Ganaspis brasiliensis - un parasitoïde larvaire de Drosophila suzukii (un ravageur envahissant mondial des cultures fruitières) - a été approuvé ou est envisagé pour l’introduction en Europe et aux États-Unis pour la lutte biologique contre ce ravageur. Cet article fournit des protocoles pour l’élevage à petite et à grande échelle de ce parasitoïde.
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Article de méthode
Méthodes d’élevage du parasitoïde Ganaspis brasiliensis, un agent de lutte biologique prometteur pour la drosophile suzukii envahissante
Dans cet article
Résumé
Résumé
Originaire d’Asie de l’Est, la drosophile à ailes tachetées, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), s’est largement établie dans les Amériques, en Europe et dans certaines parties de l’Afrique au cours de la dernière décennie, devenant un ravageur dévastateur de divers fruits à peau douce dans ses régions envahies. La lutte biologique, en particulier au moyen de parasitoïdes auto-entretenus et spécialisés, devrait être une option viable pour la gestion durable à l’échelle de la zone de ce ravageur hautement mobile et polyphage. Ganaspis brasiliensis Ihering (Hymenoptera: Figitidae) est un parasitoïde larvaire qui est largement distribué en Asie de l’Est, et s’est avéré être l’un des parasitoïdes les plus efficaces de D. suzukii.
Après des évaluations rigoureuses avant l’introduction de son efficacité et des risques potentiels non ciblés, l’un des groupes génétiques les plus spécifiques à l’hôte de cette espèce (G1 G. brasiliensis) a récemment été approuvé pour l’introduction et la libération sur le terrain aux États-Unis et en Italie. Un autre groupe génétique (G3 G. brasiliensis), qui a également été couramment trouvé pour attaquer D. suzukii en Asie de l’Est, pourrait être envisagé pour l’introduction dans un proche avenir. Il y a actuellement un énorme intérêt pour l’élevage de G. brasiliensis à des fins de recherche ou de production de masse pour la libération sur le terrain contre D. suzukii. Ce protocole et l’article vidéo associé décrivent des méthodes d’élevage efficaces pour ce parasitoïde, à la fois à petite échelle pour la recherche et à grande échelle pour la production de masse et la libération sur le terrain. Ces méthodes pourraient bénéficier à d’autres recherches à long terme et à l’utilisation de ce parasitoïde originaire d’Asie comme agent de lutte biologique prometteur pour ce ravageur envahissant mondial.
Introduction
Originaire d’Asie de l’Est, la drosophile à ailes tachetées, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae), s’est largement établie dans les Amériques, en Europe et dans certaines parties de l’Afrique 1,2. La mouche est extrêmement polyphage, étant capable d’utiliser divers fruits cultivés et sauvages à la peau douce et fine dans ses régions indigènes et envahies 1,2,3. Les stratégies actuelles de lutte contre ce ravageur reposent fortement sur l’utilisation fréquente d’insecticides qui ciblent les mouches adultes dans les champs de culture lorsque les fruits sensibles mûrissent. Des pulvérisations répétées sont souvent utilisées, peut-être en raison du débordement constant des populations de mouches des réservoirs provenant d’habitats non cultivés et du manque d’ennemis naturels efficaces résidant dans les régions envahies 1,4. La lutte biologique, en particulier au moyen de parasitoïdes spécialisés auto-entretenus, peut aider à supprimer les populations de mouches au niveau du paysage et jouer un rôle essentiel pour la gestion durable à l’échelle de la zone de ce ravageur hautement mobile et polyphage 4,5,6.
