocole actuel intègre la manipulation optique et la détection SERS pour développer une plate-forme analytique efficace pour résoudre ce problème. Un laser de piégeage de 1064 nm et un laser de sonde Raman de 532 nm sont combinés dans un microscope pour assembler des nanoparticules d’argent, qui génèrent des points chauds plasmoniques pour les mesures SERS in situ dans des environnements aqueux. Sans agents d’agrégation, cet assemblage dynamique de nanoparticules d’argent plasmonique permet une augmentation d’environ 50 fois du signal de la molécule d’analyte. De plus, il fournit un contrôle spatial et temporel pour former l’assemblage SERS-actif dans une solution de nanoparticules d’argent recouverte d’analyte aussi peu que 0,05 nM, ce qui minimise la perturbation potentielle pour l’analyse in vivo . Par conséquent, cette plate-forme SERS intégrée au piégeage optique offre un grand potentiel pour des analyses moléculaires efficaces, reproductibles et stables dans les liquides, en particulier dans les environnements physiologiques aqueux.

Introduction

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La spectroscopie Raman améliorée en surface (SERS) est une technique analytique sensible permettant de détecter directement la structure chimique des molécules cibles à des concentrations ultrafaibles ou même au niveau de la molécule unique 1,2,3,4. L’irradiation laser induit une résonance plasmonique de surface localisée dans des nanostructures métalliques, utilisées comme substrats SERS pour amplifier les signaux Raman des molécules cibles. Les agrégats de nanoparticules induits par le sel sont les substrats SERS largement utilisés, qui subissent spontanément un mouvement brownien dans les liquides de suspension colloïdale 5,6. Un séchage supplémentaire permet des mesures SERS stables; Cependant, une concentration d’impuretés peut se produire, ce qui introduit un bruit de fond et provoque des dommages irréversibles aux échantillons biologiques7. Par conséquent, il est pertinent de développer des agrégations de nanoparticules sans sel, de contrôler leur mouvement en solution et d’améliorer la biocompatibilité tout en maintenant l’efficacité de la mesure.

Le piégeage optique a été adopté pour contrôler divers substrats métalliques et faciliter les détections SERS 8,9,10,11,12,13,14. Un piège optique est généré en focalisant étroitement un faisceau laser pour générer un champ de force optique, qui attire de petits objets dans la région de plus haute intensité autour du foyer15,16. Récemment, les pièges optiques ont été utilisés pour développer des plates-formes de détection plasmonique reproductibles et sensibles pour diverses applications, montrant leurs avantages uniques dans la localisation et le contrôle de la position des nanostructures métalliques actives SERS dans les solutions 17,18,19,20,21,22,23,24 . Le présent protocole introduit une approche permettant de combiner des pincettes optiques et la spectro-microscopie Raman pour assembler dynamiquement des nanoparticules d’argent (AgNP) et les stabiliser contre le mouvement brownien en solution pour des mesures SERS efficaces. Dans la région d’assemblage de l’AgNP, le signal de l’ester de bis(succinimide) (DSNB) de 3,3'-dithiobis[6-nitrobenzoïque], des molécules d’analyte recouvertes à la surface des AgNP, peut être multiplié par environ 50. Cette approche est adaptée à l’analyse de biomolécules sensibles incompatibles avec les agents de coiffage chimique25,26,27. De plus, il fournit un contrôle spatial et temporel pour générer l’assemblage AgNP actif SERS. Cela permet une détection in situ dans des environnements aqueux, ce qui pourrait réduire l’utilisation des AgNP et minimiser les perturbations pour l’analyse in vivo 28,29,30. De plus, l’ensemble AgNP induit par piégeage optique est stable, reproductible et réversible31,32. Il s’agit donc d’une plate-forme prometteuse pour détecter les molécules d’analyte dans des solutions et dans des conditions physiologiques où l’agrégation induite par le sel n’est pas applicable.

Dans la présente étude, un laser de piégeage de 1064 nm, un module de détection de force et une source d’éclairage à fond clair sont intégrés au système de microscopie optique pour la manipulation optique et la visualisation des particules. Un laser à sonde Raman de 532 nm a également été incorporé dans le microscope et aligné avec le laser de piégeage dans la chambre d’échantillonnage. Pour l’acquisition spectrale, la lumière rétrodiffusée a été recueillie et redirigée vers un spectromètre (Figure 1).

Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Configuration optique

  1. Diriger un faisceau laser de 532 nm (source d’excitation Raman) dans l’orifice flexible du microscope optique à pince (voir le tableau des matériaux).
  2. Alignez le faisceau laser de 532 nm dans les voies stéréo à double couche du microscope optique à pince à épiler avec un miroir dichroïque passe-long de 750 nm à combiner avec les faisceaux laser de piégeage d’origine pour se concentrer sur la chambre d’échantillonnage.
  3. Recueillir la lumière rétrodiffusée de la chambre d’échantillonnage à l’aide d’un miroir dichroïque passe-long de 750 nm et la rediriger vers un spectromètre contenant une caméra CCD refroidie à l’azote liquide (voir le tableau des matériaux). Placez un filtre à encoche de 532 nm devant la fente d’entrée du spectromètre avant l’acquisition spectrale.
    REMARQUE: Une protection oculaire doit être utilisée lorsque le laser est allumé et le faisceau laser doit être contenu dans une zone sûre.

2. Fabrication d’AgNP

  1. Faire chauffer 50 mL de solution aqueuse AgNO3 de 1 mM dans une fiole à fond rond pendant l’ébullition.
  2. Ajouter goutte à goutte 1,0 mL de solution de citrate trisodique 0,1 M dans la solution aqueuse d’AgNO3 bouillie.
  3. Garder le mélange bouillant pendant 16 min sous agitation constante.
  4. Refroidir le mélange à température ambiante. Une couleur jaunâtre est observée.
  5. Centrifuger les colloïdes AgNP à 2000 × g pendant 5 min à température ambiante, puis retirer le surnageant à l’aide d’une pipette.
  6. Resuspendre les colloïdes AgNP avec 1 mL d’eau désionisée (résistivité de 18,2 MΩ cm).
  7. Répétez les étapes 2.5 et 2.6 trois fois pour éliminer l’agent réducteur résiduel.
  8. Caractériser la distribution granulométrique des AgNP à l’aide de la microscopie électronique à balayage (MEB) et de la diffusion dynamique de la lumière (DLS)33 pour confirmer l’uniformité des AgNP (figure 2). La concentration d’AgNP a été estimée à 0,1 nM par absorbanceUV 34.
    NOTES: En raison de la faible concentration, la solution mère AgNP peut être maintenue sans regroupement pendant 2-3 semaines. Aucun agent stabilisant n’est requis. Si un précipité était observé dans la solution mère AgNP, une nouvelle solution AgNP était préparée conformément au protocole ci-dessus.

3. Interaction de la molécule d’analyte DSNB et de l’AgNP

  1. Ajouter 200 μL de 2 mM de DSNB (voir le tableau des matériaux) à 1 mL de colloïde AgNP et incuber à température ambiante pendant 3 h pour enduire une couche de DSNB à la surface de l’AgNP par la formation de la liaison Ag-S entre AgNP et DSNB35. Une représentation schématique de cette interaction est illustrée à la figure 3.
  2. Centrifuger l’AgNP à 2 000 × g pendant 5 min à température ambiante et retirer le surnageant.
  3. Remettez en suspension l’AgNP-DSNB avec 1 mL d’eau désionisée.
  4. Répétez les étapes 3.2 et 3.3 trois fois pour éliminer l’excès de DSNB.
  5. Enregistrer les spectres UV-visible du colloïde AgNP et de la solution AgNP-DSNB.
    REMARQUE : Ce spectre montre un décalage du pic d’absorption d’environ 420 nm à 450 nm, indiquant le revêtement réussi du DSNB à la surface de l’AgNP (figure 3).

