Article de méthode

Affinité cellulaire d’une émulsion stabilisée par particules pour stimuler l’internalisation de l’antigène

DOI :

10.3791/64406

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2 septembre 2022

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1Graduate School of Bio-Applications and Systems Engineering, Tokyo University of Agriculture and Technology, 2Institute of Global Innovation Research, Tokyo University of Agriculture and Technology, 3State Key Laboratory of Biochemical Engineering, Institute of Process Engineering, Chinese Academy of Sciences, 4University of Chinese Academy of Sciences

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pour concevoir rationnellement des adjuvants efficaces, nous avons développé une émulsion de Pickering stabilisée par nanoparticules d’acide polylactique-co-glycolique (PNPE). Le PNPE possédait une douceur unique et une interface hydrophobe pour un contact cellulaire puissant et offrait une charge antigénique à haute teneur, améliorant l’affinité cellulaire du système de livraison aux cellules présentatrices d’antigènes et induisant une internalisation efficace des antigènes.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’affinité cellulaire des micro / nanoparticules est la condition préalable à la reconnaissance cellulaire, à l’absorption cellulaire et à l’activation, qui sont essentielles à l’administration de médicaments et à la réponse immunitaire. La présente étude est née de l’observation que les effets de la charge, de la taille et de la forme des particules solides sur l’affinité cellulaire sont généralement pris en compte, mais nous réalisons rarement le rôle essentiel de la douceur, du phénomène de restructuration dynamique et de l’interaction d’interface complexe dans l’affinité cellulaire. Ici, nous avons développé une émulsion de Pickering stabilisée par nanoparticules (PNPE) à l’acide polylactique-co-glycolique (PLGA) qui a surmonté les lacunes des formes rigides et simulé la flexibilité et la fluidité des agents pathogènes. Une méthode a été mise au point pour tester l’affinité de la PNPE avec les surfaces cellulaires et élaborer sur l’internalisation ultérieure par les cellules immunitaires. L’affinité de la PNPE pour les vésicules extracellulaires biomimétiques (EVb) - le remplacement des cellules dendritiques de la moelle osseuse (BMDC) - a été déterminée à l’aide d’une microbalance de cristaux de quartz avec surveillance de la dissipation (QCM-D), qui a permis une surveillance en temps réel de l’adhésion de l’émulsion cellulaire. Par la suite, le PNPE a été utilisé pour délivrer l’antigène (ovalbumine, OVA) et l’absorption des antigènes par les BMDC a été observée à l’aide d’un microscope confocale à balayage laser (CLSM). Des résultats représentatifs ont montré que le PNPE diminuait immédiatement la fréquence (ΔF) lorsqu’il rencontrait les bEV, indiquant une adhésion rapide et une forte affinité du PNPE aux BMDC. Le PNPE a montré une liaison significativement plus forte à la membrane cellulaire que les microparticules PLGA (PMP) et l’adjuvant AddaVax (désigné comme nano-émulsion stabilisée par surfactant [SSE]). En outre, en raison de l’affinité cellulaire accrue avec les immunocytes par des changements de courbure dynamiques et des diffusions latérales, l’absorption de l’antigène a ensuite été stimulée par rapport aux PMP et à l’ESS. Ce protocole fournit des informations pour la conception de nouvelles formulations avec une affinité cellulaire élevée et une internalisation efficace des antigènes, fournissant une plate-forme pour le développement de vaccins efficaces.

Introduction

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Pour lutter contre les maladies épidémiques, chroniques et infectieuses, il est impératif de développer des adjuvants efficaces pour les vaccinations prophylactiques et thérapeutiques 1,2. Idéalement, les adjuvants devraient posséder une excellente sécurité et une excellente activation immunitaire 3,4,5. On pense que l’absorption et le processus efficaces des antigènes par les cellules présentatrices d’antigènes (CPA) constituent une étape essentielle des cascades de signalisation en aval et de l’initiation de la réponse immunitaire 6,7,8. Par conséquent, acquérir une compréhension claire du mécanisme d’interaction des cellules immunitaires avec les antigènes et concevoir des adjuvants pour améliorer l’internalisation sont des stratégies efficaces pour améliorer l’efficacité des vaccins.

