Article de méthode

Modèle à tête fermée contrôlé électromagnétique de lésion cérébrale traumatique légère chez la souris

DOI :

10.3791/64556

⸱

28 septembre 2022

 ,  , 
1Spinal Cord & Brain Injury Research Center, University of Kentucky, 2Department of Neuroscience, University of Kentucky, 3Sanders-Brown Center on Aging, University of Kentucky

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le protocole décrit une lésion cérébrale traumatique légère dans un modèle murin. En particulier, un protocole étape par étape pour induire un léger traumatisme crânien fermé de la ligne médiane et la caractérisation du modèle animal est entièrement expliqué.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Des modèles animaux hautement reproductibles de lésions cérébrales traumatiques (TCC), avec des pathologies bien définies, sont nécessaires pour tester les interventions thérapeutiques et comprendre les mécanismes de la façon dont un traumatisme crânien altère la fonction cérébrale. La disponibilité de plusieurs modèles animaux de TCC est nécessaire pour modéliser les différents aspects et sévérités du TCC observés chez les humains. Ce manuscrit décrit l’utilisation d’un traumatisme crânien fermé (CHI) médian pour développer un modèle murin de TCC léger. Le modèle est considéré comme léger parce qu’il ne produit pas de lésions cérébrales structurelles basées sur la neuroimagerie ou la perte neuronale macroscopique. Cependant, un seul impact crée suffisamment de pathologie pour que la déficience cognitive soit mesurable au moins 1 mois après la blessure. Un protocole étape par étape pour induire un CHI chez la souris à l’aide d’un impacteur électromagnétique guidé stéréotaxiquement est défini dans l’article. Les avantages du modèle CHI médian léger comprennent la reproductibilité des changements induits par les blessures avec une faible mortalité. Le modèle a été caractérisé temporellement jusqu’à 1 an après la blessure pour les changements neuroimageurs, neurochimiques, neuropathologiques et comportementaux. Le modèle est complémentaire aux modèles à crâne ouvert d’impact cortical contrôlé utilisant le même dispositif d’impacteur. Ainsi, les laboratoires peuvent modéliser à la fois un TCC diffus léger et un TCC focal modéré à sévère avec le même impacteur.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les lésions cérébrales traumatiques (TCC) sont causées par une force externe sur le cerveau, souvent associée à des chutes, des blessures sportives, de la violence physique ou des accidents de la route. En 2014, les Centers for Disease Control and Prevention ont déterminé que 2,53 millions d’Américains se sont rendus au service des urgences pour demander de l’aide médicale pour des accidents liés à un TCC1. Étant donné que les TCC légers (TCL) représentent la majorité des cas de TCC, au cours des dernières décennies, plusieurs modèles de TCC ont été adoptés, notamment la perte de poids, les traumatismes crâniens fermés entraînés par piston et les chocs corticaux contrôlés, les lésions par rotation, les lésions légères par percussion fluide et les modèles de blessures par souffle 2,3. L’hétérogénéité des modèles de TCLm est utile pour aborder les différentes caractéristiques associées au TCLm observées chez les personnes et pour aider à évaluer les mécanismes cellulaires et moléculaires associés aux lésions cérébrales.

