Article de méthode

En face Préparation d’un coussin endocardique pour l’analyse de morphogenèse planaire chez des embryons de souris

DOI :

10.3791/64207

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27 juillet 2022

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1Intercellular Signalling in Cardiovascular Development and Disease Laboratory, Centro Nacional de Investigaciones Cardiovasculares (CNIC), 2Ciber de Enfermedades Cardiovasculares

Dans cet article

Résumé

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Classiquement, l’endocarde de la valve embryonnaire de souris primordium a été analysé en utilisant des coupes transversales, coronales ou sagittales. Notre nouvelle approche pour l’imagerie bidimensionnelle en face de l’endocarde dans les régions valvulogéniques permet une analyse de polarité plane et de réarrangement cellulaire de l’endocarde pendant le développement valvulaire.

Résumé

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L’étude des mécanismes cellulaires et moléculaires sous-jacents au développement du cœur des mammifères est essentielle pour traiter les cardiopathies congénitales humaines. Le développement des valves cardiaques primitives implique la transition épithéliale-mésenchymateuse (EMT) des cellules endocardiques du canal auriculo-ventriculaire (AVC) et des voies d’écoulement (OFT) du cœur en réponse à des signaux myocardiques et endocardiques inductifs locaux. Une fois que les cellules se délaminent et envahissent la matrice extracellulaire (gelée cardiaque) située entre l’endocarde et le myocarde, les coussins endocardiques primitifs (EC) se forment. Ce processus implique que l’endocarde doit combler les lacunes laissées par les cellules délaminées et doit se réorganiser pour converger (étroit) ou s’étendre (allonger) le long d’un axe. Les recherches actuelles ont impliqué la voie de polarité cellulaire planaire (PCP) dans la régulation de la localisation subcellulaire des facteurs impliqués dans ce processus. Classiquement, les phases initiales du développement valvulaire cardiaque ont été étudiées dans des coupes transversales de cœurs embryonnaires ou dans des explants ex vivo AVC ou OFT cultivés sur des gels de collagène. Ces approches permettent l’analyse de la polarité apico-basale mais ne permettent pas l’analyse du comportement cellulaire dans le plan de l’épithélium ou des changements morphologiques des cellules migrantes. Ici, nous montrons une approche expérimentale qui permet la visualisation de l’endocarde dans les régions valvulogènes en tant que champ planaire de cellules. Cette approche expérimentale offre la possibilité d’étudier le PCP, la topologie plane et la communication intercellulaire au sein de l’endocarde de l’OFT et de l’AVC pendant le développement de la valve. Déchiffrer de nouveaux mécanismes cellulaires impliqués dans la morphogenèse valvulaire cardiaque peut contribuer à la compréhension des cardiopathies congénitales associées aux anomalies du coussin endocardique.

Introduction

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Le cœur est le premier organe fonctionnel d’un embryon de mammifère. Vers le jour embryonnaire (E) 7,5 chez la souris, les cellules bilatérales du mésoderme précardiaque forment le croissant cardiaque dans la face ventrale1. Le croissant cardiaque contient deux populations de cellules précardiaques qui comprennent les progéniteurs du myocarde et de l’endocarde2. Vers E8.0, les précurseurs cardiaques fusionnent dans la ligne médiane, formant le tube cardiaque primitif composé de deux tissus épithéliaux, le myocarde externe et l’endocarde interne, qui est un endothélium spécialisé séparé par une matrice extracellulaire appelée gelée cardiaque. Plus tard, à E8.5, le tube cardiaque subit une boucle vers la droite. Le cœur en boucle possède différentes régions anatomiques avec des signatures moléculaires spécifiques telles que le tractus d’écoulement (OFT), les ventricules et le canal atrio-ventriculaire (AVC)3. Bien qu’initialement le tube cardiaque se dilate à son entrée par l’ajout de cellules4, à E9.5, la prolifération cardiaque intensive entraîne un gonflement des cavités et l’établissement du réseau trabéculaire5. La formation valvulaire a lieu dans l’AVC (futures valves mitrales et tricuspides) et dans l’OFT (futures valves aortiques et pulmonaires).