Au cours de la dernière décennie, les chercheurs ont concentré leurs efforts pour découvrir des parasitoïdes co-évolués de Drosophila suzukii dans les aires de répartition indigènes de la mouche en Asie de l’Est 7,8,9, ainsi que des parasitoïdes efficaces mais nouvellement associés dans les régions envahies par la mouche en Amérique et en Europe 4,5,6. Dans les régions nouvellement envahies de la mouche, les larves parasitoïdes drosophiles courantes, telles que Asobara c.f. tabida (Nees) (Hymenoptera: Braconidae), Leptopilina boulardi (Barbotin et al.) et L. heterotoma (Thompson) (Hymenoptera: Figitidae), sont incapables de se développer ou ont de faibles niveaux de parasitisme sur D. suzukii en raison de la forte résistance immunitaire de la mouche10. Seuls quelques parasitoïdes nymphaux cosmopolites et généralistes tels que Pachycrepoideus vindemiae (Rondani) (Hyménoptères: Pteromalidae) et Trichopria drosophilae (Perkins) (Hyménoptères: Diapriidae) en Amérique du Nord et en Europe, et Trichopria anastrephae Lima en Amérique du Sud peuvent facilement se développer à partir de cette mouche4. En revanche, des explorations en Asie de l’Est ont découvert un certain nombre de parasitoïdes larvaires de D. suzukii 4,5,6. Parmi eux, Asobara japonica Belokobylskij, Ganaspis brasiliensis Ihering et Leptopilina japonica Novković & Kimura sont les parasitoïdes larvaires dominants 7,8,9,11. En particulier, les deux figitidés (L. japonica et G. brasiliensis) étaient les principaux parasitoïdes que l’on trouve principalement dans les fruits frais infestés par D. suzukii et/ou d’autres drosophiles étroitement apparentés dans la végétation naturelle 7,8,9. Ces trois parasitoïdes larvaires asiatiques ont été importés dans des installations de quarantaine aux États-Unis et en Europe, et évalués pour leur efficacité relative 12,13,14,15,16,17, leur adaptabilité climatique 18, leurs interactions concurrentielles interspécifiques potentielles19 et, surtout, leur spécificité de l’hôte 8,20,21 ,22.
Les évaluations de quarantaine ont montré que Ganaspis brasiliensis était plus spécifique à l’hôte de Drosophila suzukii que d’autres parasitoïdes larvaires asiatiques testés, bien qu’il se compose probablement de différents biotypes ou espèces cryptiques avec une spécificité d’hôte variable 8,21,22,23,24. Nomano et al.22 ont regroupé des individus Ganaspis de différentes régions géographiques en cinq groupes génétiques (nommés G1-G5) sur la base d’analyses moléculaires du fragment du gène de la cytochrome oxydase I mitochondriale. Les groupes G2 et G4 ne sont signalés que dans quelques endroits tropicaux d’Asie du Sud, et le groupe G5 a été signalé en Asie et dans d’autres régions (p. ex., Argentine, Brésil, Hawaï et Mexique) à partir d’hôtes inconnus (Buffington, observation personnelle). Des collections sur le terrain de fruits sauvages infestés par D. suzukii en Corée du Sud7, en Chine8 et au Japon 9,23,25 ont trouvé G1 seul ou un mélange de spécimens représentant les groupes G1 et G3. Les deux groupes semblent sympatriques et coexistent sur les mêmes plantes hôtes habitées par D. suzukii et d’autres mouches hôtes étroitement apparentées. Néanmoins, certaines différences ont été observées entre les deux groupes, G1 ayant apparemment un degré plus élevé de spécificité de l’hôte ou de l’habitat de l’hôte à D. suzukii que G3, bien qu’ils attaquent tous deux un certain nombre d’espèces étroitement apparentées dans les tests de quarantaine21,22. D’autres analyses moléculaires détaillées peuvent aider à déterminer le statut de l’espèce, en particulier pour les groupes G1 et G3. Cette étude les désigne sous le nom de G1 G. brasiliensis et G3 G. brasiliensis. Certaines des premières études ont également nommé le G1 G. brasiliensis G. cf. brasiliensis 14,21,22. Le G1 G. brasiliensis a récemment été approuvé pour la libération sur le terrain contre D. suzukii aux États-Unis et en Italie (plusieurs autres pays européens envisagent également son introduction), tandis que le G3 G. brasiliensis pourrait être envisagé pour une libération sur le terrain dans un proche avenir. Des enquêtes récentes ont également révélé des populations adventives de L. japonica et de G1 G. brasiliensis en Colombie-Britannique, Canada26, et dans l’État de Washington, États-Unis (Beers et al., données non publiées), et des populations adventives de L. japonica dans la province de Trento, en Italie27.