Des microparticules et nanoparticules ayant des propriétés uniques ont déjà été étudiées en tant que systèmes d’administration d’antigènes pour faciliter l’absorption cellulaire des antigènes et l’interaction cellulaire avec les modèles moléculaires associés aux agents pathogènes 9,10. Au contact des cellules, les systèmes de livraison commencent à interagir avec la matrice extracellulaire et la membrane cellulaire, ce qui a conduit à l’internalisation et aux réponses cellulaires ultérieures11,12. Des études antérieures ont mis en évidence que l’internalisation des particules se fait par adhésion membrane-particule cellulaire13, suivie d’une déformation flexible de la membrane cellulaire et de la diffusion du récepteur vers la membrane de surface14,15. Dans ces circonstances, les propriétés du système de livraison dépendent de l’affinité avec les APC, qui affectent par la suite la quantité absorbée16,17.

Pour mieux comprendre la conception du système d’administration pour améliorer la réponse immunitaire, des efforts considérables ont été consacrés à l’étude de la relation entre les propriétés des particules et l’absorption cellulaire. La présente étude découle de l’observation que les microparticules et nanoparticules solides ayant des charges, des tailles et des formes variées sont souvent étudiées sous cet angle, tandis que le rôle de la fluidité dans l’internalisation de l’antigène est rarement étudié18,19. En fait, lors de l’adhésion, les particules molles ont démontré des changements de courbure dynamiques et des diffusions latérales pour augmenter la surface de contact pour les interactions multivalentes, ce qui peut difficilement être reproduit par les particules solides20,21. De plus, les membranes cellulaires sont des bicouches phospholipidiques (sphingolipides ou cholestérol) au site d’absorption, et les substances hydrophobes peuvent modifier l’entropie conformationnelle des lipides, réduisant la quantité d’énergie requise pour l’absorption cellulaire22,23. Ainsi, l’amplification de la mobilité et la promotion de l’hydrophobicité du système d’administration peuvent être une stratégie efficace pour renforcer l’internalisation de l’antigène afin d’améliorer la réponse immunitaire.

L’émulsion de Pickering, stabilisée par des particules solides assemblées à l’interface entre deux liquides non miscibles, a été largement utilisée dans le domaine biologique24,25. En fait, les particules agrégeantes sur l’interface huile/eau déterminent la formulation de structures à plusieurs niveaux, qui favorisent les interactions entre le système d’administration et les cellules à plusieurs niveaux et induisent davantage des propriétés physico-chimiques multifonctionnelles dans l’administration de médicaments. En raison de leur déformabilité et de leur mobilité latérale, on s’attendait à ce que les émulsions de Pickering entrent en interaction cellulaire multivalente avec les immunocytes et soient reconnues par les protéines membranaires26. De plus, comme les carottes de micelles huileuses dans les émulsions de Pickering ne sont pas complètement recouvertes de particules solides, les émulsions de Pickering présentent des espaces de différentes tailles entre les particules situées à l’interface huile-eau, ce qui entraîne une hydrophobicité plus élevée. Il est donc crucial d’explorer l’affinité des émulsions de Pickering avec les APC et d’élaborer sur l’internalisation subséquente pour développer des adjuvants efficaces.

Sur la base de ces considérations, nous avons conçu une émulsion de Pickering stabilisée par nanoparticules PLGA (PNPE) en tant que système d’administration de vaccins fluide qui a également permis d’acquérir des informations précieuses sur l’affinité du PNPE avec les BMDC et l’internalisation cellulaire. L’adhésion en temps réel des vésicules extracellulaires biomimétiques (bEV; un remplacement des BMDC) au PNPE a été surveillée par une méthode sans marquage à l’aide d’une microbalance à cristaux de quartz avec surveillance de la dissipation (QCM-D). Après la caractérisation de l’affinité de la PNPE avec les BMDC, la microscopie confocale à balayage laser (CLSM) a été utilisée pour déterminer l’absorption de l’antigène. Le résultat a indiqué une plus grande affinité de la PNPE avec les BMDC et l’internalisation efficace de l’antigène. Nous nous attendions à ce que la PEPN présente une plus grande affinité avec les APC, ce qui pourrait mieux stimuler l’internalisation des antigènes pour améliorer les réponses immunitaires.