L’endocarde joue un rôle crucial dans le développement de la valve. Les cellules endocardiques subissent une transition épithéliale-mésenchymateuse (EMT) dans l’AVC et l’OFT pour former les coussins endocardiques, une structure qui apparaît au début du développement valvulaire. Différentes voies de signalisation activent ce processus; à E9,5 chez la souris, NOTCH activé dans l’endocarde en réponse à BMP2 dérivé du myocarde favorise l’EMT invasive des cellules endocardiques dans les régions AVC et OFT par l’activation de TGFβ2 et SNAIL (SNAI1), qui réprime directement l’expression de la cadhérine endothéliale vasculaire (VE-cadhérine), un composant transmembranaire des jonctions adhérentes (AJ)6,7,8 . Dans l’OFT, l’activation de l’endocarde pour initier l’EMT est médiée par FGF8 et BMP4, dont l’expression est activée par NOTCH 9,10,11,12.

La progression de l’EMT implique une dynamique cellulaire lorsque les cellules changent de forme, rompent et refont des jonctions avec leurs voisines, se délaminent et commencent à migrer13. Ces changements comprennent le remodelage et le désassemblage progressif de l’AJ 14,15, la signalisation de la polarité cellulaire planaire (PCP), la perte de polarité apico-basale (ABP), la constriction apicale et l’organisation cytosquelettique 16,17. Le PBA fait référence à la distribution des protéines le long de l’axe antéro-postérieur d’une cellule. Dans le cœur en développement, la régulation ABP dans les cardiomyocytes est nécessaire pour le développement ventriculaire18. La PCP fait référence à une distribution polarisée de protéines dans les cellules à travers le plan d’un tissu et régule la distribution cellulaire; Les épithéliums à géométrie stable sont constitués de cellules en forme d’hexagone, où seulement trois cellules convergent aux sommets 19,20,21,22. Différents processus cellulaires, tels que la division cellulaire, l’échange de voisins ou la délamination se produisant au cours de la morphogenèse épithéliale, produisent une augmentation du nombre de cellules qui convergent vers un sommet et du nombre de cellules voisines qu’une cellule donnée a22. Ces comportements cellulaires liés à la PCP peuvent être régulés par différentes voies de signalisation, la dynamique de l’actine ou le trafic intracellulaire23.

Les données générées pour étudier le développement valvulaire chez la souris ont été obtenues à partir de coupes transversales, coronales ou sagittales de cœurs embryonnaires E8.5 et E9.5, où l’endocarde est représenté comme une ligne de cellules plutôt que comme un champ de cellules - l’endocarde couvre toute la surface interne du tube cardiaque24. Les coupes embryonnaires ne permettent pas l’analyse de la PCP dans l’endocarde des embryons de souris. Notre nouvelle méthode expérimentale permet l’analyse de la distribution des cellules endocardiques, de l’anisotropie AJ et de l’analyse de la forme d’une seule cellule, comme le montrent les résultats représentatifs. Ce type de données est nécessaire pour l’analyse du PCP, ainsi que la description d’autres molécules liées au PCP, non présentées dans ce rapport. L’immunofluorescence à montage entier, la préparation d’échantillons spécifiques et l’utilisation de souris génétiquement modifiées permettent une analyse de polarité planaire dans l’endocarde au début du développement valvulaire chez la souris.

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Protocole

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Les études animales ont été approuvées par le Comité d’éthique de l’expérimentation animale du Centro Nacional de Investigaciones Cardiovasculares (CNIC) et par la Communauté de Madrid (réf. PROEX 155.7/20). Toutes les procédures relatives aux animaux étaient conformes à la directive européenne 2010/63UE et à la recommandation 2007/526/CE concernant la protection des animaux utilisés à des fins expérimentales et à d’autres fins scientifiques, promulguée dans la loi espagnole en vertu du Real Decreto 1201/2005.