Compte tenu de l’intérêt considérable suscité par l’élaboration de programmes de lutte biologique pour la prise en charge de Drosophila suzukii et du potentiel considérable de lutte biologique des introductions adventives et délibérées de Ganaspis brasiliensis, il est nécessaire de mettre au point des méthodes d’élevage efficaces pour ce parasitoïde larvaire en vue de futures recherches à long terme et/ou d’une libération sur le terrain. Ce protocole et l’article vidéo associé décrivent deux ensembles de méthodes d’élevage pour ce parasitoïde: (1) l’élevage en laboratoire à petite échelle dans des flacons en utilisant un mélange de fruits hôtes (myrtille) et un régime artificiel pour la culture de D. suzukii. Les méthodes ont été développées à l’aide de matériel G3 collecté à l’origine à Kunming, en Chine8. (2) Élevage en masse pour la libération en plein champ dans de grandes cages utilisant des fruits hôtes (myrtille) pour la culture de D. suzukii. Le groupe génétique utilisé pour l’élevage à grande échelle était le stock G1 originaire de Tokyo, au Japon 9,22. D’autres échelles de méthodes d’élevage, telles que l’utilisation de flacons ou de petits conteneurs pour les deux groupes, sont également brièvement discutées.
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Protocole
1. Méthodes d’élevage en laboratoire à petite échelle de G3 Ganaspis brasiliensis
- Préparez le régime alimentaire de l’hôte.
- Ajouter 600 mL d’eau distillée dans un récipient en verre de 1 500 mL et chauffer l’eau sur une plaque chauffante.
- Ajouter 88,6 g de régime sec disponible dans le commerce (à base d’agar, de levure de bière, de farine de maïs, de méthylparabène et de saccharose) ou préparer un régime alimentaire en utilisant la formule publiée par Dalton et al.28 (voir l’étape 2.1.2).
- Ajouter 300 ml d’eau distillée dans le régime sec et bien mélanger le mélange alimentaire.
- Ajouter le mélange à l’eau bouillante.
- Laissez bouillir le régime liquide sur la plaque chauffante pendant 10 minutes tout en remuant périodiquement le mélange pour l’empêcher de brûler.
- Laissez le régime refroidir à température ambiante pendant 30 minutes tout en le remuant de temps en temps pour répartir uniformément la chaleur et empêcher le régime de se solidifier à la surface.
- Mesurer 6,7 mL d’EtOH à 95 % dans un récipient et 3,5 mL de solution d’acide propionique 1 M dans un autre récipient.
- Une fois le régime refroidi, ajoutez l’EtOH puis la solution d’acide propionique, en remuant abondamment après chaque ajout.
- Préparez les bleuets (achetés sur le marché local) en les rinçant à l’eau froide, puis dans une solution d’eau de Javel à l’hypochlorite de sodium (diluée à 5%) et à l’eau froide à nouveau.
- Séchez les fruits avec une serviette en papier et écrasez-les manuellement jusqu’à ce que la peau de chaque fruit soit cassée et que le jus et la chair du fruit soient exposés.
- Ajouter 25 à 30 g de purée de bleuets dans chaque flacon de 250 ml. Tapotez les côtés de la fiole pour vous assurer que le fond intérieur de la fiole est recouvert d’une couche uniforme de purée de bleuets.
- Versez le régime préparé dans chaque flacon afin qu’il ne couvre que le dessus de la purée de bleuets.
- Ajouter des bouchons en mousse au cou des flacons et permettre au régime alimentaire de se solidifier à température ambiante (Figure 1).
