Article de méthode

Une méthode de filtration de paillasse simple pour isoler de petites vésicules extracellulaires à partir de cellules souches mésenchymateuses humaines

DOI :

10.3791/64106

23 juin 2022

Dans cet article

Résumé

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce protocole montre comment isoler les petites vésicules extracellulaires des cellules souches mésenchymateuses dérivées du cordon ombilical humain (hUC-MSC-sEVs) avec un simple réglage de paillasse à l’échelle du laboratoire. La distribution granulométrique, la concentration en protéines, les marqueurs de sEVs et la morphologie des hUC-MSC-sEVs isolés sont caractérisés par l’analyse de suivi des nanoparticules, le dosage de la protéine BCA, le transfert Western et le microscope électronique à transmission, respectivement.

Résumé

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le procédé basé sur l’ultracentrifugation est considéré comme la méthode courante pour l’isolement des petites vésicules extracellulaires (EV). Cependant, le rendement de cette méthode d’isolement est relativement plus faible, et ces méthodes sont inefficaces pour séparer les sous-types de sEV. Cette étude démontre une méthode de filtration de paillasse simple pour isoler les petites vésicules extracellulaires MSC dérivées du cordon ombilical humain (hUC-MSC-sEV), séparées avec succès par ultrafiltration du milieu conditionné des hUC-MSC. La distribution granulométrique, la concentration en protéines, les marqueurs exosomaux (CD9, CD81, TSG101) et la morphologie des hUC-MSC-sEV isolés ont été caractérisés par analyse de suivi des nanoparticules, dosage de la protéine BCA, transfert Western et microscope électronique à transmission, respectivement. La taille des hUC-MSC-sEVs isolés était de 30 à 200 nm, avec une concentration de particules de 7,75 × 1010 particules/mL et une concentration de protéines de 80 μg/mL. Des bandes positives pour les marqueurs exosomiques CD9, CD81 et TSG101 ont été observées. Cette étude a montré que les hUC-MSC-sEVs ont été isolés avec succès à partir d’un milieu conditionné par des hUC-MSC, et la caractérisation a montré que le produit isolé répondait aux critères mentionnés par Minimal Information for Studies of Extracellular Vesicles 2018 (MISEV 2018).

Introduction

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Selon MISEV 2018, les sEV sont des particules bicouches lipidiques non réplicatives sans noyau fonctionnel présent, d’une taille de 30-200 nm1. Les sEV dérivés de la CSM contiennent d’importantes molécules de signalisation qui jouent un rôle important dans la régénération des tissus, telles que les microARN, les cytokines ou les protéines. Ils sont devenus de plus en plus un « point chaud » de la recherche en médecine régénérative et en thérapie acellulaire. De nombreuses études ont montré que les sEV dérivés des CSM sont aussi efficaces que les CSM dans le traitement de différentes affections, telles que l’immunomodulation 2,3,4,5, l’amélioration de l’ostéogenèse 6, le diabète sucré 7,8 ou la régénération vasculaire 9,10. Au fur et à mesure que les essais de phase préliminaire progressent, trois questions clés principales liées à la traduction clinique des CSM-VE ont été mises en évidence : le rendement des VE, la pureté des VE (exemptes de débris cellulaires et d’autres contaminants biologiques tels que les protéines et les cytokines) et l’intégrité de la membrane bicouche phospholipide des VE après isolement.

Diverses méthodes ont été développées pour isoler les sEV, en exploitant la densité, la forme, la taille et la protéine de surface des sEV11. Les deux méthodes les plus courantes dans les isolements de sEV sont les techniques basées sur l’ultracentrifugation et l’ultrafiltration.

Les méthodes basées sur l’ultracentrifugation sont considérées comme des méthodes de référence dans l’isolation des sEV. Deux types de techniques d’ultracentrifugation qui sont généralement utilisées sont l’ultracentrifugation différentielle et l’ultracentrifugation par gradient de densité. Cependant, les méthodes d’ultracentrifugation entraînent souvent un faible rendement et nécessitent un équipement coûteux pour l’ultracentrifugeuse à grande vitesse (100 000-200 000 × g)11. De plus, les techniques d’ultracentrifugation seules sont inefficaces pour séparer les sous-types de VE (sEV et gros EV), ce qui donne une couche de sédiments impurs11. Enfin, l’ultracentrifugation du gradient de densité pourrait également prendre beaucoup de temps et nécessiter des mesures de précaution supplémentaires telles que l’ajout d’un tampon saccharose pour inhiber les dommages du gradient pendant les étapes d’accélération et de décélération12. Par conséquent, l’ultracentrifugation conduit généralement à un rendement relativement faible et n’est pas capable de faire la distinction entre les différentes populations de VE13, ce qui limite son application pour la préparation à grande échelledes VE 11.