Parmi les modèles couramment utilisés de traumatisme crânien fermé, l’un des premiers et des plus largement utilisés est la méthode de perte de poids, où un objet est laissé tomber d’une hauteur spécifique sur la tête de l’animal (anesthésié ou éveillé)2,4. Dans la méthode de perte de poids, la gravité de la blessure dépend de plusieurs paramètres, notamment la craniotomie pratiquée ou non, la tête fixe ou libre, ainsi que la distance et le poids de l’objet qui tombe 2,4. L’un des inconvénients de ce modèle est la grande variabilité de la gravité de la blessure et le taux de mortalité élevé associé à la dépression respiratoire 5,6. Une alternative courante consiste à administrer l’impact à l’aide d’un dispositif pneumatique ou électromagnétique, ce qui peut être fait directement sur la dure-mère exposée (impact cortical contrôlé: CCI) ou le crâne fermé (traumatisme crânien fermé: CHI). L’une des forces de la blessure entraînée par piston est sa reproductibilité élevée et sa faible mortalité. Cependant, l’ICC nécessite une craniotomie7,8, et une craniotomie elle-même induit une inflammation9. Au lieu de cela, dans le modèle CHI, il n’y a pas besoin de craniotomie. Comme déjà indiqué, chaque modèle a des limites. L’une des limites du modèle CHI décrit dans cet article est que la chirurgie est effectuée à l’aide d’un cadre stéréotaxique et que la tête de l’animal est immobilisée. Bien que l’immobilisation complète de la tête assure la reproductibilité, elle ne tient pas compte du mouvement après l’impact qui pourrait contribuer à la blessure associée à un TCL.

Ce protocole décrit une méthode de base pour effectuer un impact CHI avec un dispositif d’impact électromagnétiquedisponible dans le commerce 10 dans une souris. Ce protocole détaille les paramètres exacts impliqués pour obtenir une blessure hautement reproductible. En particulier, l’enquêteur a un contrôle précis sur les paramètres (profondeur de la blessure, temps de séjour et vitesse d’impact) pour définir précisément la gravité de la blessure. Tel que décrit, ce modèle CHI produit une lésion qui entraîne une pathologie bilatérale, à la fois diffuse et microscopique (c.-à-d. activation chronique des dommages gliaux, axonaux et vasculaires) et des phénotypes comportementaux 11,12,13,14,15. De plus, le modèle décrit est considéré comme bénin car il n’induit pas de lésions cérébrales structurelles basées sur l’IRM ou de lésions macroscopiques sur la pathologie même 1 an après la lésion16,17.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les expériences effectuées ont été approuvées par l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) de l’Université du Kentucky, et les lignes directrices ARRIVE et Guide for the Care and Use of Laboratory Animals ont été suivies au cours de l’étude.

1. Installation chirurgicale

REMARQUE: Les souris sont logées en groupes de 4-5 / cage, l’humidité dans la salle de logement est maintenue à 43%-47%, et la température est maintenue à 22-23 ° C. Les souris ont un accès ad libitum à la nourriture et à l’eau et sont exposées à un cycle lumière/obscurité de 12 h / 12 h (7 h / 19 h).

  1. Utilisez une zone chirurgicale désignée, telle qu’une cagoule ou une salle d’intervention chirurgicale dédiée, pour effectuer la chirurgie des animaux.
  2. Assurez-vous que la zone chirurgicale comprend un coussin chauffant, une monture stéréotaxique équipée d’un impacteur électromagnétique et un masque d’anesthésie conçu pour administrer du gaz isoflurane (voir la figure 1A).
  3. Assurez-vous que le chirurgien ou le personnel impliqué dans la chirurgie porte une blouse de laboratoire propre, un masque facial, des gants et un capuchon chirurgical.
  4. Utilisez des outils chirurgicaux stériles, des applicateurs stériles à embout de coton et des compresses de gaze. Utilisez un stérilisateur à billes chaudes pour stériliser les instruments entre les souris pendant la journée de la chirurgie.
  5. Utilisez une chambre d’induction d’anesthésie pour préparer la souris à la chirurgie dans une zone préopératoire.
  6. Utilisez des coussins chauffants pour maintenir la température de l’animal, nettoyez les cages de détention postopératoires de la souris et des minuteries pour enregistrer le réflexe de redressement de la souris après la chirurgie.