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Protocole

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Toutes les méthodes décrites dans ce protocole ont été approuvées par l’Institut de génie des procédés de l’Académie chinoise des sciences. Toutes les expériences sur les animaux ont été réalisées en stricte conformité avec le Règlement sur le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire et les Directives pour l’examen éthique des animaux (Chine, GB/T35892-2018).

1. Préparation et caractérisation des nanoparticules PLGA

  1. Préparation de nanoparticules PLGA (PNP)
    1. Ajouter 0,5 g d’alcool polyvinylique (PVA) à 120 mL d’eau désionisée à 90 °C et agiter jusqu’à dissolution complète pour préparer la solution de PVA. Conservez la solution au réfrigérateur (4 °C) après refroidissement à température ambiante.
    2. Ajouter 100 mg de PLGA à 10 mL de mélange d’acétone et d’éthanol (rapport de 4:1) pour servir de phase huileuse.
    3. Placer 20 ml de solution aqueuse de PVA sous la hotte et agiter magnétiquement à 400 tr/min. Ajouter 5 mL de la phase huileuse dans la solution de PVA goutte à goutte à l’aide d’une pompe à seringue. Ensuite, agiter le mélange dans la hotte jusqu’à ce que les solvants organiques s’évaporent complètement.
      NOTE: Avec l’augmentation de la concentration des particules dans la phase huileuse, la solution en phase aqueuse se transforme progressivement en une lumière claire et transparente blanc bleuâtre ou blanc laiteux.
    4. Après la volatilisation des solvants organiques (2-3 h), centrifuger le mélange à 15 000 x g. Lavez trois fois ou plus jusqu’à ce que l’eau de lavage finale soit claire et transparente.
      REMARQUE : Le but de cette étape est principalement de laver le PVA résiduel sur la surface des particules pour éviter qu’il n’affecte la préparation de l’émulsion de Pickering.
    5. Remettre en suspension les PNP lavés dans 2 mL d’eau désionisée et congeler le mélange à -80 °C pendant 24 h. Ensuite, lyophiliser les particules dans un lyophilisateur pendant 48-72 h. Les PNP préparés sont des troupeaux blancs.
  2. Caractérisation des PCP
    1. Pour caractériser la taille et le potentiel zêta des PNP, ajouter 10 μL de PNP dans 1 mL d’eau désionisée pour obtenir une solution de diluant et transférer la solution de diluant dans une cellule DTS1070. Allumez l’ordinateur et l’analyseur de diffusion dynamique de la lumière (DLS), puis placez la cellule DTS1070 dans le système DLS.
    2. Cliquez sur le logiciel Zeta Size et créez un nouveau fichier de mesure pour configurer la procédure de détermination. Ensuite, lancez la procédure de détermination pour obtenir la taille des particules et la distribution du potentiel zêta.
    3. Pour observer la morphologie des PNP, étaler uniformément la solution de PNP à 0,1 mL (diluée 40 fois) sur une feuille de papier d’aluminium de 5 cm x 5 cm et laisser l’eau s’évaporer naturellement dans une hotte bien ventilée pendant la nuit.
    4. Découpez une petite partie de la feuille d’étain et fixez-la sur la table d’échantillonnage avec du ruban conducteur. Vaporisez-le d’or à un courant de 10 mA pendant 120 s. Observer ensuite la morphologie de surface de l’échantillon à l’aide de la microscopie électronique à balayage (MEB).