La deuxième méthode d’isolation des véhicules électriques est l’ultrafiltration, qui est basée sur la filtration de taille. L’ultrafiltration est relativement rapide et économique par rapport à l’ultracentrifugation, car elle n’implique pas d’équipement coûteux ou de longs temps de traitement14. Par conséquent, l’ultrafiltration semble être une technique d’isolement plus efficace que les deux méthodes d’ultracentrifugation susmentionnées. Les produits isolés peuvent être plus spécifiques en fonction de la taille des pores et du rendement plus élevé15. Cependant, la force supplémentaire encourue pendant le processus de filtration peut entraîner la déformation ou l’éruption des VE16.

Le présent document proposait un protocole de paillasse rentable et rapide pour isoler les EVs dérivés des CSM à des fins d’analyse en aval et à des fins thérapeutiques. La méthode décrite dans cet article combinait une méthode de filtration simple avec une centrifugation sur paillasse pour isoler les véhicules électriques à haut rendement et de bonne qualité des CSM-hUC pour l’analyse en aval, y compris l’analyse granulométrique, le test de biomarqueurs et l’imagerie au microscope électronique.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

REMARQUE : Consultez le tableau des matériaux pour plus de détails sur tous les matériaux, équipements et logiciels utilisés dans ce protocole.

1. Cellules souches mésenchymateuses du cordon ombilical humain et culture

  1. Culture des hUC-MSCs à une densité d’ensemencement de 5 × 103/cm2 dans du DMEM, complétée par 8% de lysat plaquettaire humain et 1% de Pen-Strep. Incuber les cellules à 37 °C dans 5% de CO2. Remplacez le milieu de culture cellulaire tous les 3 jours pour assurer une bonne croissance cellulaire.
  2. Étendre les cellules au passage 5 dans les flacons T175 pour l’isolation de la sEV.
    REMARQUE: De nombreux flacons sont nécessaires pour récolter un rendement élevé de sEV (le rendement augmente avec le nombre de cellules).

2. Petite vésicule extracellulaire isolée de hUC - CSM

  1. Remplacer le milieu de culture par du DMEM frais sans rouge de phénol complété par 1% Pen-Strep [milieu conditionné (CM)] lorsque la culture atteint une confluence de 70% à 80% au passage 5.
    ATTENTION : Utilisez uniquement les milieux basaux; éviter FBS et supplément de lysat de plaquettes humaines pour éviter la contamination par des sEV externes.
  2. Après 24 h, centrifuger le CM à 200 × g pendant 5 min à 4 °C pour éliminer les débris cellulaires. Recueillir et filtrer le surnageant à travers un filtre de 0,22 μm pour éliminer les particules de plus de 220 nm.
  3. Remplir l’unité de filtration centrifuge avec 30 mL de solution saline tamponnée au phosphate (PBS) filtrée à travers un filtre de 0,2 μm. Centrifuger le filtre centrifuge à 3 500 × g pendant 5 min à 4 °C.
  4. Remplissez le CM filtré dans l’unité de filtration centrifuge (le volume maximal de chaque unité est de 70 mL). Centrifuger le CM à 3 500 × g à 4 °C.
    REMARQUE : La durée de la centrifugation doit être surveillée de temps en temps jusqu’à ce que la solution ait atteint la surface du filtre.
  5. Jeter la solution dans le gobelet de solution de filtrat. Centrifuger à l’envers la coupelle filtrante de l’échantillon avec la coupelle de collecte du concentré à 1 000 x g à 4 °C pendant 2 min.
  6. Transférez le CM concentré dans l’unité de filtration centrifuge. Ajouter 30 mL de PBS filtré dans l’unité de filtration centrifuge et centrifuger l’unité à 3 500 × g à 4 °C.
  7. Jeter la solution dans le gobelet de solution de filtrat. Installer un gobelet de collecte de concentré sur l’unité de filtration et une centrifugeuse inversée à 1 000 × g pendant 2 min à 4 °C pour obtenir les sEV purifiés.
  8. Filtrer les sEV à travers un filtre à seringue de 0,22 μm.
  9. Transférer les échantillons dans de nouveaux tubes et les conserver à -80 °C pour une analyse plus approfondie.