2. Procédure préopératoire

  1. Préparer l’appareil de support de tête (voir la figure 1B).
    1. Retirez l’arête de l’extrémité laminée d’une ampoule de pipette en latex de 1 mL (extrémité gonflable) (voir la figure 1C).
    2. Fixez l’ampoule au tube à l’aide d’un parafilm (voir la figure 1C).
    3. Connectez le tube à une seringue de 10 ml à l’aide d’un robinet d’arrêt. Remplissez la seringue avec de l’eau (voir Figure 1C).
      REMARQUE: L’ampoule de pipette en latex de 1 ml sera placée sous la tête de la souris pour déplacer la force d’impact loin des oreilles. Essayez d’éliminer autant d’air que possible de l’ampoule avant de l’utiliser afin que l’ampoule soit remplie principalement d’eau et non d’air.
  2. Configuration de l’impacteur.
    1. Sélectionnez l’embout de la sonde de 5 mm, vissez-la au piston en bas au centre de l’actionneur (à l’intérieur du plus grand cylindre) et serrez doucement la sonde sans appliquer de force excessive. Serrez de nouveau l’embout entre les impacts (voir la figure 1B).
    2. Avant d’allumer l’élément de frappe, assurez-vous que l’interrupteur Extend/Retract est positionné en position centrale Off. Ensuite, connectez le câble de l’actionneur à la prise située sur le panneau avant du boîtier de commande de l’élément de frappe et le câble du capteur à la prise située sur le panneau avant. Ensuite, mettez l’interrupteur d’alimentation sur le panneau arrière (voir Figure 1D).
      REMARQUE: L’interrupteur à bascule Extend/Retract doit rester en position centrale Off lorsqu’il n’est pas utilisé.
    3. Réglez la vitesse d’impact en faisant pivoter le gros bouton situé sur le côté gauche du boîtier de commande jusqu’à ce qu’une vitesse d’impact de 5,0 ± 0,2 m/s apparaisse à l’écran (voir Figure 1D).
    4. Réglez le compteur d’arrêt sur 100 ms en tournant les cadrans jusqu’à ce que l’arrêt indique 0,01 (voir Figure 1D).
      REMARQUE: Le temps de contact est le moment du contact avant la rétraction automatique.
    5. Placez l’actionneur de l’élément de frappe sur un sac de glace pour empêcher la bouteille en plastique de se dilater, ce qui verrouille la bouteille en place, empêchant le mouvement de la bouteille et la livraison d’impacts futurs (voir la figure 1E).
  3. Préparez la souris pour la chirurgie.
    1. Inspectez visuellement la souris avant la chirurgie et éliminez-la de l’étude si l’une des conditions suivantes est observée: mauvais état du pelage, léthargie ou mauvais poids (<20 g) pour une souris de 4 mois.
    2. Anesthésiez la souris avec 4% -5% d’isoflurane dans 100% d’oxygène à l’aide d’une chambre d’induction placée sur un coussin chauffant pendant 1-2 min.
    3. Rasez la fourrure du site opératoire à l’aide d’une tondeuse à cheveux électrique.
    4. Nettoyez la tête avec des tampons de préparation à l’alcool stériles et appliquez un anesthésique topique sur le cuir chevelu rasé au moins 15 minutes avant le début de la chirurgie.
    5. Remettez la souris dans une cage de rétention propre avant la chirurgie. Commencez la chirurgie après au moins 15 minutes d’application d’anesthésique topique (temps d’induction).
      REMARQUE: Le temps d’anesthésie peut varier en fonction de l’anesthésique utilisé dans la procédure.
  4. Vérifiez une fois de plus que le cadre stéréotaxique, l’élément de frappe et l’affichage stéréotaxique numérique (voir Figure 1F) sont prêts à être utilisés.
  5. Remettre la souris dans la chambre d’induction de l’isoflurane avec 4% -5% d’isoflurane dans 100% d’oxygène pendant environ 3 min.
  6. Fixez la souris dans la scène principale.

