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Article de méthode

Évaluation des toxicités associées aux lymphocytes T du récepteur de l’antigène chimérique à l’aide d’un modèle murin xénogreffé dérivé d’un patient atteint de leucémie lymphoblastique aiguë

2.1K vues

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DOI :

10.3791/64535

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10 février 2023

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Dans cet article

Avis d’erratum

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Résumé

Ici, nous décrivons un protocole dans lequel un modèle de xénogreffe dérivée d’un patient atteint de leucémie lymphoblastique aiguë est utilisé comme stratégie pour évaluer et surveiller les toxicités associées aux lymphocytes T du récepteur de l’antigène chimérique CD19.

Résumé

La thérapie cellulaire par récepteur T de l’antigène chimérique (CART) est devenue un outil puissant pour le traitement de plusieurs types de tumeurs malignes CD19+ , ce qui a conduit à l’approbation récente par la FDA de plusieurs thérapies cellulaires CART ciblées par CD19 (CART19). Cependant, la thérapie cellulaire CART est associée à un ensemble unique de toxicités qui entraînent leur propre morbidité et mortalité. Cela inclut le syndrome de libération de cytokines (SRC) et la neuroinflammation (NI). L’utilisation de modèles murins précliniques a été cruciale dans la recherche et le développement de la technologie CART pour évaluer à la fois l’efficacité et la toxicité CART. Les modèles précliniques disponibles pour tester cette immunothérapie cellulaire adoptive comprennent des modèles de souris syngéniques, xénogreffées, transgéniques et humanisées. Il n’existe pas de modèle unique qui reflète parfaitement le système immunitaire humain, et chaque modèle a des forces et des faiblesses. Cet article sur les méthodes vise à décrire un modèle de xénogreffe dérivé d’un patient utilisant des blastes leucémiques de patients atteints de leucémie lymphoblastique aiguë comme stratégie pour évaluer les toxicités associées à CART19, CRS et NI. Il a été démontré que ce modèle récapitule les toxicités associées à CART19 ainsi que l’efficacité thérapeutique observée en clinique.

Introduction

La thérapie cellulaire par récepteur T de l’antigène chimérique (CART) a révolutionné le domaine de l’immunothérapie du cancer. Il s’est avéré efficace dans le traitement de la leucémie lymphoblastique aiguë (LAL) récidivante / réfractaire, du lymphome à grandes cellules B, du lymphome à cellules du manteau, du lymphome folliculaire et du myélome multiple 1,2,3,4,5,6,7, conduisant à des approbations récentes de la FDA. Malgré le succès i....

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Protocole

Ce protocole suit les directives du comité d’examen institutionnel (IRB), du comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux (IACUC A00001767) et du comité institutionnel de biosécurité (IBC, Bios00000006.04) de la Mayo Clinic.

NOTE: Tous les matériaux utilisés pour travailler avec les souris doivent être stériles.

1. Injection de busulfan à des souris NSG

  1. Obtenir des souris mâles immunodéprimées âgées de 8 à 12 semaines NOD-SCID IL2rγnull (NSG) et les peser avant l’injection.
    NOTE: Pour la signification statistique, il est recommandé d’utiliser au moins cinq souris par gr....

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Résultats

L’objectif de ce protocole est d’évaluer les toxicités associées aux cellules CART à l’aide d’un modèle de souris PDX à partir de cellules tumorales de patients atteints de LAL (Figure 1). Tout d’abord, les souris NSG ont reçu des injections i.p. de busulfan (30 mg / kg) dans le but de les immunosupprimer et de faciliter la greffe de cellules CART28. Le lendemain, ils ont reçu ~5 × 106 PBMC (i.v.) dérivés de TOUS les patients. Les souris ont été surveillées.......

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Discussion

Dans ce rapport, une méthodologie pour évaluer les toxicités associées aux cellules CART à l’aide d’un modèle ALL PDX a été décrite. Plus précisément, ce modèle cherche à imiter deux toxicités potentiellement mortelles, CRS et NI, que les patients éprouvent souvent après la perfusion de cellules CART. Il récapitule de nombreuses caractéristiques des toxicités CART observées en clinique : perte de poids, dysfonctionnement moteur, neuroinflammation, production de cytokines inflammatoires et de chimiokines, et infiltration .......

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Déclarations de divulgation

S.S.K. est un inventeur de brevets dans le domaine de l’immunothérapie CAR qui sont concédés sous licence à Novartis (par le biais d’un accord entre Mayo Clinic, l’Université de Pennsylvanie et Novartis) et à Mettaforge (par l’intermédiaire de la Mayo Clinic). R.L.S. et S.S.K. sont des inventeurs sur des brevets dans le domaine de l’immunothérapie CAR qui sont concédés sous licence à Humanigen. S.S.K. reçoit des fonds de recherche de Kite, Gilead, Juno, Celgene, Novartis, Humanigen, MorphoSys, Tolero, Sunesis, Leahlabs et Lentigen.