- Une fois que le régime s’est solidifié, utilisez-le immédiatement ou conservez-le à 5 °C jusqu’à 3 semaines.
- Hôte arrière Drosophila suzukii.
- Retirez le régime conservé du réfrigérateur et laissez-le s’équilibrer à la température ambiante ambiante ou utilisez un régime fraîchement préparé.
- Coupez un morceau d’essuie-tout absorbant (par exemple, 5 cm x 20 cm) et tordez-le au centre. Placez la section centrale torsadée de l’essuie-tout dans la fiole (Figure 1).
- Mouillez l’essuie-tout et la surface du régime avec de l’eau distillée pour retenir l’humidité.
- Transférer les mouches adultes sexuellement matures des flacons de mouches de la colonie actuelle vers une nouvelle fiole de régime en retirant soigneusement le bouchon de l’ancienne fiole et en inversant rapidement la fiole et en alignant l’ouverture de l’ancienne fiole avec la nouvelle fiole.
- Tapotez doucement sur le côté de l’ancienne fiole pour inciter les mouches à tomber dans la nouvelle fiole. Assurez-vous qu’il y a environ 25 à 30 paires d’accouplement de D. suzukii dans la nouvelle fiole. Une fois qu’il y a suffisamment de mouches dans la nouvelle fiole, retournez rapidement l’ancienne fiole à la verticale et remplacez les bouchons des deux fioles.
- Répétez les transferts de mouches jusqu’à ce qu’il ne reste plus de mouches dans les vieilles fioles. Si nécessaire, combinez ou ramassez les mouches de plus d’une vieille fiole dans une nouvelle fiole pour vous assurer qu’il y a suffisamment de mouches (20 à 30 paires) par flacon.
- Maintenir les nouvelles fioles après une semaine d’exposition aux mouches adultes dans des conditions appropriées (21 °C, 16 L : photopériode de 8 D, humidité relative de 60 % à 80 % [HR %]) dans une chambre environnementale pendant 3 semaines pour l’émergence des mouches.
- Exposer les larves hôtes à des parasitoïdes.
- Prenez une fiole (voir l’étape 1.2.7) contenant des œufs de mouches et des larves après avoir retiré les mouches adultes et l’essuie-tout tordu de la fiole.
- Pliez un morceau d’essuie-tout absorbant en deux et mettez-le dans la fiole comme substrat de nymphose pour les larves parasitées.
- Aspirer six paires femelles et mâles de G3 G. brasiliensis dans chaque flacon (Figure 1). Strier une fine couche de miel sur le fond du bouchon en mousse.
- Laissez les parasitoïdes dans la fiole pendant 5 jours.
- Après une exposition de 5 jours, retirez les parasitoïdes et maintenez les flacons dans les conditions décrites ci-dessus dans une chambre environnementale pendant 35 jours jusqu’à l’émergence prévue des guêpes.
- Collectez et stockez les parasitoïdes adultes.
- Au cours des deuxième et troisième semaines d’incubation, vérifiez chaque semaine la présence d’hôtes précoces dans les flacons et retirez les mouches adultes.
- Une fois que les parasitoïdes adultes commencent à émerger, aspirez-les trois fois par semaine et maintenez-les dans des flacons de drosophiles (p. ex. 2,5 cm x 9,5 cm) (figure 1).
- Placez un petit morceau d’essuie-tout humidifié, mais non saturé, avec de l’eau distillée au fond du flacon.
- Ajouter ~ 60 parasitoïdes à chaque flacon et étiqueter le flacon avec les dates d’émergence. Strier une fine couche de miel sur le fond du bouchon de mousse, deux fois par semaine. Conservez les flacons avec des parasitoïdes adultes dans les conditions décrites ci-dessus dans la chambre environnementale jusqu’à un mois s’ils ne sont pas utilisés plus tôt.