1. Obtention de CVA et/ou d’OFT (adapté de Xiao et al. 25)

  1. Mettez en place des croisements dans l’après-midi entre la femelle mTmG et le mâle VE-Cadherin-Cre-ERT/+.
  2. Le lendemain matin, vérifiez s’il y a un plug vaginal. S’il y a un plug vaginal, comptez-le comme une demi-journée (E0,5). Selon l’expérience d’intérêt, comptez 8 jours ou 9 jours.
  3. 24 h avant la dissection, gavage de la femelle enceinte par voie orale avec 50 μL de 4-OH-tamoxifène à 5 mg/mL dilué dans de l’huile de maïs.
    NOTE: Cette dose induira une quantité limitée de recombinaison médiée par CRE révélée par la présence de clones GFP-positifs. La dose appropriée devra être déterminée avec chaque nouveau lot de 4-OH-tamoxifène.
  4. Sacrifier la femelle enceinte à E8.5 ou E9.5 par luxation cervicale.
  5. Ouvrez l’abdomen des souris gravides à l’aide de ciseaux et retirez l’utérus contenant les embryons à l’aide de ciseaux et de fines pinces.
  6. Placez l’utérus dans une boîte de Petri contenant 1x solution saline tamponnée au phosphate (PBS) glacée avec 0,1% de Tween-20 (PBT).
  7. Retirez les déciduae individuelles de l’utérus au microscope à dissection et à l’aide de pinces fines.
  8. À l’aide d’une pince à épiler fine, faites une incision dans la partie blanche de la décidue, où se trouve l’embryon, retirez-le doucement, en évitant de tirer, et transférez les embryons dans une nouvelle boîte de Petri avec du PBT frais à l’aide d’un P1000 avec la pointe coupée, laissant un diamètre suffisamment grand pour qu’un embryon puisse passer à travers sans se casser.
  9. Pour le génotypage, prenez un petit morceau du sac vitellin (0,5 mm2) ou un morceau de la queue (de l’extrémité postérieure, en comptant 5 à 10 somites vers la tête) et digérez-le dans 100 μL de tampon approprié.
  10. Sous la hotte, transférer les embryons dans du paraformaldéhyde glacé à 4 % (PFA à 4 %) dans du PBS filtré stérile dans un tube microcentrifuge (2 mL) à 4 °C. Fixer les embryons de 2 h à une nuit (O/N) à 4 °C sur un nutator.
  11. Sous la hotte, retirer le fixateur PFA à 4 % des tubes microcentrifugeux sans toucher les embryons. Jeter le PFA dans un contenant approprié.
  12. Laver les embryons 5x dans du PBT froid pendant 10 minutes chacun à température ambiante (RT).
  13. À l’aide d’une pince fine, retirez le cœur et transférez-le dans un nouveau tube microcentrifuge de 1,5 ml contenant du PBT frais.

2. Immunofluorescence de monture entière du cœur embryonnaire de souris

  1. Remplacez PBT par PBSTr (0,4% Triton X-100 dans PBS) et lavez les échantillons 3x, 5 min chacun, à TA sur un agitateur orbital.
  2. Remplacer PBSTr par une solution bloquante (PBSTr avec 10% de sérum bovin inactivé par la chaleur). Incuber de 2 h à O/N à 4 °C sur un agitateur orbital.
  3. Remplacer la solution bloquante par une solution de blocage contenant des anticorps primaires à la concentration souhaitée (pour les anticorps anti-GFP ou anti-VE-Cadhérine, utiliser une dilution de 1:1000). Incuber O/N sur un agitateur orbital à 4 °C.
  4. Après incubation O/N à 4 °C, incuber pendant 1,5 h à RT sur un agitateur orbital. Cette étape est très importante pour augmenter le rapport signal sur bruit.
  5. Retirer et conserver à 4 °C la solution d’anticorps primaire pour un maximum de trois expériences futures (ajouter l’azoture de sodium à une concentration finale de 0,02 % pour une meilleure conservation).
  6. Laver les embryons 3x avec PBSTr pendant 3 min chacun.
  7. Laver les embryons avec PBSTr 3x pendant 30 min chacun sur un agitateur orbital à 4 °C.
  8. Après le dernier lavage, ajouter 1 mL de solution bloquante contenant 1:1000 anticorps secondaire conjugué à la fluorescence contre l’espèce hôte de l’anticorps primaire. Ajouter également 1:3000 DAPI à la solution et incuber les embryons O/N sur un agitateur orbital à 4 °C.
  9. Après incubation O/N à 4 °C, incuber pendant 1,5 h à RT sur un agitateur orbital. Cette étape est très importante pour augmenter le rapport signal sur bruit.
  10. Laver les embryons 3x avec PBSTr pendant 3 min chacun.
  11. Laver les embryons avec PBSTr 3x-5x pendant 30 min chacun sur un agitateur orbital à RT.