3. Caractérisation des CVM-sEV hUC-MSC

  1. Analyse de suivi des nanoparticules
    1. Diluer les hUC-MSC-sEV isolés dans du PBS filtré à 20-100 particules/image.
    2. Introduire 1 mL de l’échantillon dilué dans la chambre NTA à l’aide de seringues jetables de 1 mL.
    3. Réglez les paramètres de mesure en conséquence : réglez le niveau de la caméra au niveau 14, déterminez le seuil de détection pour inclure autant de particules que possible avec la restriction que 10 à 100 croix rouges sont comptées, et le nombre de croix bleues est limité à cinq.
    4. Pour chaque mesure, enregistrez cinq vidéos de 1 min et analysez-les à l’aide du logiciel NanoSight avec un seuil de détection de cinq.
    5. Prendre des mesures en triple exemplaire pour chaque échantillon.
  2. Analyse Western blot
    1. Lyser les EV hUC-MSC-sEV avec un tampon de lyse pour le test de radioimmunoprécipitation glacée (RIPA), incuber pendant 30 min à 4 °C et centrifuger à 200 × g pendant 5 min à 4 °C. Récupérez le surnageant.
    2. Quantifier la protéine à l’aide d’un kit de dosage des protéines de l’acide bicinchoninique (BCA). Assemblez le jeu d’électrophorèse sur gel en conséquence et effectuez l’électrophorèse sur gel à 90 V jusqu’à ce que la protéine atteigne la fin du gel d’empilement. Changez la tension à 200 V pour séparer les protéines jusqu’à la fin du gel de résolution.
    3. Effectuer un transfert semi-sec pour transférer les protéines du gel à une membrane de polyfluorure de vinylidène (PVDF) à 15 V pendant 1 h.
    4. Bloquer la membrane PVDF avec 3 % d’albumine sérique bovine (BSA)/solution saline tamponnée Tris-0,1 % v/v Tween 20 (TBS-T) pendant 1 h sur un agitateur à température ambiante. Incuber la membrane PVDF avec des anticorps primaires comme suit : anticorps monoclonal anti-CD 9 de souris (1:500), anticorps monoclonal anti-CD 81 de souris (1:500), anticorps monoclonal anti-GRP 94 anti-TSG 101 de souris anti-GRP 94 (1:500) à 4 °C pendant une nuit avec agitation constante.
    5. Le lendemain, laver la membrane PVDF 5 x 5 min avec TBS-T et incuber avec un anticorps secondaire : la protéine de liaison IgG kappa de souris conjuguée à la peroxydase de raifort (m-IgGκ BP-HRP) (1:5 000) pendant 1 h en agitant à température ambiante.
    6. Encore une fois, lavez la membrane PVDF avec TBS-T cinq fois et visualisez la membrane dans un imageur à couplage de charge (CCD) à l’aide d’un réactif de détection par chimiluminescence. Analysez le niveau d’expression des protéines à l’aide du logiciel ImageJ. Tout d’abord, ouvrez le fichier image dans ImageJ (Fichier | Ouvert...). Améliorez la qualité de l’image en ajustant la luminosité et le contraste (Image | Ajuster | Luminosité/Contraste). Ajustez l’image jusqu’à ce que les taches soient clairement visibles, cliquez sur le bouton Appliquer , puis enregistrez les images au format TIFF (Fichier | Enregistrer sous | TIFF...).
  3. Microscope électronique à transmission
    1. Diluer une partie de l’échantillon hUC-MSC-sEVs avec quatre parties de PBS filtré jusqu’à un volume total de 10 μL et incuber sur une grille en cuivre revêtue de carbone pendant 15 min.
    2. Retirer l’échantillon excédentaire à l’aide d’une lingette de laboratoire et le laisser sécher à l’air libre pendant 3 minutes.
    3. Incuber 10 μL de solution d’acide phosphotungstique (PTA) à 1% pour colorer l’échantillon pendant 3 min.
    4. Retirer l’excès de solution de PTA à 1 % à l’aide d’une lingette de laboratoire et laisser sécher à l’air libre pendant 3 min.
    5. Utiliser l’échantillon pour l’imagerie au microscope électronique à transmission.
      REMARQUE : reportez-vous à la figure 1 pour les étapes schématiques résumées de l’expérience.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La figure 2 montre que les hUC-MSC-sEV ont un mode granulométrique à 53 nm, tandis que les autres pics significatifs de taille des particules étaient de 96 et 115 nm. La concentration de hUC-MSC-sEVs mesurée par NTA était de 7,75 × 1010 particules/mL. La concentration protéique des hUC-MSC-sEVs mesurée avec le test BCA était d’environ 80 μg/mL.