4. Préparation de la chambre d’échantillonnage et génération de l’assemblage AgNP pour la mesure SERS

  1. Nettoyez la lame de verre et la lamelle de couverture avec de l’eau et de l’éthanol.
  2. Fixez le ruban adhésif du cadre (épaisseur de 0,25 mm, voir le tableau des matériaux) à la lame de verre pour créer une chambre (1,0 cm de longueur × 1,0 cm de largeur × 0,25 mm de hauteur).
  3. Ajouter quelques gouttes de la solution AgNP-DSNB (environ 25 μL) dans le cadre.
  4. Placez le couvercle sur le ruban du cadre et scellez-le (Figure 4).
  5. Ajouter de l’azote liquide dans le récipient de la caméra CCD refroidie à l’azote liquide jusqu’à ce que la température atteigne -120 °C.
  6. Bloquez le trajet du faisceau de la sonde Raman à l’aide d’un écran de sécurité laser magnétique (voir Tableau des matériaux), puis allumez le laser source d’excitation Raman 532 nm.
  7. Fixez la chambre d’échantillonnage avec la solution AgNP-DSNB sur le support de chambre. Ajouter de l’eau à l’objectif immergé dans l’eau (grossissement 60x avec une ouverture numérique A de 1,2) comme illustré à la figure 1. Placez ensuite le porte-chambre immédiatement sur le microétage au-dessus de l’objectif.
  8. Déposez l’huile d’immersion sur le couvercle et positionnez le condenseur immergé dans l’huile pour visualiser les particules sur la caméra du microscope.
  9. Ajustez la position Z de l’objectif en tournant le bouton du microscope jusqu’à ce que le faisceau de sonde Raman de 532 nm soit focalisé sur la surface vitrée inférieure de la chambre, montrant une tache blanche sur la caméra du microscope (Figure 5).
    1. Ajustez les positions X et Y du microétage pour déplacer la chambre et placer la région centrale de la chambre au point blanc. Ouvrez le logiciel de contrôle de la pince optique (voir le tableau des matériaux) et utilisez la commande par joystick équipée pour déplacer le laser de piégeage de 1064 nm (indiqué par un cercle rouge dans la pince optique) pour qu’il chevauche le point blanc (Figure 5).
    2. Ensuite, réglez le bouton du microscope pour déplacer la position Z de l’objectif vers le haut.
      REMARQUE: La disparition de la tache blanche dans l’image de la caméra du microscope indique que le faisceau de la sonde Raman de 532 nm est focalisé à l’intérieur de la chambre.
  10. Allumez le laser de piégeage de 1064 nm pour attirer les AgNP dans la chambre d’échantillonnage et créer un assemblage AgNP plasmonique.
    REMARQUE : La collecte des AgNP entraîne la présence d’une tache sombre dans la chambre d’échantillonnage (figure 6B).
    1. Baissez le faisceau laser de piégeage pour éviter la surchauffe ou la formation de bulles au besoin.
      REMARQUE : Augmentez la puissance du laser de piégeage et le temps d’irradiation s’il n’y a pas de formation apparente de l’assemblage AgNP.
  11. Ajustez la position du microétage de l’échantillon pour placer la tache sombre de l’ensemble AgNP plasmonique sous le foyer du faisceau de sonde Raman de 532 nm pour les mesures spectroscopiques.
  12. Placez les filtres à densité neutre (ND) devant la prise laser Raman 532 nm pour régler la puissance à 10 mW. Entrez le temps d’acquisition (10 s pour la présente étude, figure 6) dans le panneau de réglage du logiciel du spectre (voir le tableau des matériaux) et cliquez sur le bouton Acquérir pour lancer l’acquisition spectrale.
    NOTE: Cela génère le spectre SERS des molécules de l’analyte (DSNB dans le résultat représentatif et Figure 6).

Résultats

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Comme preuve de concept, le DSNB a été choisi comme molécule d’analyte et recouvert sur la surface des AgNPs. Les spectres SERS typiques du DSNB améliorés par l’assemblage AgNP plasmonique et l’AgNP dispersé sont illustrés à la figure 6. Sans le laser de piégeage, les AgNP dispersés dans la chambre d’échantillonnage ont généré un spectre noir (Figure 6A) lors de l’excitation par le laser de la sonde Raman. Un signal SERS faible et large a été observé à environ 1380-1450 cm-1, le pic caractéristique du DSNB à partir de son tronçon symétrique NO2, ce qui est cohérent avec les rapports de littérature35,36. Comme les AgNP dispersés étaient sous mouvement brownien, les jonctions interparticulaires étaient grandes et instables, comme l’illustre la figure 6C. Ainsi, l’amplification du signal SERS du DSNB était faible pour les AgNP dispersés.