- Réhumidifiez le papier dans le flacon une fois tous les 4 à 7 jours ou remplacez l’essuie-tout s’il y a des signes de moisissure.
2. Méthodes d’élevage à grande échelle de G1 Ganaspis brasiliensis
- Mettre en œuvre un élevage à grande échelle de l’hôte Drosophila suzukii.
- D. suzukii arrière dans de grandes cages tricotées recouvertes de mailles (p. ex., 50 cm x 50 cm x 100 cm) contenant chacune 1 500 à 2 000 mouches adultes sexuellement matures (sex-ratio 50:50) (figure 2).
- Préparer le milieu standard de la drosophile (SDM) en faisant bouillir tous les ingrédients (6 g de gélose bactériologique, 75 g de semoule de maïs, 17 g de levure nutritionnelle, 15 g de saccharose, 10 g de farine de soja, 10 mL d’acide propionique) dans 1 L d’eau distillée pendant 10 min tout en remuant périodiquement le mélange pour éviter qu’il ne brûle28.
- Laisser refroidir le mélange pendant 5 min et ajouter 5 g d’acide ascorbique.
- Versez le SDM fraîchement cuit dans des boîtes de Petri de 9 cm et laissez le milieu se solidifier à température ambiante avant de fermer les assiettes.
- Empilez les boîtes de Petri SDM, enveloppez la pile avec du papier d’aluminium et conservez les plats à 4 ° C pendant 2 semaines.
- À l’intérieur de chaque cage d’élevage, placez une assiette avec du coton imbibé d’eau et quatre à six boîtes de Petri avec du SDM (Figure 2).
- Deux fois par semaine, remplacez les boîtes de Petri SDM infestées par des boîtes fraîches.
- Placer individuellement les boîtes de Petri SDM infestées sans couvercle dans des gobelets en plastique (13,3 cm de diamètre ou 800 mL), fermer chaque gobelet avec un couvercle de maille fine (<0,5 mm) et incuber pendant 12 à 15 jours à 23 °C et 75 % HR (Figure 2).
- Transférez les adultes D. suzukii nouvellement éclos des gobelets en plastique vers les cages d’élevage.
- Préparez les larves hôtes.
- Rincez les bleuets à l’eau froide pendant 1 min et faites tremper les fruits dans une bassine remplie d’une solution d’eau de Javel (diluée à 5%) pendant 3 min.
- Égouttez la solution d’eau de Javel et remplissez le bassin d’eau froide pour rincer les bleuets. Mélanger doucement à la main pendant au moins 30 s.
- Répétez l’étape 2.2.2 avec de l’eau douce au moins trois fois pour éliminer les résidus d’eau de Javel et les autres arthropodes (p. ex. acariens, thrips) qui peuvent être présents sur le fruit.
- Placez les fruits sur un plateau avec plusieurs couches d’essuie-tout absorbants et inclinez soigneusement le plateau d’avant en arrière, en roulant les baies pour les sécher.
- Préparez plusieurs boîtes de Petri de 9 cm (les moitiés supérieure ou inférieure, face vers le haut) et remplissez chacune avec les bleuets lavés (15-25 fruits par assiette selon la taille du fruit).
- En fin d’après-midi, exposez les boîtes de Petri à des mouches adultes sexuellement matures dans les cages d’élevage de l’hôte (voir l’étape 2.1) et laissez-les pendant la nuit.
- Le lendemain matin, retirez les boîtes de Pétri des cages d’élevage de l’hôte en les soufflant doucement ou en tapotant dessus pour déloger les mouches sur les fruits et utilisez les fruits infestés pour l’élevage des parasitoïdes (voir étape 2.4).
- Mettre en œuvre un élevage parasitoïde à grande échelle.
- Utilisez deux types de cages pour élever le parasitoïde: une pour le parasitisme et une autre pour l’émergence de guêpes.