Dans l’analyse par transfert Western, les hUC-MSC-sEV ont montré des bandes positives pour les marqueurs exoso...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les VE sont l’un des sous-ensembles importants du sécrétome dans les CSM qui jouent un rôle crucial au cours des processus normaux et pathologiques. Cependant, les sEV, dont la taille varie entre 30 et 200 nm, sont devenues un outil potentiel pour la thérapie acellulaire au cours de la dernière décennie. Diverses techniques ont été développées pour isoler les sEV des CSM. Cependant, l’ultracentrifugation différentielle, l’ultrafiltration, la précipitation à base de polymères, la capture d’immunoaffinité et la précipitati...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La publication de cette vidéo a été soutenue par My CytoHealth Sdn. Bhd.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
40 % acrylamideNacalai Tesque06121-95Western blot
95 % éthanolNacalai Tesque14710-25Désinfectants
Absolu MethanolChemiz45081Pour activer la membrane PVDF (Western blot)
AccutaseSTEMCELL Technologies7920Enzyme de dissociation cellulaire
persulfate d’ammoniumChemiz14475catalyse la polymérisation du gel (Électrophorèse sur gel
anti-CD 81 (B-11)Santa Cruz Biotechnologysc-166029Anticorps pour sEVs marqueur
anti-TSG 101 (C-2)Santa Cruz Biotechnologysc-7964Anticorps pour sEVs
marqueur Albumine sérique bovineNacalai Tesque00653-31Membrane PVDF bloquant
le bleu de bromophénolNacalai Tesque05808-61marqueur de couleur électrophorétique
Centricon Plus-70 (100 kDa NMWL)MilliporeUFC710008sEVs
isolation ChemiLumi One LNacalai Tesque7880réactif de détection de chimiluminescence
CryoStor Freezing MediaSigma-AldrichC3124-100MLCryopreserve
cellulaire Dulbecco' Eagle modifié' s mediumNacalai Tesque08458-45Milieux de culture cellulaire
ExcelBand Enhanced 3-color High Range Protein MarkerSMOBIOPM2610Marqueurs de poids moléculaire des protéines
Papier buvard extra épaisATTObuffer reservor (Western blot)
GlycérolMerckG5516Produits chimiques pour western blot
Glycine1ère baseBIO-2085-500gProduits chimiques pour la protéine de
liaison IgG kappa de souris conjuguée à la peroxydase de raifort (m-IgG&kappa ; BP-HRP)Santa Cruz Biotechnologysc-516102Anticorps secondaire (Western Blot)
Human Wharton' s Cellules souches mésenchymateuses dérivées de la gelée (CSM)Centre d’ingénierie tissulaire et de médecine régénérative, Faculté de médecine, Université nationale de Malaisie
anticorps de souris anti-CD 9 (C-4)Santa Cruz Biotechnology  ; sc-13118Anticorps pour marqueur sEVs
Nanosight NS300 équipé d’une caméra CMOS, d’un objectif 20× ; objectif, d’un module laser bleu (488&thinsp ; nm), et le logiciel NTA v3.2Malvern Panalytical, Royaume-Uni
paraformaldéhydeNacalai Tesque02890-45Fixation de l’échantillon pendant
pénicilline TEM&ndash ; streptomycineNacalai Tesque26253-84Antibiotique pour milieu
fluorure de phénylméthylsulfonyleNacalai Tesque27327-81Inhibe les protéases dans les échantillons de sEVs après ajout d’un tampon de lyse
solution saline tamponnée au phosphateGibco10010023Lavage, dilution d’échantillons
Membrane en fluorure de polyvinylidène (PVDF) avec
0,45 mm taille de pores
ATTOPour retenir les protéines pendant le transfert de protéines (Western blot)
Cocktail d’inhibiteurs de protéaseNacalai Tesque25955-11Inhiber les protéases dans les échantillons de sEVs après ajout d’un tampon de lyse Dosage
des protéines Kit de bicinchoninateNacalai Tesque06385-00de mesure de protéines
avec 2-MENacalai Tesque30566-22Agent réducteur pour
le sodium par transfert Western chlorureNacalai Tesque15266-64Produits chimiques pour western blot
sodium dodécylsulfateNacalai Tesque31606-62tensioactif ionique pendant électrophorèse sur gel
Tecnai G2 F20 S-TWIN microscope électroniqueà transmission FEI, États-Unis
tétraméthyléthylènediamineNacalai Tesque33401-72produits chimiques pour préparer le gel
tris-base1ère BaseBIO-1400-500gProduits chimiques pour tampon (Western Blot)
  ; Tween 20GeneTexGTX30962Chemicals pour western blot
ImageurImageur CCD pour la détection du signal western blot
la Solution tampon d’échantillon CCD UVP (Ultra Vision Product)