3. Intervention chirurgicale

  1. Fixez la souris dans le cadre stéréotaxique à l’aide de barres d’oreille coniques légères en résine acétalique, d’une barre de morsure et d’un masque d’anesthésie de souris (voir Figure 1G,H). Le gaz isoflurane est livré à 2 % à 3 % dans l’air ambiant à raison de 100 à 200 mL/min. Surveillez attentivement la respiration de la souris pour assurer la profondeur de l’anesthésie et ajuster le niveau de gaz au besoin.
  2. Appliquez un lubrifiant stérile pour les yeux sur les yeux pour éviter le dessèchement de la cornée.
  3. Stérilisez le cuir chevelu avec des tampons de povidone iodée et des tampons d’alcool stériles trois fois.
  4. Assurez-vous que la souris est profondément anesthésiée en vérifiant l’absence de réponse de pincement des orteils.
  5. Faites une incision du cuir chevelu médian d’environ 1 cm entre les yeux et le cou à l’aide d’un scalpel, exposant le crâne (voir la figure 1I).
  6. Laissez le crâne sécher pendant 1-2 min.
  7. Identifier le bregma (le point d’intersection des sutures coronales et sagittales) et lambda (l’intersection des sutures sagittales et lambdoïdes) (voir Figure 1J).
    REMARQUE: Un atlas du cerveau de souris pourrait être utilisé comme référence.
  8. Placez l’appareil de soutien de la tête sous la tête et gonflez le bulbe avec de l’eau jusqu’à ce qu’il appuie contre le bas de la tête de la souris mais ne soulève pas la tête loin de la barre de morsure.
    REMARQUE: Cette étape est essentielle pour réduire les problèmes d’oreille possibles du CHI. Tout animal dont l’oreille est endommagée par les barres d’oreille, entraînant un roulement ou un saignement, doit être éliminé de l’étude et euthanasié.
  9. Déplacez l’élément de frappe au-dessus de la tête de l’animal.
  10. Étendez l’élément de frappe en plaçant l’interrupteur à bascule Étendre/Retirer (sur le boîtier de commande de l’élément de frappe) sur Étendre.
    REMARQUE: Assurez-vous de vérifier que la pointe est complètement étendue en tirant vers le bas sur la pointe.
  11. Alignez l’élément de frappe jusqu’à ce qu’il soit centré sur le bregma (voir la figure 1K).
  12. Réinitialisez les coordonnées numériques stéréotaxiques x et y dans le lecteur stéréotaxique à 0 (sur la commande de l’écran tactile)
  13. Alignez la sonde sur le lieu d’impact en déplaçant la sonde du bregma vers les coordonnées cibles : médiale-latérale = 0,0 mm, antérieure-postérieure = −1,6 mm.
  14. Fixez le capteur de contact à l’oreille de l’animal.
    1. Abaissez lentement la pointe de la sonde avec la sonde étendue jusqu’au premier contact avec la surface. Arrêtez-vous au bip.
    2. Réinitialisez les coordonnées z stéréotaxiques numériques dans le lecteur stéréotaxique sur 0.
  15. Inspectez soigneusement si la pointe est au ras du crâne (plans médial-latéral et antéro-postérieur).
    REMARQUE: Le positionnement de la pointe de la sonde est l’étape la plus cruciale de ce processus pour prévenir les fractures du crâne et les dommages à l’oreille.
  16. Rétractez l’élément de frappe en plaçant l’interrupteur à bascule sur le boîtier de commande en position de retrait. La pointe se retire et n’a plus de contact avec la tête de l’animal jusqu’au moment de l’impact.
  17. Réglez la profondeur d’impact en ajustant la profondeur dorso-ventrale à −1,2 mm.
    REMARQUE : La profondeur de l’impact influe sur la gravité de la blessure. La profondeur doit être titrée pour différents âges, poids et souches de souris à la gravité de blessure souhaitée. Il peut être nécessaire d’ajuster ou de réajuster la profondeur au fil du temps pour maintenir une gravité constante des blessures. La gravité peut être évaluée neuropathologiquement: microglie et astrocytes (IHC), et comportementale: le labyrinthe aquatique du bras radial et le test d’évitement actif.
  18. Surveillez attentivement la respiration de la souris pour assurer la profondeur de l’anesthésie et ajustez le niveau de gaz au besoin.