- Assurez-vous que la cage de parasitisme est cubique (p. ex., 45 cm de chaque côté) avec un panneau en plastique transparent à l’avant pour observer l’activité des insectes, deux ouvertures de manchon de 18 cm dans le panneau avant pour l’ajout ou l’élimination des insectes et le remplacement des aliments, et un filet en polyester fin (p. ex., maille 96 x 26) sur le dessus et les côtés pour la ventilation.
- Rendre la cage d’émergence plus petite (p. ex., 30 cm de chaque côté), avec une seule ouverture de manchon sur deux côtés opposés et un panneau en plastique transparent à l’avant pour la visibilité (Figure 2).
- Assurez-vous que les deux types de cages ont une fine ficelle suspendue sous le plafond à partir de laquelle suspendre une à plusieurs mangeoires (Figure 2).
REMARQUE: Un chargeur se compose d’un grand bouchon en mousse cylindrique (9 cm de diamètre) recouvert de gouttelettes de miel dispersées et peut être placé sur le sol de la cage ou suspendu au plafond de la cage (Figure 2). - À l’intérieur de chaque cage, fournissez de l’eau dans un flacon de drosophile à paroi droite (2,5 cm x 9,5 cm) scellé avec un bouchon d’acétate de cellulose (2,5 cm de diamètre) tous les 5 à 7 jours selon l’HR. Suspendez le flacon à l’envers au plafond de la cage (Figure 2).
- Exposez les larves hôtes aux parasitoïdes.
- Exposer le fruit infesté par l’hôte dans les boîtes de Pétri à G1 G. brasiliensis immédiatement après l’infestation nocturne de D. suzukii (voir l’étape 2.2.7).
- Laissez les 10 à 15 boîtes de Petri de fruits infestés dans la cage de parasitisation contenant 1 500 à 2 000 guêpes pendant 2 à 3 jours.
- Utilisez des gobelets en plastique (13,3 cm de diamètre ou 800 mL) avec des couches de papier absorbant sur le fond pour recueillir les fruits contenant les hôtes parasites (Figure 2).
- Placer les gobelets ouverts dans la cage d’éclosion et incuber pendant au moins 28 jours à 21 °C et 65 % HR (Figure 2).
- Au cours des deuxième et troisième semaines d’incubation, vérifiez chaque semaine l’éclosion précoce de l’hôte dans la cage et retirez les mouches adultes pour faciliter la collecte successive des parasitoïdes.
- À la fin de la quatrième semaine d’incubation, ajoutez une mangeoire et une source d’eau à la cage.
- Collectez et stockez les parasitoïdes adultes.
- Une fois que l’émergence des parasitoïdes commence, collectez une partie (10% à 15%) des adultes et transférez-les dans la cage de parasitisme pour remplacer les anciens individus improductifs.
- Recueillir et stocker les parasitoïdes restants dans des gobelets en plastique (13,3 cm de diamètre ou 800 mL) (figure 3A).
- Placer un tube (2 mL) rempli d’eau et scellé avec un rouleau de coton dentaire (1 cm x 3,8 cm) au fond de la tasse (Figure 3A).
- Fermez la tasse à l’aide d’un couvercle modifié muni d’un bouchon en mousse amovible (3,5 cm de diamètre) comme substrat d’alimentation et d’un trou recouvert de mailles pour la ventilation (figure 3B).
- Ajouter jusqu’à 700 adultes à chaque tasse (sex-ratio 50:50), étiqueter la tasse avec la date de levée et la conserver dans une chambre environnementale (17 °C; 65 % HR) jusqu’à ce qu’elle soit utilisée, ou jusqu’à 1 mois (Figure 3B).
- Expédiez les parasitoïdes adultes.
- Utilisez des tubes coniques (50 ml) pour expédier les parasitoïdes adultes.
- Percer un trou de ventilation (8 mm de diamètre) sur le capuchon et le recouvrir d’un filet à mailles fines (Figure 3C).
- Ajouter un anneau d’alimentation en acétate de cellulose à l’intérieur du bouchon (Figure 3C).