Remerciements

Ce travail a été partiellement soutenu par les National Institutes of Health (R37CA266344, 1K99CA273304), le ministère de la Défense (CA201127), le pipeline K2R de la Mayo Clinic (S.S.K.), le Mayo Clinic Center for Individualized Medicine (S.S.K.) et la Fondation Predolin (R.L.S.). De plus, nous tenons à remercier le personnel de l’installation principale de RMN de la Mayo Clinic. La figure 1 a été créée en BioRender.com

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
  ; APC Anti-Human CD19 Biolegend302211
Tampon de préparation à l’alcoolWecol6818
Analyze 14.0 logicielAnalyzeDirect Inc.N/Ahttps://analyzedirect.com/analyze14/
Larmes artificielles (huile minérale et vaseline)Akorn17478-062-35Gel ophtalmique topique pour prévenir la sécheresse oculaire
BD FACS Lysing Solution  ;BD349202Tampon de lyse des globules rouges
BD Micro-Fin IV Seringues à insulineBD329461
Violet Brillian 421 Anti-Human CD45Biolegend304032
Bruker Avance II 7 Tesla  ;Bruker BiospinN/AAppareil IRM
Busulfan (NSC-750)SelleckchemS1692
CountBright billes de comptage absoluesInvitrogenC36950
CytoFLEX System B4-R2-V2Beckman CoulterC10343Cytomètre en flux
Saline tamponnée au phosphate Dulbecco’sGibco14190-144  ;
Module de contrôle/porte ERT  ;SA InstrumentsModèle 1030Surveillance des petits animaux Système respiratoire et de contrôle
Sérum fœtal bovinMillipore SigmaF8067
HémocytomètreBright-LineZ359629-1EA
Sérum AB humain ; Donneurs masculins ; type AB ; USCorning35-060-CI
Isoflurane (liquide)Sigma-Aldrich792632
LIVE/DEAD Kit de teinture à cellules mortes Aqua fixable, pour excitation 405 nmInvitrogenL34966
Microvette 500 Héparine de lithiumSarstedt20.1345.100Tube de prélèvement sanguin
MILLIPLEX Huma/Cytokine/Chimiokine Panneau de billes magnétiquesMillipore SigmaHCYTMAG-60K-PX38Immunologie : Dosage multiplex pour identifier les cytokines et les chimiokines
OmniscanGe Healthcare Inc.0407-0690-10Agent contrastant à base de gadolinium
Anti-souris CD45Biolegend103106
Pénicilline-Streptomycine-Glutamine (100x), LiquideGibco10378-016
Tube à essai en polystyrène à fond rondCorning352008
Azoture de sodium, 5 % (p/v)Ricca Chemical7144.8-16
Acier inoxydable Chirurgical BladeBard-Parker371215
X-VIVO 15 Cellule hématopoïétique sans sérumLonza04-418Q

Références

  1. Turtle, C. J., et al. Immunotherapy of non-Hodgkin's lymphoma with a defined ratio of CD8+ and CD4+ CD19-specific chimeric antigen receptor-modified T cells. Science Translational Medicine. 8 (355), (2016).
  2. Kochenderfer, J. N., et al.

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Réimpressions et autorisations

Erratum


Formal Correction: Erratum: Assessment of Chimeric Antigen Receptor T Cell-Associated Toxicities Using an Acute Lymphoblastic Leukemia Patient-derived Xenograft Mouse Model
Posted by JoVE Editors on 3/14/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Assessment of Chimeric Antigen Receptor T Cell-Associated Toxicities Using an Acute Lymphoblastic Leukemia Patient-derived Xenograft Mouse Model. The Authors section was updated from:

Claudia Manriquez Roman1,2,3,4,5
R. Leo Sakemura1,2
Fang Jin6
Roman H. Khadka6
Mohamad M. Adada1,2
Elizabeth L. Siegler1,2
Aaron J. Johnson6
Saad S. Kenderian1,2,6
1T Cell Engineering Laboratory, Mayo Clinic, Rochester,
2Division of Hematology, Mayo Clinic, Rochester,
3Mayo Clinic Graduate School of Biomedical Sciences, Mayo Clinic, Rochester,
4Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, Rochester,
5Regenerative Sciences PhD Program, Mayo Clinic, Rochester,
6Department of Immunology, Mayo Clinic, Rochester

to:

Claudia Manriquez Roman1,2,3,4,5
R. Leo Sakemura1,2
Brooke L. Kimball1,2
Fang Jin6
Roman H. Khadka6
Mohamad M. Adada1,2
Elizabeth L. Siegler1,2
Aaron J. Johnson6
Saad S. Kenderian1,2,6
1T Cell Engineering Laboratory, Mayo Clinic, Rochester,
2Division of Hematology, Mayo Clinic, Rochester,
3Mayo Clinic Graduate School of Biomedical Sciences, Mayo Clinic, Rochester,
4Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, Rochester,
5Regenerative Sciences PhD Program, Mayo Clinic, Rochester,
6Department of Immunology, Mayo Clinic, Rochester

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