    REMARQUE : Souvent, le pourcentage de gaz isoflurane doit être abaissé ou coupé pendant 10 à 20 s avant l’impact. Surveillez attentivement que la respiration s’accélère légèrement. Si la respiration est trop lente au moment de l’impact, l’animal peut mourir dans les 60 premières secondes après l’impact de l’apnée. Cela peut être évité en ajustant la profondeur de l’anesthésie dans les secondes précédant l’impact.
  19. Induisez l’impact en appuyant sur l’interrupteur à bascule droit pour l’impact. La pointe de la sonde descend à la vitesse affichée, puis reste vers le bas pendant le temps de séjour défini et se rétracte.
    REMARQUE: Les souris simulées reçoivent une manipulation identique à celle des souris CHI, mais l’impact n’est pas livré.
  20. Démarrez la minuterie immédiatement après l’impact CHI pour enregistrer les temps de redressement (temps de retour de la position latérale à la position couchée) ou démarrez la minuterie lorsque la souris est retirée du cadre stéréotaxique pour les souris simulées. Le temps moyen du réflexe de redressement est de 5 à 15 min.
    REMARQUE: Les temps de réflexe de redressement peuvent varier en fonction de la souche et de l’âge de la souris.
  21. Évaluez les souris pour les fractures visibles du crâne, les hémorragies et l’apnée. Exclure de l’étude les souris présentant une fracture du crâne déprimée ou une hémorragie visible.
    REMARQUE: Il existe des niveaux gradués de fractures du crâne. Les animaux présentant des fractures du crâne décomprimé, où l’os exerce une pression observable dans le tissu cérébral, sont euthanasiés (CO2 d’abord, et décapitation utilisée comme méthode secondaire). Si la pointe de l’élément de frappe est réglée correctement, ces types de fractures du crâne sont extrêmement rares. Si une fracture du crâne se produit, la présentation la plus courante est une petite goutte de sang sur le crâne et une légère rugosité tactile du crâne, souvent le long de la suture reliant l’extrémité postérieure de l’os nasal. Ces souris sont notées comme une fracture possible du crâne dans les dossiers, mais ne sont normalement pas exclues de l’étude.
  22. Retirez l’animal du cadre stéréotaxique.
  23. Fermez le cuir chevelu en agrafant la peau ensemble.
    REMARQUE: Des sutures résorbables ou non résorbables peuvent être utilisées pour fermer le cuir chevelu comme alternative aux agrafes.
  24. Appliquez une pommade antibiotique triple avec un applicateur stérile à embout de coton sur l’incision fermée.
  25. Remettez la souris dans une cage de rétention propre pour la récupérer. La moitié de la cage de récupération se trouve sur un coussin chauffant (réglage bas), ce qui permet de s’éloigner de la chaleur lorsqu’il est éveillé et de maintenir la température de l’animal lorsqu’il est inconscient (voir la figure 1L).
    REMARQUE: La souris est placée sur le côté dans la cage de récupération. Pour éviter la suffocation, placez l’animal dans une cage de récupération sans litière ou sur un mouchoir si la litière est dans la cage.
  26. Remettez l’interrupteur bascule Extend/Retract sur la position Centre/Arrêt .
    REMARQUE: Le courant continuera à fonctionner si l’interrupteur est laissé en position d’extension ou de réaction, ce qui provoque le gonflement du piston. L’impacteur ne sera alors pas fonctionnel tant que le piston ne refroidira pas.
  27. Retirez l’élément de frappe de son support et placez-le délicatement sur le sac de glace.
    REMARQUE: Garder l’impacteur sur un sac de glace aide à réduire le gonflement potentiel de l’impacteur.
  28. Surveillez l’animal jusqu’à ce que le réflexe de redressement se produise et documentez le temps écoulé jusqu’au redressement (voir la figure 1M).
    REMARQUE: Le réflexe de redressement est défini comme le moment où la souris revient à une position couchée. La cage doit être laissée intacte; La souris pourrait avoir raison si la cage est touchée, déplacée ou exposée à des bruits.
  29. Remettez les souris dans leur cage d’origine lorsqu’elles sont éveillées et alertes. Habituellement, dans les 1 heure suivant la blessure, les animaux sont pleinement conscients et se déplacent. Ajoutez également de la nourriture humide au fond de la cage.