- Préparez une solution de saccharose saturée à l’aide d’eau distillée, appliquez quelques gouttes sur l’anneau d’alimentation et laissez-le absorber le liquide.
- Placez un morceau d’essuie-tout absorbant en forme d’éventail dans le tube (Figure 3D).
- Ajoutez environ 200 parasitoïdes adultes à chaque tube et placez les tubes dans un conteneur d’expédition isolé avec des sacs de glace.
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Résultats
La figure 4 montre les résultats représentatifs de l’élevage en laboratoire à petite échelle de G3 Ganaspis brasiliensis en utilisant deux densités parasitoïdes différentes (six ou 10 paires) et deux temps d’exposition différents (5 ou 10 jours) à l’installation de quarantaine de l’USDA-ARS Beneficial Insects Introduction Unit (Newark, Delaware). Il y avait 14 répétitions pour chaque combinaison de densité parasitoïde et de temps d’exposition. Au total, les 64 flacons ont produit 4 ...
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Discussion
La recherche à long terme et les rejets ultérieurs sur le terrain d’un agent de lutte biologique dépendent de la disponibilité de techniques d’élevage efficaces et économiques. Les méthodes décrites dans cette étude se sont avérées être des protocoles efficaces pour l’élevage à petite et à grande échelle de Ganaspis brasiliensis. Le protocole d’élevage à petite échelle a été développé sur plusieurs années pour optimiser la quantité de main-d’œuvre et réduire l’équipement spécialisé nécessaire pour maintenir simu...
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Déclarations de divulgation
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.
Remerciements
Les auteurs remercient Lukas Seehausen et Marc Kenis (CABI, Suisse) d’avoir aimablement fourni G1 G. brasiliensis. Le financement en Italie a été fourni par provincia autonoma di Trento, Trento, Italie, et aux États-Unis par l’Institut national de l’alimentation et de l’agriculture, le prix USDA Specialty Crops Research Initiative (#2020-5118-32140), le service d’inspection de la santé animale et végétale de l’USDA (Farm Bill, fonds 14-8130-0463) et les fonds de base USDA ARS CRIS (projet 8010-22000-033-00D). L’USDA est un fournisseur et un employeur d’égalité des chances et ne cautionne pas les produits mentionnés dans cette publication.
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Levure sèche active | Levure Fleischmanns, Cincinatti, OH, USA | Aucun | Utilisé pour couvrir les fruits afin de réduire la croissance de moisissures et d’améliorer l’attraction de la frui pour les mouches |
| Gélose bactériologique | Merk Life Science S.r.l., Milan, Italie | A1296 - 5KG | Utilisé pour préparer la solution d’eau de Javel moyenne standard pour la drosophile |
| Clorox Company, Oakland, CA, USA | Aucun | Utilisé pour désinfecter les fruits | |
| à chairBouchon bleu | Azer Scientific, Morgantown, PA, USA | ES3837 | Utilisé pour sceller le tube tout en permettant la ventilation pour les insectes |
| Épicerie de myrtilles | , Newark, DE, USA | Aucun Fourni | comme fruit hôte pour les mouches (divers autres fruits peuvent également être utilisés) |
| Cage d’élevage d’insectes BugDorm (L24,5 x P24,5 x H63,0 cm) | Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taïwan | 4E3030 | Utilisé pour l’élevage de parasitoïdes (cage de parasitisme) |
| Cage d’élevage d’insectes BugDorm (L32.5 x P32.5 x H32.5 cm) | Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taïwan | 4E4590 | Utilisé pour l’élevage de mouches |