Les AgNP sont rassemblés pour former un assemblage d’AgNP plasmonique lorsque le laser de piégeage est allumé. L’augmentation de la puissance et l’extension du temps d’irradiation du laser de piégeage pourraient attirer plus d’AgNP et générer une tache sombre, comme le montre la figure 6B. Ici, nous avons appliqué une puissance laser de piégeage de 700 mM et un temps d’irradiation de 20 s pour créer un assemblage AgNP plasmonique dans une solution AgNP revêtue de DSNB de 0,05 nM à un endroit et à un moment désignés. Le spectre SERS du DSNB a été obtenu dans la région de l’assemblage plasmonique AgNP (Figure 6A, rouge). La forte bande Raman à 930 cm-1 est affectée à la vibration de ciseaux nitro, et les grandes bandes à 1078 cm-1, 1152 cm-1 et 1191 cm-1 correspondent probablement à l’étirement N-C-O du succinimidyl chevauchant les modes de cycle aromatique de DSNB 35,37. Les bandes caractéristiques à 1385 cm-1 et 1444 cm-1 proviennent de l’étirement nitro symétrique du DSNB et sont considérablement améliorées et légèrement décalées en raison de la réaction avec la surface de l’AgNP35,37. Sur la base des empreintes SERS précédemment rapportées de DSNB35,36,37, la bande à 1579 cm-1 a été assignée au mode de cycle aromatique du DSNB. Les intensités globales de DSNB dans l’assemblage plasmonique AgNP étaient plus élevées que celles de l’AgNP dispersé. Compte tenu de l’intensité du pic caractéristique à 1444 cm-1, l’assemblage AgNP plasmonique peut fournir une augmentation d’environ 50 fois du signal SERS du DSNB par rapport à celui de l’AgNP dispersé. Comme le montre la figure 7, les spectres SERS du DSNB ont été enregistrés à plusieurs reprises (20 fois) pour l’assemblage AgNP dans l’expérience, démontrant des caractéristiques vibratoires identiques. Les intensités des pics caractéristiques de DSNB à 1152 cm-1, 1444 cm-1 et 1579 cm-1 dans ces 20 spectres SERS ont été tracées sous forme d’histogrammes avec des écarts-types relatifs (RSD) de 6,88%, 6,59% et 5,48%, respectivement. Cela a permis de vérifier davantage la reproductibilité et la stabilité. Par conséquent, cette approche est fiable pour manipuler les nanoparticules plasmoniques et la détection SERS des molécules d’analyte en solution.