4. Soins post-opératoires

  1. Surveillez les animaux pendant 5 jours après la chirurgie.
  2. Notez leur poids et tout changement physique / comportemental comme la fréquence respiratoire (fonction respiratoire qualitative), la démarche, l’état du corps et du pelage, manger, boire, défécation et uriner.
  3. Observez la souris pour tout signe d’inconfort et la plaie chirurgicale pour l’enflure, les exsudats ou les bords rouges, l’ordhiscence. Contactez un vétérinaire si l’animal présente des signes de douleur et d’inconfort (vocalisations, ne bouge pas, hypothermie, ne boit pas et ne mange pas).
  4. Retirez les agrafes 7 à 10 jours après la chirurgie sous anesthésie et sur un coussin chauffant.
    REMARQUE: Si des sutures non résorbables sont utilisées, elles doivent être retirées 7 à 10 jours après la chirurgie sous anesthésie.

5. Nettoyage

  1. Nettoyez et stérilisez la zone chirurgicale et les outils.
  2. Nettoyez l’embout de la sonde après chaque utilisation et à la fin de la journée avec des tampons de préparation à l’alcool.
    NOTE: L’impacteur est étalonné en usine et est déclaré stable dans le temps et l’utilisation. Aucun étalonnage de routine n’est nécessaire. Cependant, l’élément de frappe et le cadre stéréotaxique doivent être inspectés régulièrement. En outre, les périmètres des paramètres du modèle, tels que le temps de réflexe de redressement, la mortalité et la neuropathologie, doivent être surveillés pour évaluer la dérive expérimentale possible.