3. Montage de l’AVC embryonnaire ou des OFT de souris

  1. Mettez les cœurs sur une boîte de Petri (35 mm) contenant du PBS.
  2. À l’aide d’un fil de tungstène et de fines pinces, isoler l’AVC ou l’OFT, et les couper longitudinalement26.
  3. Préparez des lamelles de couverture (22 mm x 22 mm), des lames (60 mm x 24 mm), des pinces, une pipette P200 avec les embouts appropriés, une serviette en papier et tout support de montage aqueux à base de glycérol pour la fluorescence, sans DAPI.
  4. En utilisant une approche similaire à celle de Xiao, C. et al.25, collez deux bandes de ruban adhésif sur une lame, séparées de 0,3 à 0,6 cm afin de créer un espace de pièce 3D qui permettra aux échantillons de conserver sa forme originale sans les écraser.
  5. Avec précaution et en utilisant le volume minimum de tampon, déposez les échantillons sur la lame entre les bandes à l’aide d’une pipette à pointe P200 coupée. Utilisez un microscope à dissection pour augmenter la précision.
  6. À l’aide de pinces fines, placer les échantillons avec l’endocarde vers le haut (myocarde vers le bas sur la lame).
  7. Retirez l’excès de PBS avec une serviette en papier (évitez de toucher l’échantillon), puis séchez les échantillons pendant 1-2 minutes à TA pour que les échantillons collent à la lame.
  8. Ajouter 40 μL de support de montage à base aqueuse sur le tissu.
  9. Placez le couvercle sur les deux morceaux de ruban adhésif et abaissez-le lentement sur le tissu à l’aide d’une aiguille ou d’une pince. Évitez de créer des bulles d’air.
  10. Scellez le bordereau à l’aide d’une goutte de vernis à ongles sur chaque sommet du bordereau.
  11. Une fois que le vernis à ongles est sec, nettoyez l’excès de support de montage sur les côtés de la lamelle de couverture à l’aide d’une serviette en papier absorbante. Évitez de déplacer le bordereau.
  12. Ajoutez du vernis à ongles le long des bords de la couvercle pour le sceller complètement, empêchant ainsi l’évaporation du support de montage.
  13. À l’aide d’un microscope confocal vertical ou inversé, prenez des images à 10x pour une vue générale et à 63x avec un zoom 3x pour des images détaillées.

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Résultats

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Les données générées à l’aide de ce protocole montrent qu’il est possible d’effectuer une imagerie faciale de l’endocarde de l’AVC. Le premier objectif était d’analyser la forme cellulaire de l’endocarde lors de la formation des valves à une résolution cellulaire (Figure 1). Afin de mettre en évidence les cellules endocardiques individuelles à E9.5, nous avons utilisé deux souches de souris transgéniques. (1) ROSAmT/mG est un allèle rapporteur Cre fluorescent bic...

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Discussion

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L’endocarde est une monocouche épithéliale qui recouvre toute la surface interne du tube cardiaque embryonnaire. Au cours du développement valvulaire, les cellules endocardiques des régions valvulaires potentielles subissent une EMT, de sorte que les cellules endocardiques transforment et réarrangent leur cytosquelette pour se délaminer de l’endocarde vers la gelée cardiaque. Nous et d’autres avons obtenu des données pertinentes sur le développement valvulaire chez les embryons de souris en analysant des sections transve...