figure-results-1
Figure 1 : Représentation schématique de la plateforme spectroscopique Raman couplée à une pince à épiler optique. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-2
Figure 2 : Préparation de l’AgNP pour la mesure du SERS. (A) Image MEB de l’AgNP. (B) Répartition granulométrique des PNAg par DLS. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-3
Figure 3 : Interaction de l’AgNP et du DSNB. (A) Schéma du revêtement du DSNB à la surface de l’AgNP. (B) spectres UV-visible de AgNP et AgNP-DSNB. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-4
Figure 4: Schéma de la préparation de la chambre d’échantillonnage. (A) Processus de préparation de la chambre d’échantillonnage. B) Chambre d’échantillonnage préparée. Barre d’échelle = 1 cm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 5 : Chevauchement de position du laser Raman 532 nm et du laser piégeage 1064 nm. (A) Position du laser Raman 532 nm indiquée par un point blanc. (B) Position du laser de piégeage de 1064 nm indiquée par un cercle rouge. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 6 : Spectres SERS typiques des molécules d’analyte améliorés par l’assemblage AgNP plasmonique. (A) Spectres SERS du DSNB à l’assemblage plasmonique AgNP (rouge) et à l’AgNP dispersé (noir). (B) L’assemblage plasmonique AgNP lorsque le laser de piégeage est activé montre une tache sombre sous visualisation microscopique. (C) L’AgNP dispersé lorsque le laser de piégeage est éteint. (D) Illustration du mécanisme de formation de l’assemblage AgNP. (E) Intensité SERS dépendante de la concentration en l’absence du laser de piégeage. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 7 : Reproductibilité du signal SERS du DSNB. (A) 20 spectres SERS du DSNB à l’assemblage plasmonique AgNP enregistrés à plusieurs reprises dans l’expérience. (B) Histogrammes des intensités des pics caractéristiques du DSNB à 1152 cm-1 (RSD = 6,88%), 1444 cm-1 (RSD = 6,59%) et 1579 cm-1 (RSD = 5,48%). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 8 : Assemblage AgNP généré sous différents paramètres expérimentaux. (A) Puissance laser de piégeage différente; temps d’irradiation 20 s et concentration d’AgNP 0,05 nM. B) Temps d’irradiation différent; puissance laser de piégeage 700 mW et concentration AgNP 0,05 nM. c) Concentration différente d’AgNP; temps d’irradiation 20 s et puissance laser de piégeage 700 mW. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure supplémentaire 1 : Images de la caméra de microscope de l’assemblage AgNP dans des séries chronologiques lorsque le laser de piégeage a été éteint. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La présente étude fait état d’une plateforme analytique qui combine le piégeage optique et la détection SERS pour les caractérisations moléculaires in situ . Un faisceau de sonde Raman de 532 nm a été combiné à un faisceau laser piégeant de 1064 nm à travers des voies stéréo à double couche pour combiner la mise au point et la collecte pour des mesures spectroscopiques supplémentaires en géométrie de rétrodiffusion. Le faisceau laser de piégeage a assemblé des AgNP pour former des points chauds plasmoniques, suivi de l’excitation du faisceau laser de la sonde Raman pour générer le signal SERS des molécules d’analyte en solution. À titre de preuve de concept, la détection de DSNB a été démontrée, qui a été revêtue à la surface des AgNP. Dans la région d’assemblage AgNP contrôlée par le faisceau laser de piégeage, une augmentation d’environ 50 fois du signal du DSNB par rapport aux AgNP dispersés environnants a été obtenue. Une amplification similaire à haut signal des molécules d’analyte dans les mesures SERS en phase de solution sur la plate-forme présentée a été obtenue de manière reproductible.

L’étape critique affectant l’amplification du signal SERS est la formation d’un assemblage AgNP induit par piégeage optique. Le signal SERS des molécules de l’analyte peut être optimisé en ajustant des paramètres expérimentaux fins tels que la puissance du laser de piégeage, le temps d’irradiation et la concentration d’AgNP. Comme le montre la figure 8, l’utilisation d’une puissance laser de piégeage plus élevée peut augmenter l’efficacité de la formation de l’assemblage AgNP. Des assemblages AgNP reproductibles ont été obtenus en augmentant la puissance du laser de piégeage de 450 mW à 700 mW. Cependant, une puissance laser de piégeage supérieure à 950 mW peut induire une surchauffe et la génération debulles38. Ainsi, une puissance laser de piégeage modérée est recommandée pour créer un assemblage AgNP dynamique. De même, un temps d’irradiation plus long est utile pour favoriser la formation d’assemblages AgNP. La figure 8B montre qu’un assemblage d’AgNP sphérique clair s’est formé lorsque le temps d’irradiation est passé de 5 à 20 s. Cependant, l’assemblage AgNP a été déformé après une irradiation de 60 s. De plus, la formation de l’assemblage AgNP a été accélérée à une concentration plus élevée d’AgNP, de 0,01 nM à 0,05 nM, alors qu’il a été rapidement surchauffé à 0,25 nM, comme le montre la figure 8C. S’il n’y a pas de formation apparente d’assemblage AgNP, il est recommandé d’augmenter la puissance du laser de piégeage et le temps d’irradiation. Lors de la génération d’un assemblage AgNP stable, le laser de piégeage doit être abaissé pour éviter les dommages thermiques potentiels.