6. Critères d’exclusion

  1. Exclure les animaux avant la chirurgie avec un mauvais état de santé, comme un faible poids <20 g pour une souris de 4 mois, la léthargie et un mauvais état du pelage.
  2. Exclure les animaux présentant des complications pendant la chirurgie, comme une fracture du crâne déprimée, une hémorragie visible liée à la chirurgie ou un saignement d’oreille.
  3. Exclure les animaux de l’étude présentant les symptômes postopératoires suivants : incapacité à manger et/ou à bouger normalement, vocalisations inhabituelles, perte de poids ou incapacité de la plaie à guérir normalement après la chirurgie.
    REMARQUE : Ce modèle pourrait être utilisé comme modèle répétitif de TCC léger. Si les souris reçoivent la deuxième chirurgie à 24 heures d’intervalle de la première, les agrafes ou la suture pourraient être retirées et la même incision pourrait être utilisée pour exposer le crâne. Une nouvelle incision doit être faite si un délai plus long s’écoule entre les chirurgies.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cet appareil d’impact électromagnétique stéréotaxique est polyvalent. Il est utilisé à la fois pour un impact cortical contrôlé par le crâne ouvert (CCI) ou une chirurgie de traumatisme crânien fermé (CHI). De plus, la gravité de la blessure peut être modulée en modifiant les paramètres de la blessure tels que la vitesse d’impact, le temps de séjour, la profondeur de l’impact, la pointe de l’impacteur et la cible de blessure. On décrit ici une chirurgie CHI utilisant un impacteur à pointe en acier de 5,0 mm. Cette blessu...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Plusieurs étapes sont nécessaires pour recréer un modèle de blessure cohérent à l’aide du modèle décrit. Tout d’abord, il est essentiel de fixer correctement l’animal dans le cadre stéréotaxique. La tête de l’animal ne doit pas pouvoir bouger latéralement et le crâne doit être complètement plat avec bregma et lambda lisant les mêmes coordonnées. Placer correctement les barres auriculaires est l’aspect le plus difficile de cette chirurgie, et cela ne peut être appris qu’avec de la pratique. Si le crâne n’est pas de niveau...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce travail a été soutenu en partie par les National Institutes of Health sous les numéros d’attribution R01NS120882, RF1NS119165 et R01NS103785 et le numéro de récompense AZ190017 du ministère de la Défense. Le contenu relève de la seule responsabilité des auteurs et ne représente pas les opinions officielles des National Institutes of Health ou du ministère de la Défense.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Applicateur Autoclip 9 mmBraintree scientificACS- APLSurgery
Dissolvant Autoclip 9 mm BraintreescientificACS- RMVSurgery
Autoclip 9 mm, Caisse de 1 000 clipsBraintree scientificACS- CSSurgery (Staples)
Logiciel Aperio ImageScope  ;Leica BioSystemsNA  ;IHC
BladeFLASK Blade RemoverFisher Scientific22-444-275Chirurgie
Applicateur d’embout en cotonVWR89031-270Chirurgie
Souris numérique cadre stéréotaxiqueStoelting51730DSurgery
Dumont #7 ForcepsRobozRS-5047Chirurgie
Barres d’oreilleStoelting51649Surgery
EthoVision XT 11.0  ;Noldus Information TechnologyNARAWM  ;
Fiber-LiteDolan-Jeffer IndustriesUN16103-DGChirurgie
Fisherbrand Ampoule pour petites pipettesFisher Scientific03-448-21Appareil de soutien de la tête
Gemini Système d’évitementSan Diego InstrumentsNACoussin chauffant d’évitement actif
Sunbeam  ;732500000UPréparation chirurgicale
HRP chèvre conjuguée anti-lapin IgG  ;Laboratoires Jackson Immuno Research111-065-144  ;IHC
Chambre d’inductionKent ScientificVetFlo-0530XS Préparation à lachirurgie
Isoflurane, USPCovetrusNDC : 11695-6777-2Chirurgie
Anesthésie par gaz de souris Support de têteStoelting51609M
Chirurgie Neuropactor Impacteur stéréotaxiqueOutils de neurosciencesn/aChirurgie : Formellement distribué par Lecia en tant qu’impact
one NexGen Mouse 500Allentown  ;n/aPost-chirurgie, cage de maintien
ParafilmBemisPM992Appareil de soutien de la tête
Peanut - Tondeuse à cheveux professionnelleWhal8655-200  ;Préparation à la chirurgie
Solution de povidone iodée USP, 10 % (p/v), 1 % (p/v) iode disponible, pour laboratoireRicca3955-16Chirurgie
Puralube Pommade vétérinaire, pommade ophtalmique à la vaseline, Lubrifiant oculaire stérileDechra17033-211-38Chirurgie
Lapin anti-GFAP  ;DakoZ0334IHC
Lapin anti-IBA1  ;Wako019-19741IHC
Labyrinthe d’eau à bras radial à 8 brasMazeEngineersn/aRAWM  ;
ÉchelleOHAUS CS seriesBAL-101Poignée de scalpel de préparation à la chirurgie
#7 Solid 6.25"  ;RobozRS-9847Chirurgie
Tampons de préparation à l’alcool stérile (alcool isopropylique 70 % v/v)Fisher Brand22-363-750Préparation chirurgicale
SumnoSuite système d’anesthésie à faible débitKent ScientificSS-01Chirurgie
Seringue de 10 mL Luer-Lok TipBD Bard-Parker302995Appareil de soutien de la tête
MinuteriesFisher Scientific6KED8Chirurgie
Crème anesthésique topiqueL.M.X 4NDC 0496-0882-15Préparation à la chirurgie
Pommade antibiotique tripleMajeurNDC 0904-0734-31post-opératoire
MasterFlex96410-16Appareil de soutien de la tête
Vaporisateur Système d’anesthésie monocanalKent ScientificVetFlo-1210SPréparation à la chirurgie
Tubulure