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Déclarations de divulgation

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Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

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Cette étude a été soutenue par les subventions PID2019-104776RB-I00 et CB16/11/00399 (CV CIBER) de MCIN/AEI/10.13039/501100011033 à J. L. P. J.G.-B. a été financé par Programa de Atracción de Talento de la Comunidad de Madrid (2020-5ª/BMD-19729). T.G.-C. a été financé par Ayudas para la Formación de Profesorado Universitario (FPU18/01054). Nous remercions l’Unité CNIC de Microscopie et d’Imagerie Dynamique, CNIC, ICTS-ReDib, cofinancée par MCIN/AEI/10.13039/501100011033 et FEDER « A way to make Europe » (#ICTS-2018-04-CNIC-16). Nous remercions également A. Galicia et L. Méndez pour l’élevage de souris. Le coût de cette publication a été financé en partie par des fonds du Fonds européen de développement régional. Le CNIC est soutenu par l’ISCIII, le MCIN et la Fondation Pro CNIC et est un centre d’excellence Severo Ochoa (subvention CEX2020-001041-S) financé par MCIN / AEI / 10.13039 / 501100011033.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
4-OH-TamoxifèneSigma AldrichH-6278
16 % ParaformaldheydeMicroscopie électronique Sciences157-10Diluer à 4 % dans l’eau
anti-GFPAves LabsFGP-1010
anti-VECadherinBD Biosciences555289
Chèvre anti-Poulet, Alexa Fluor 488Thermo Fisher ScientificA-11039
Chèvre Anti-Souris Alexa Fluor 647Jackson ImmunoResearch115-605-174
DAPIAppliChemA4099,0005
Lames Superfrost PLUSVWR631-010825 mm x 75 mm x 1,0 mm
Triton X-100Sigma AldrichX100-100ML
Tween 20A4974,0500AppliChem
Vectashield Montage Laboratoires vectorielsH-1000-10
moyens