2. Préparation et caractérisation de la PNPE

  1. Pour préparer le PNPE, ajouter des PNP lyophilisés à de l’eau désionisée à une concentration de 4 mg/mL (la phase aqueuse), puis ajouter du squalène comme phase huileuse. Préparez PNPE par sonication en une étape pendant 5 min à 100 W dans un sonicateur au bain-marie. Le rapport de phase huile-eau est de 1:9.
  2. Caractérisation du PNPE préparé
    1. Ouvrez le logiciel Mastersizer 2000 et le laser en séquence. Cliquez sur Mesure pour ouvrir le programme prédéfini et définir le nom de l’échantillon. Cliquez sur Démarrer pour commencer à mesurer le fond de l’échantillon, puis, à l’aide d’un compte-gouttes, ajoutez 1 mL de PNPE dans le réservoir d’échantillon de l’analyseur de taille de particules laser pour mesurer la taille des particules de l’émulsion trois fois en parallèle.
    2. Diluer 20 μL de PNPE dans 1 mL d’eau désionisée. Déposer 20 μL de l’émulsion sur la lame. Observer la morphologie et l’homogénéité de l’émulsion par microscopie optique à grossissement 40x et obtenir des photographies.
  3. Efficacité de chargement de l’antigène
    1. Dissoudre 200 μg d’ovalbumine (OVA) dans 500 mL d’eau désionisée. Ensuite, mélangez-le avec 500 ml de PNPE préparé et agitez pendant 1 h à température ambiante. Prélever l’antigène fluidique par centrifugation à 5000 x g pendant 20 min.
    2. Déterminer les concentrations d’antigènes fluidiques à l’aide de dosages de l’acide bicinchoninique (BCA)27. La formule de calcul de l’efficacité de charge de l’antigène est la suivante:
      Efficacité de chargement de l’antigène = figure-protocol-1
      Utilisez la même méthode pour déterminer l’efficacité de chargement de l’antigène de l’ESS qui est utilisé comme groupe témoin.
  4. Stabilité du PNPE
    1. Diviser 6 mL du PNPE préparé en six portions égales et conserver trois parties à 4 °C et 25 °C, respectivement. Diluer 20 μL de PNPE stocké dans 1 mL d’eau désionisée (1:50) aux jours 0, 3 et 6. Ensuite, mesurez la taille et le potentiel zêta des solutions mères de PNPE conservées à différentes températures.
      REMARQUE: Les différentes températures de stockage sont réglées pour comparer l’effet de différentes températures sur la stabilité du PNPE, ce qui peut optimiser les conditions de stockage pour une stabilité élevée et une longue durée de conservation.
  5. Préparation des microparticules PLGA (PMP)
    1. Dissoudre 500 mg de PLGA dans 5 mL de dichlorométhane en phase huileuse, puis verser dans 50 mL de phase aqueuse externe contenant 1,5% de PVA pour obtenir le mélange huile/eau. Homogénéiser le mélange à 3000 rpm pendant 1 min à l’aide d’un homogénéisateur pour obtenir des émulsions grossières.
    2. Maintenir l’uniformité de la taille des particules PLGA des microsphères (déterminée par des émulsions grossières) par émulsification membranaire. Installez une membrane de 5,2 μm dans le tube à membrane. Ajustez la pression à 800 kPa et maintenez-la stable.
    3. Ouvrez la soupape d’échappement et la soupape d’alimentation et, après avoir ajouté les émulsions grossières au réservoir d’échantillon, fermez la soupape d’échappement et la soupape d’alimentation, ouvrez la soupape de décharge et la soupape d’admission et prenez l’émulsion post-film dans un bécher de 200 mL. Répétez le processus trois fois pour obtenir des émulsions pré-doubles.
    4. Remuer les émulsions pré-doubles pour évaporer le dichlorométhane à température ambiante afin de durcir les microsphères. Laver les microsphères à l’eau désionisée à 7741 x g pendant 3 min cinq fois. Précongeler dans un congélateur à -80 °C et enfin lyophiliser pour obtenir des microsphères séchées.
  6. Caractérisation des PGR
    1. Ouvrez le logiciel Mastersizer 2000 et le laser en séquence. Cliquez sur Mesure pour ouvrir le programme prédéfini et définir le nom de l’échantillon. Cliquez sur Démarrer pour commencer à mesurer le fond de l’échantillon. Ensuite, ajoutez 1 mL de PMP dans le réservoir d’ajout d’échantillon de l’analyseur granulométrique laser avec un compte-gouttes et mesurez la taille des particules des microparticules trois fois en parallèle.
  7. Analyse de douceur
    REMARQUE: PNPE a été enduit sur le capteur SiO2 pour mesurer la douceur.
    1. Nettoyez la puce du capteur de quartz SiO 2 par traitement UV-ozone pendant 10 min, rincez deux fois avec 5 ml d’éthanol (75% v/v) et séchez avec du N2. Installez la puce vide du capteur de quartz SiO2 dans la cellule d’écoulement.
    2. Allumez l’ordinateur et activez le contrôle de la température en bas à droite du logiciel pour vous assurer que la température réglée est inférieure d’environ 1 °C à la température ambiante.
    3. Cliquez sur le bouton Acquisition dans la barre d’outils et sélectionnez Configurer la mesure pour rechercher les 1, 3, 5, 7, 9 et 11 octaves de la puce dans le canal utilisé. Cliquez sur le bouton Acquisition dans la barre d’outils et sélectionnez Démarrer la mesure.
    4. Corrigez la ligne de base avec de l’air et, lorsque la ligne de base est équilibrée, sélectionnez Arrêter et enregistrez le fichier en tant que blanc.
    5. Nettoyez la puce et essorez 10 μg/mL de PNPE sur la puce. Brièvement, allumez l’enrobage et définissez le paramètre de fonctionnement. Connectez le tuyau N2 au coater, réglez le fractionnement de la bouteille de gaz à 0,4 kPa et placez la puce propre sur la ventouse de la bobine d’essorage. Ajoutez 100 μL de PNPE goutte à goutte au centre du capteur SiO2 et fermez le couvercle supérieur de l’enrobage pour compléter le revêtement.
    6. Installez la puce revêtue de PNPE dans la cellule d’écoulement. Répétez les étapes 2.7.3 à 2.7.4 et enregistrez le fichier au format PNPE. Ouvrez les fichiers vierges et PNPE et cliquez sur le bouton Stitch pour obtenir les données de dissipation (ΔD) associées.