| Cage d’élevage d’insectes BugDorm (L32.5 x P32.5 x H32.5 cm) | Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Taiwan | 4E4545 | Utilisé pour l’élevage de parasitoïdes (cage d’éclosion) |
| Grillage à poules (0,64 cm, Calibre 19) | Everbilt, OH, USA | 308231EB | Utilisé pour soulever le fruit afin de permettre une ponte parasitoïde maximale |
| Épicerie de semoule de maïs | , Trento, TN, Italie | Aucun | Utilisé pour préparer le moyen standard Drosophila |
| Rouleau de coton dentaire (1 x 3,8 cm) | Gima S.p.A., Gessate, MI, Italie | 35000 | Utilisé pour fournir de l’eau aux parasitoïdes dans le récipient de stockage |
| Régime alimentaire | de la drosophileFrontier Scientific, Newark, DE, USA | TF1003 Régime | alimentaire personnalisé utilisé pour élever les mouches |
| Flacon de drosophile étroit, Polystyrène (2,5 x 9,5 cm) | VWR International, LLC., Radnor, PA, US | 75813-160 | Utilisé pour fournir de l’eau aux parasitoïdes à l’intérieur de la cage |
| Bouchons de flacon de drosophile, Acétate de cellulose (2,5 cm) | VWR International, LLC., Radnor, PA, US | 89168-886 | Utilisé pour fournir de l’eau aux parasitoïdes à l’intérieur de la cage |
| Fiole Erlenmeyer (250 mL) | Carolina Biological, Burlington, NC, USA | 731029 | Utilisée pour l’élevage de mouches et de parasitoïdes |
| Tube à centrifuger de style Falcon (50 mL) | VWR International, LLC., Radnor, PA, US | VWRI525-0611 | Modifié pour expédier des parasitoïdes adultes |
| Bouchon en mousse | Jaece Industries, North Tanawanda, NY, USA | L800-C | Utilisé pour sceller les flacons tout en permettant la ventilation des insectes |
| Honey | Grocery Store, Newark, DE, USA | Aucun | Fourni comme nourriture pour les parasitoïdes |
| Bouchon en mousse plastique Identi-Plug | Fisher Scientific Company, L.L.C., Pittsburg, PA, US | 14-127-40E | Utilisé comme mangeoire pour les parasitoïdes et pour sceller le récipient de stockage |
| Serviette en papier industrielle | Grocery Store, Newark, DE, USA | Aucun | Fourni comme substrat de nymphose pour les pupes et l’humidité atténuée |
| Tissu à mailles microniques (250 mL) | Filet industriel, Maple Grove, MN, États-Unis | WN0250-72 | Utilisé pour fabriquer un couvercle de ventilation pour les insectes |
| Levure nutritionnelle (flocons) | Épicerie, Trento, TN, Italie | Aucun | Utilisé pour préparer le sous-verre en papier standard Drosophila Medium |
| (10,2 cm) | Hoffmaster, WI, USA | 35NG26 | Transformé comme substrat de nymphose pour les mouches et les pupes |
| parsitéesGobelet en plastique (& Oslash ; 13,3 cm, 800 mL) | Berry Superfos, Taastrup, Danemark | Unipak 5134 | Modifié pour stocker les parasitoïdes adultes |
| Couvercle en plastique (& Oslash ; 13,3 cm) | Berry Superfos, Taastrup, Danemark | PP 2830 | Modifié pour stocker les parasitoïdes adultes |
| Acide propionique | Merk Life Science S.r.l., Milan, Italie | P1386 - 1L | Utilisé pour préparer le moyen standard de drosophile |
| Saccharose | Épicerie, Trento, TN, Italie | Aucun | Utilisé pour préparer la drosophile standard Tasse à |
| soupe moyenne avec couvercle (475 mL) | StackMan, Vietnam | DC1648 | Utilisé pour les larves parasitées pour nymphoser |
| farine de soja | Épicerie, Trento, TN, Italie | Aucun | Utilisé pour préparer la drosophile standard |
| Medium Rondelle en feutre blanc (0,64 cm d’épaisseur, 5 mm ID x 20 mm OD) | Quiklok, Lincoln, NH, US | WFW/.25 x 5 x 20 mm | Utilisé comme anneau d’alimentation pour les parasitoïdes |
Références
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