Références

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Théry, C., et al. Minimal information for studies of extracellular vesicles 2018 (MISEV2018): a position statement of the International Society for Extracellular Vesicles and update of the MISEV2014 guidelines. Journal of Extracellular Vesicles. 7 (1), 1535750(2018).
  2. Jayabalan, N., et al. Cross talk between adipose tissue and placenta in obese and gestational diabetes mellitus pregnancies via exosomes. Frontiers in Endocrinology. 8, 239(2017).
  3. Li, T., et al. Exosomes derived from human umbilical cord mesenchymal stem cells alleviate liver fibrosis. Stem Cells and Development. 22 (6), 845-854 (2013).
  4. Wang, C., et al. Mesenchymal stromal cell-derived small extracellular vesicles induce ischemic neuroprotection by modulating leukocytes and specifically neutrophils. Stroke. 51 (6), 1825-1834 (2020).
  5. Wei, Y., et al. MSC-derived sEVs enhance patency and inhibit calcification of synthetic vascular grafts by immunomodulation in a rat model of hyperlipidemia. Biomaterials. 204, 13-24 (2019).
  6. Liu, W., et al. MSC-derived small extracellular vesicles overexpressing miR-20a promoted the osteointegration of porous titanium alloy by enhancing osteogenesis via targeting BAMBI. Stem Cell Research and Therapy. 12 (1), 1-16 (2021).
  7. Li, F. X. Z., et al. The role of mesenchymal stromal cells-derived small extracellular vesicles in diabetes and its chronic complications. Frontiers in Endocrinology. 12, 1741(2021).
  8. Jayabalan, N., et al. Frontiers in Endocrinology. 8, Front Endocrinol. Lausanne. (2017).
  9. Wei, Y., et al. Biomaterials. 204, Biomaterials. 13-24 (2019).
  10. Du, W., et al. Enhanced proangiogenic potential of mesenchymal stem cell-derived exosomes stimulated by a nitric oxide releasing polymer. Biomaterials. 133, 70-81 (2017).
  11. Li, P., Kaslan, M., Lee, S. H., Yao, J., Gao, Z. Progress in exosome isolation techniques. Theranostics. 7 (3), 789-804 (2017).
  12. Nicolas, R. H., Goodwin, G. H. Overview of extracellular vesicles, their origin, composition, purpose, and methods for exosome isolation and analysis. Cells. 8 (7), 727(2019).
  13. Kowal, J., et al. Proteomic comparison defines novel markers to characterize heterogeneous populations of extracellular vesicle subtypes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 113 (8), 968-977 (2016).
  14. Zeringer, E., Barta, T., Li, M., Vlassov, A. V. Strategies for isolation of exosomes. Cold Spring Harbor Protocol. 2015 (4), 319-323 (2015).
  15. Kırbaş, O. K., et al. Optimized isolation of extracellular vesicles from various organic sources using aqueous two-phase system. Scientific Reports. 9 (1), 1-11 (2019).
  16. Ev, B., Ms, K. Using exosomes, naturally-equipped nanocarriers, for drug delivery. Journal of Controlled Release: Official Journal of the Controlled Release Society. 219, 396-405 (2015).
  17. Dragovic, R. A., et al. Isolation of syncytiotrophoblast microvesicles and exosomes and their characterisation by multicolour flow cytometry and fluorescence Nanoparticle Tracking Analysis. Methods. 87, San Diego, Calif. 64-74 (2015).
  18. Tan, K. L., et al. Benchtop isolation and characterisation of small extracellular vesicles from human mesenchymal stem cells. Molecular Biotechnology. 63 (9), 780-791 (2021).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

M thode d ultrafiltrationmilieu conditionnsuivi de nanoparticulesdosage prot ique BCAWestern blotmicroscope lectronique transmissionmarqueurs exosomaux

Articles connexes