3. Isoler et cultiver des BMDC 28

REMARQUE: Assurez-vous que tous les réactifs et échantillons sont placés sur de la glace, car cela a un effet positif sur l’activité cellulaire. Pour maintenir la stérilité, effectuez toutes les étapes sur un banc ultra-propre à l’aide d’ustensiles stériles.

  1. Euthanasier les souris C57BL/6 (femelles, 6-8 semaines) par inhalation de CO2 et les tremper dans de l’éthanol à 70% (v/v) pour une brève stérilisation.
  2. Après avoir trempé pendant 3-5 min, transférer les souris sur un banc super propre. Enlevez les muscles des jambes à l’aide de ciseaux en acier inoxydable pour exposer le fémur et le tibia, puis séparez le fémur et le tibia.
  3. Remplissez une boîte de Petri avec de l’éthanol à 70% (v/v) et faites tremper les os propres pendant 5 à 10 s pour compléter la stérilisation externe. Nettoyez tous les os et placez-les dans un tube stérile entouré de glace.
  4. Coupez le fémur et le tibia près de l’articulation à l’aide de ciseaux. Insérez l’aiguille de la seringue dans l’os pour rincer la moelle osseuse dans un tube à centrifuger à l’aide d’un milieu RPMI prérefroidi (1640).
  5. Rincer deux ou trois fois jusqu’à ce que l’os soit complètement blanc. Pipeter la moelle osseuse plusieurs fois pour séparer toutes les touffes. Filtrer les cellules dans un tube à centrifuger de 15 mL à l’aide d’un tamis de 40 μm de diamètre.
  6. Centrifuger à 4 °C et 500 x g pendant 5 min. Jeter le surnageant et ajouter 2 mL de lysat érythrocytaire au sédiment pendant 4 min.
  7. Après le lavage deux ou trois fois, remettre les cellules en suspension dans 2 mL de milieu complet (1 % de pénicilline-streptomycine, 10 % de sérum bovin fœtal, 20 ng/mL d’IL-4 et 10 ng/mL de GM-CSF). Ensuite, diluez 10 μL de cellules dans 1 mL de PBS et insérez la puce du compteur de cellules automatisé portatif dans la dilution cellulaire pour le comptage cellulaire. Enfin, les cellules de graines à une densité de 1 x 106 cellules/mL dans une boîte de culture de 10 mm avec un milieu complet.
  8. Culture des cellules dans un incubateur cellulaire avec 5% de CO2 à 37 °C. Changez le milieu tous les 2 jours. Le jour 7, transférer les cellules dans un tube de 50 ml et centrifuger à 450 x g pendant 5 minutes pour recueillir les cellules.