L’activité SERS de l’assemblage AgNP induit par piégeage optique a été attribuée à une augmentation de la concentration locale d’AgNP dans la région d’irradiation laser de piégeage, qui est la tache sombre de la figure 6B. Dans la solution fluidique d’AgNP, le piège optique peut continuellement attirer les AgNP pour s’accumuler et former des points chauds plasmoniques dans un espace confiné dans les jonctions interparticulaires. Cela donne un champ électrique amélioré qui améliore l’effet SERS. Elle a également été vérifiée par le signal SERS plus fort obtenu à une concentration d’AgNP plus élevée (1,00 nM) par rapport au signal SERS plus faible acquis à une concentration d’AgNP plus faible (0,05 nM) sans le laser de piégeage, comme le montre la figure 6E.

De plus, le contrôle de position de l’ensemble AgNP plasmonique en solution, contre le mouvement brownien, par piégeage optique a considérablement amélioré l’efficacité et la stabilité des mesures SERS. La détection à haut débit peut être effectuée lorsqu’elle est connectée au système microfluidique. Par rapport à l’agrégation traditionnelle de nanoparticules induite par le sel pour générer des substrats actifs SERS, notre plateforme permet la formation dynamique d’assemblages AgNP plasmoniques, à l’emplacement et au moment prévus, avec une grande flexibilité26,28. De plus, il fonctionne efficacement à des concentrations nanomolaires d’AgNP et permet la manipulation spatio-temporelle de points chauds actifs SERS pour des mesures spectroscopiques in situ en solutions. Cet assemblage dynamique AgNP s’est progressivement démonté en quelques minutes lorsque le laser de piégeage a été éteint. Sans le laser de piégeage, l’assemblage AgNP a presque disparu en 20 minutes, comme le montre la figure supplémentaire 1. Cela peut minimiser l’influence sur le système de détection et présente un grand potentiel pour diverses applications biologiques, en particulier la détection de biomolécules (ADN, ARN et protéines) dans des conditions physiologiques et in vivo. Cependant, cet assemblage dynamique AgNP fournit un facteur d’amélioration plus faible que les agrégats AgNPinduits par le sel 2, et par conséquent, d’autres modifications et développements sont nécessaires.

En conclusion, l’intégration du piégeage optique et de la détection SERS fournit une méthode pratique pour contrôler les nanoparticules plasmoniques et obtenir une amélioration reproductible du signal SERS pour détecter les molécules d’analyte dans des solutions à haute efficacité, stabilité et biocompatibilité.

Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous reconnaissons le soutien financier de la Commission des sciences, de la technologie et de l’innovation de la municipalité de Shenzhen (No. JCYJ20180306174930894), le Bureau municipal de la science et de la technologie de Zhongshan (2020AG003) et le Conseil des subventions de recherche de Hong Kong (Projet 26303018). Nous remercions également le professeur Chi-Ming Che et son soutien financier du « Laboratoire de chimie synthétique et de biologie chimique » dans le cadre du programme Health@InnoHK lancé par la Commission de l’innovation et de la technologie de la Région administrative spéciale du gouvernement de Hong Kong de la République populaire de Chine.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Laser de piégeage 1064 nmIPG Photonics, États-UnisLaser à fibre CW Yb 1064 nm, 10W
3,3'-Dithiobis[6-nitrobenzoïque] bis(succinimide) ester  ;Biosynth CarbosynthFD15467
532 nm Source d’excitation RamanCNI, ChineMLL-III-532
Logiciel BluelakeLUMICKS, Pays-Basversion 1.6.12Logiciel de contrôle de pince optique
Bande de cadreThermo Fisher Scientific, IncAB-0576
Huile d’immersionCargille Laboratories, Inc16482
Caméra CCD (dispositif à couplage de charge) refroidie à l’azote liquideTeledyn Princeton Instrument, États-Unis400B eXcelon
Miroir dichroïque passe-longAHF, AllemagneF48-801
Ecran de sécurité laser magnétiqueThorLabsTPSM2
Microscope à épileroptique LUMICKS, Pays-Baspiège
Nitrate d’argentSigma-Aldrich ChineInc.S8157
SpectromètreTeledyn Princeton Instrument, États-UnisIsoPlane SCT-320
Citrate trisodiqueSigma-Aldrich China, Inc.S4641
Logiciel WinSpecTeledyn Princeton Instrument, États-Unisversion 2.6.24.0logiciel de spectre
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Références

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