Références

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  1. Buckingham, M., Meilhac, S., Zaffran, S. Building the mammalian heart from two sources of myocardial cells. Nature Reviews Genetics. 6 (11), 826-835 (2005).
  2. Kelly, R. G., Buckingham, M. E., Moorman, A. F. Heart fields and cardiac morphogenesis. Cold Spring Harbour Perspectives in Medicine. 4 (10), 015750(2014).
  3. Ivanovitch, K., et al. outflow tract heart progenitors arise from spatially and molecularly distinct regions of the primitive streak. PLoS Biology. 19 (5), 3001200(2021).
  4. Rochais, F., Mesbah, K., Kelly, R. G. Signaling pathways controlling second heart field development. Circulation Research. 104 (8), 933-942 (2009).
  5. Moorman, A. F., Christoffels, V. M. Cardiac chamber formation: Development, genes, and evolution. Physiological Reviews. 83 (4), 1223-1267 (2003).
  6. Timmerman, L. A., et al. Notch promotes epithelial-mesenchymal transition during cardiac development and oncogenic transformation. Genes & Development. 18 (1), 99-115 (2004).
  7. Luna-Zurita, L., et al. Integration of a Notch-dependent mesenchymal gene program and Bmp2-driven cell invasiveness regulates murine cardiac valve formation. Journal of Clinical Investigation. 120 (10), 3493-3507 (2010).
  8. Papoutsi, T., Luna-Zurita, L., Prados, B., Zaffran, S., de la Pompa, J. L. Bmp2 and Notch cooperate to pattern the embryonic endocardium. Development. 145 (13), (2018).
  9. MacGrogan, D., Luna-Zurita, L., de la Pompa, J. L. Notch signaling in cardiac valve development and disease. Birth Defects Research Part A: Clinical and Molecular Teratology. 91 (6), 449-459 (2011).
  10. de la Pompa, J. L., Epstein, J. A. Coordinating tissue interactions: Notch signaling in cardiac development and disease. Developmental Cell. 22 (2), 244-254 (2012).
  11. Runyan, R. B., Markwald, R. R. Invasion of mesenchyme into three-dimensional collagen gels: a regional and temporal analysis of interaction in embryonic heart tissue. Developmental Cell. 95 (1), 108-114 (1983).
  12. Wu, B., et al. Nfatc1 coordinates valve endocardial cell lineage development required for heart valve formation. Circulation Research. 109 (2), 183-192 (2011).
  13. Amack, J. D. Cellular dynamics of EMT: Lessons from live in vivo imaging of embryonic development. Cell Communication and Signaling. 19 (1), 79(2021).
  14. Cano, A., et al. The transcription factor snail controls epithelial-mesenchymal transitions by repressing E-cadherin expression. Nature Cell Biology. 2 (2), 76-83 (2000).
  15. Batlle, E., et al. The transcription factor snail is a repressor of E-cadherin gene expression in epithelial tumour cells. Nature Cell Biology. 2 (2), 84-89 (2000).
  16. Weng, M., Wieschaus, E. Myosin-dependent remodeling of adherens junctions protects junctions from Snail-dependent disassembly. Journal of Cell Biology. 212 (2), 219-229 (2016).
  17. Weng, M., Wieschaus, E. Polarity protein Par3/Bazooka follows myosin-dependent junction repositioning. Developmental Biology. 422 (2), 125-134 (2017).
  18. Jimenez-Amilburu, V., et al. In vivo visualization of cardiomyocyte apicobasal polarity reveals epithelial to mesenchymal-like transition during cardiac trabeculation. Cell Reports. 17 (10), 2687-2699 (2016).
  19. Davey, C. F., Moens, C. B. Planar cell polarity in moving cells: Think globally, act locally. Development. 144 (2), 187-200 (2017).
  20. Grego-Bessa, J., et al. The tumor suppressor PTEN and the PDK1 kinase regulate formation of the columnar neural epithelium. Elife. 5, 12034(2016).
  21. Jones, C., Chen, P. Planar cell polarity signaling in vertebrates. Bioessays. 29 (2), 120-132 (2007).
  22. Mahaffey, J. P., Grego-Bessa, J., Liem, K. F., Anderson, K. V. Cofilin and Vangl2 cooperate in the initiation of planar cell polarity in the mouse embryo. Development. 140 (6), 1262-1271 (2013).
  23. Devenport, D. Tissue morphodynamics: Translating planar polarity cues into polarized cell behaviors. Seminars in Cell and Developmental Biology. 55, 99-110 (2016).
  24. Del Monte, G., Grego-Bessa, J., Gonzalez-Rajal, A., Bolos, V., De La Pompa, J. L. Monitoring Notch1 activity in development: Evidence for a feedback regulatory loop. Developmental Dynamics. 236 (9), 2594-2614 (2007).
  25. Xiao, C., Nitsche, F., Bazzi, H. Visualizing the node and notochordal plate in gastrulating mouse embryos using scanning electron microscopy and whole mount immunofluorescence. Journal of Visualized Experiments. (141), e58321(2018).
  26. Mahler, G., Gould, R., Butcher, J. Isolation and culture of avian embryonic valvular progenitor cells. Journal of Visualized Experiments. (44), e2159(2010).
  27. Muzumdar, M. D., Tasic, B., Miyamichi, K., Li, L., Luo, L. A global double-fluorescent Cre reporter mouse. Genesis. 45 (9), 593-605 (2007).
  28. Wang, Y., et al. Ephrin-B2 controls VEGF-induced angiogenesis and lymphangiogenesis. Nature. 465 (7297), 483-486 (2010).
  29. Yilmaz, M., Christofori, G. EMT, the cytoskeleton, and cancer cell invasion. Cancer and Metastasis Reviews. 28 (1-2), 15-33 (2009).
  30. Nishimura, T., Honda, H., Takeichi, M. Planar cell polarity links axes of spatial dynamics in neural-tube closure. Cell. 149 (5), 1084-1097 (2012).
  31. Blankenship, J. T., Backovic, S. T., Sanny, J. S., Weitz, O., Zallen, J. A. Multicellular rosette formation links planar cell polarity to tissue morphogenesis. Developmental Cell. 11 (4), 459-470 (2006).
  32. Prados, B., et al. Myocardial Bmp2 gain causes ectopic EMT and promotes cardiomyocyte proliferation and immaturity. Cell Death and Disease. 9 (3), 399(2018).
  33. Camenisch, T. D., Biesterfeldt, J., Brehm-Gibson, T., Bradley, J., McDonald, J. A. Regulation of cardiac cushion development by hyaluronan. Experimental & Clinical Cardiology. 6 (1), 4-10 (2001).
  34. Courchaine, K., Rykiel, G., Rugonyi, S. Influence of blood flow on cardiac development. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 137, 95-110 (2018).
  35. Goddard, L. M., et al. Hemodynamic forces sculpt developing heart valves through a KLF2-WNT9B paracrine signaling axis. Developmental Cell. 43 (3), 274-289 (2017).

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