4. Préparation de vésicules extracellulaires biomimétiques (EVb)

  1. Assemblez la mini-extrudeuse en séquence selon les instructions du fabricant. Assurez-vous que le boîtier de la seringue n’est pas fissuré avant de l’utiliser. Assurez-vous que tous les joints toriques sont en bon état avant chaque expérience et remplacez rapidement ceux usés ou endommagés. Les joints toriques usés ou endommagés peuvent provoquer un relâchement soudain de la pression lors de l’utilisation de l’extrudeuse.
  2. Aspirer les BMDC à plusieurs reprises et les transférer dans un tube à centrifuger. Récolter les cellules par centrifugation à 450 x g pendant 5 min à 4 °C. Pressuriser les suspensions cellulaires à travers des membranes de polycarbonate de 10 μm, 5 μm et 1 μm pendant 30 passages à l’aide de la mini-extrudeuse29.
    REMARQUE : Pour permettre l’uniformité de la taille des EVb, les suspensions BMDC ont été poussées à travers des membranes en polycarbonate de 10 μm, 5 μm et 1 μm pendant 30 passages. De plus, pendant le fonctionnement, assurez-vous d’appliquer la force uniformément et de maintenir la direction de la force le long de l’axe de la seringue.
  3. Centrifuger les surnageants groupés pendant 5 min à 1000 x g et 4 °C pour éliminer les cellules. Recueillir le surnageant et le centrifuger à 3000 x g pendant 5 min à 4 °C pour éliminer les cellules restantes et les débris cellulaires.
  4. Recueillir le surnageant et le centrifuger à 100 000 x g pendant 90 min à 4 °C. Jeter le surnageant et remettre en suspension les VVE dans 2 mL de solution saline tamponnée HEPES (HBS). Purifier les bEV par filtration à travers une membrane de 0,45 μm et stocker les bEV purifiés à −80 °C.

5. Les bEV adhèrent au PNPE

REMARQUE: Le capteur SiO2 a été modifié par la méthode de spin-coating.

  1. Capteur SiO2 modifié avec poly-L-lysine (PLL).
    1. Nettoyez la puce du capteur de quartz SiO 2 en utilisant un traitement UV-ozone pendant 10 min, rincez deux fois avec de l’éthanol et séchez-la avec du N2.
    2. Allumez le spin coater en appuyant sur le bouton d’alimentation , appuyez sur le bouton Contrôle et réglez la durée et la vitesse du revêtement. La vitesse de rotation initiale est de 400 tr / min, qui augmente régulièrement à 5000 tr / min.
    3. Connectez le tuyau N2 à l’enrobage et réglez le fractionnement de la bouteille de gaz à 0,4 kPa. Placez la puce propre sur la ventouse de la bobine de spin. Ajoutez 100 μL de PLL goutte à goutte au centre du capteur SiO2 et fermez le capot supérieur de la rouleuse.
    4. Appuyez sur le bouton Start (Démarrer ) pour commencer à enduire l’échantillon et arrêter la machine lorsque vous avez terminé. Mettez la pompe à vide, éteignez les boutons d’alimentation et de contrôle , puis retirez le capteur SiO2 modifié par PLL.
      REMARQUE: Avant d’appuyer sur Démarrer, assurez-vous que le temps et la vitesse de revêtement ont été réglés. De plus, assurez-vous que le capteur SiO2 est placé au centre de la ventouse. Assurez-vous que le couvercle est fermé avant d’exécuter le processus pour éviter les accidents.
  2. Détermination de l’adhérence des VVE au PNPE
    1. Allumez l’ordinateur, l’unité électronique, la pompe péristaltique et activez le contrôle de température en bas à droite dans le logiciel pour vous assurer que la température réglée est inférieure d’environ 1 °C à la température ambiante.
    2. Placez les capteurs SiO2 modifiés par PLL dans la cellule d’écoulement conformément aux instructions d’utilisation et connectez la ligne de mesure entre la cellule de débit et la pompe de débit. Placez la cellule d’écoulement à l’intérieur du système de module d’écoulement et rincez-les à l’eau ultrapure avant de commencer les expériences.
    3. Cliquez sur la barre d’outils Acquisition et sélectionnez Configurer la mesure pour rechercher 1, 3, 5, 7, 9 et 11 octaves de la puce dans le canal utilisé. Pour corriger la ligne de base, cliquez sur Démarrer la mesure pour permettre à l’air d’entrer dans le module de débit jusqu’à ce que la ligne de base de l’air soit lisse. Ensuite, écoulez l’eau désionisée pendant 10-15 minutes pour permettre à nouveau l’équilibre de base de la solution.
    4. Pomper la solution de PNPE préparée dans le module d’écoulement à un débit de 50 μL/min pour obtenir une adsorption d’équilibre sur le capteur SiO2 .
      REMARQUE: Le ΔF ne change plus lorsque le PNPE est pompé à nouveau dans le module de débit, ce qui indique que la surface des capteurs SiO2 a été complètement recouverte de PNPE.
    5. Pomper la solution de bEVs préparée dans le module d’écoulement à un débit de 50 μL/min pour suivre le processus d’adhésion des bEV à la surface du PNPE.

6. Analyse CLSM de l’absorption de l’antigène

  1. Co-culture PNPE-OVA avec BMDC
    1. Incuber les BMDC avec 1640 milieux complets (1% pénicilline-streptomycine, 10% sérum bovin fœtal, 20 ng / mL d’IL-4 et 10 ng / mL de GM-CSF) pendant 7 jours, puis les ensemencer dans de petites boîtes laser confocales à 1 x 106 par puits pendant une nuit à 37 ° C dans un incubateur à 5% de CO2 .
    2. Mélanger 0,5 mL d’OVA marqué au Cy5 (400 μg/mL) avec 0,5 mL de PNPE pendant 1 h et éliminer l’antigène fluidique par centrifugation à 5000 x g pendant 20 min pour développer la formulation du vaccin. Après une remise en suspension avec 200 μL d’eau désionisée, ajouter 10 μL de la formulation (10 μg/mL d’OVU) dans les petites antennes confocales laser sous un banc super propre et co-culture avec les BMDC pendant 6 h.
  2. Coloration au cytosquelette d’actine
    1. Retirez le liquide de culture des cellules et lavez-les deux fois avec une solution saline tamponnée au phosphate préchauffée (PBS; pH 7,4).
    2. Fixer les cellules avec une solution de formaldéhyde à 4% dans du PBS pendant 10 min à température ambiante. Lors de la fixation, évitez les fixateurs contenant du méthanol, qui peuvent détruire l’actine.
    3. Lavez les cellules avec du PBS deux ou trois fois à température ambiante pendant 10 minutes chacune. Perméabiliser les cellules avec 100 μL de solution de Triton X-100 à 0,5% pendant 5 min à température ambiante. Lavez à nouveau les cellules avec du PBS deux ou trois fois à température ambiante pendant 10 minutes chacune.
    4. Couvrir les cellules de la capsule à fond de verre des petites antennes confocales laser avec 200 μL de solution de travail conjuguée à la phalloïdine à l’isothiocyanate de fluorescéine (FITC) et incuber pendant 30 minutes à température ambiante dans l’obscurité. Pour réduire le signal de fond, ajouter 1% d’albumine sérique bovine à la solution de travail de phalloïdine conjuguée FITC. De plus, couvrez le couvercle des petites antennes confocales laser pendant l’incubation pour éviter l’évaporation de la solution.
    5. Lavez les cellules avec PBS trois fois pendant 5 minutes chacune. Recolorer les noyaux avec 200 μL de solution DAPI (concentration : 100 nM) pendant environ 30 s.
  3. Analyse d’images
    1. Allumez le matériel de microscope confocal en séquence, y compris le laser, le microscope confocal, le microscope et l’ordinateur. Cliquez sur le logiciel NIS-Elements AR 5.20.00 et sélectionnez Nikon Confocal pour accéder au système de test.
    2. Dans le système de microscope confocal, allumez les différentes unités dans l’ordre indiqué. Tout d’abord, configurez les canaux FITC, DAPI et Cy5 et ajustez le HV et le décalage correspondants. Ensuite, sélectionnez la lentille d’huile 100x et mettez une goutte d’huile de cèdre sur le dessus. Placez les petites antennes laser confocales contenant des BMDC colorées sur la platine du microscope.
    3. Cliquez sur le bouton Analyser . Sous un microscope à fluorescence, localisez les cellules d’intérêt en déplaçant l’axe X, l’axe Y et l’axe Z. Ajustez l’intensité laser, la taille de l’image et d’autres paramètres pour permettre la numérisation d’images confocales de haute qualité. Enfin, cliquez sur le bouton Capturer et enregistrez les images.

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Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Une sonification simple en une étape a été utilisée pour obtenir le PNPE. Tout d’abord, nous avons préparé des PNP uniformes à utiliser comme stabilisateur solide (Figure 1A). La morphologie des PNP a été observée par MEB, montrant qu’ils sont pour la plupart uniformes et sphériques (Figure 1B). La taille hydrodynamique et le potentiel zêta des formulations ont été détectés via DLS. Le diamètre des PNP était de 187,7 ± 3,5 nm et le potentiel zêta était ...

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Discussion

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Nous avons développé une émulsion huile/eau stabilisée par nanoparticules PLGA comme système d’administration pour une internalisation améliorée de l’antigène. Le PNPE préparé possédait une surface densément tassée pour soutenir le point d’atterrissage et une douceur et une fluidité uniques pour un contact cellulaire puissant avec la membrane cellulaire immunitaire. En outre, l’interface huile/eau offrait une charge antigénique à haute teneur et la PLGA amphiphile conférait au PNPE une grande stabilité pour le transport ...

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Déclarations de divulgation

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Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

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Ce travail a été soutenu par le projet soutenu par le Programme national de recherche et de développement clé de Chine (2021YFE020527, 2021YFC2302605, 2021YFC2300142), From 0 to 1 Original Innovation Project of Basic Frontier Scientific Research Program de l’Académie chinoise des sciences (ZDBS-LY-SLH040), la Fondation pour les groupes de recherche innovants de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (subvention n ° 21821005).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
AddVaxInvivoGenVac-adx-10
Passoire à cellulesBiosharpBS-70-CS70 &mu ; m
Microscope confocal à balayage laser (CLSM)NikonA1
Cy3 NHS EsterYEASEN40777ES03
DAPI Staining SolutionBeyotimeC1005
Fetal Bovin Serum (FBS)Gibco16000-044
FITC PhalloidinSolarbioCA1620
Mastersizer 2000 Analyseur de taille de particulesMalvern
Micro BCA protein Assay KitThermo Science23235
Équipement d’émulsification de membraneZhongke Senhui Microsphere TechnologyFM0201/500M
Mini-ExtruderAvanti Polar Lipids, Inc
NANO ZSMalvernJSM-6700F
Membranes en polycarbonateAvanti Polar Lipids,
Poly (acide lactique-co-glycolique) (PLGA)Sigma-Aldrich26780-50-7Mw 7 000-17 000
Solution de poly-L-lysineSolarbioP2100
Poly (alcool vinylique) (PVA)Sigma-Aldrich9002-89-5
QSense Capteur de dioxyde de siliciumBiolin ScientificQSX 303Rugosité de surface < 1 nm RMS
Microbalance en cristal de quartzBiosharpQ-SENSE E4
RPMI Medium 1640 basicGibcoC22400500BTL-Glutamine, 25 mM HEPES
Microscopie électronique à balayage (MEB)JEOLJSM-6700F
SqualeneSigma-Aldrich111-02-4
Inc

Références

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Mots-clés

mulsion de Pickeringnanoparticules de PLGAcellules dendritiques de la moelle osseusemicroscopie confocalemicrobalance quartzcaptation d antig nesformulation de vaccin

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