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Capizzi, A., Woo, J., Verduzco-Gutierrez, M. Traumatic brain injury: An overview of epidemiology, pathophysiology, and medical management. The Medical Clinics of North America. 104 (2), 213-238 (2020).
  2. Bodnar, C. N., Roberts, K. N., Higgins, E. K., Bachstetter, A. D. A systematic review of closed head injury models of mild traumatic brain injury in mice and rats. Journal of Neurotrauma. 36 (11), 1683-1706 (2019).
  3. Shultz, S. R., et al. The potential for animal models to provide insight into mild traumatic brain injury: Translational challenges and strategies. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 76, 396-414 (2017).
  4. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury). Nature Reviews Neuroscience. 14 (2), 128-142 (2013).
  5. Albert-Weissenberger, C., Varrallyay, C., Raslan, F., Kleinschnitz, C., Siren, A. L. An experimental protocol for mimicking pathomechanisms of traumatic brain injury in mice. Experimental and Translational Stroke Medicine. 4, 1(2012).
  6. Chen, Y., Constantini, S., Trembovler, V., Weinstock, M., Shohami, E. An experimental model of closed head injury in mice: pathophysiology, histopathology, and cognitive deficits. Journal of Neurotrauma. 13 (10), 557-568 (1996).
  7. Dixon, C. E., Clifton, G. L., Lighthall, J. W., Yaghmai, A. A., Hayes, R. L. A controlled cortical impact model of traumatic brain injury in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 39 (3), 253-262 (1991).
  8. Schwulst, S. J., Islam, M. Murine model of controlled cortical impact for the induction of traumatic brain injury. Journal of Visualized Experiments. (150), e60027(2019).
  9. Cole, J. T., et al. Craniotomy: True sham for traumatic brain injury, or a sham of a sham. Journal of Neurotrauma. 28 (3), 359-369 (2011).
  10. Brody, D. L., et al. Electromagnetic controlled cortical impact device for precise, graded experimental traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 24 (4), 657-673 (2007).
  11. Webster, S. J., Van Eldik, L. J., Watterson, D. M., Bachstetter, A. D. Closed head injury in an age-related Alzheimer mouse model leads to an altered neuroinflammatory response and persistent cognitive impairment. The Journal of Neuroscience. 35 (16), 6554-6569 (2015).
  12. Macheda, T., Roberts, K. N., Morganti, J. M., Braun, D. J., Bachstetter, A. D. Optimization and validation of a modified radial-arm water maze protocol using a murine model of mild closed head traumatic brain injury. PLoS One. 15 (8), 0232862(2020).
  13. Macheda, T., Snider, H. C., Watson, J. B., Roberts, K. N., Bachstetter, A. D. An active avoidance behavioral paradigm for use in a mild closed head model of traumatic brain injury in mice. Journal of Neuroscience Methods. 343, 108831(2020).
  14. Bachstetter, A. D., et al. Attenuation of traumatic brain injury-induced cognitive impairment in mice by targeting increased cytokine levels with a small molecule experimental therapeutic. Journal of Neuroinflammation. 12, 69(2015).
  15. Bachstetter, A. D., et al. The effects of mild closed head injuries on tauopathy and cognitive deficits in rodents: Primary results in wild type and rTg4510 mice, and a systematic review. Experimental Neurology. 326, 113180(2020).
  16. Lyons, D. N., et al. A mild traumatic brain injury in mice produces lasting deficits in brain metabolism. Journal of Neurotrauma. 35 (20), 2435-2447 (2018).
  17. Yanckello, L. M., et al. Inulin supplementation mitigates gut dysbiosis and brain impairment induced by mild traumatic brain injury during chronic phase. Journal of Cellular Immunology. 4 (2), 50-64 (2022).
  18. Bachstetter, A. D., et al. Early stage drug treatment that normalizes proinflammatory cytokine production attenuates synaptic dysfunction in a mouse model that exhibits age-dependent progression of Alzheimer's disease-related pathology. The Journal of Neuroscience. 32 (30), 10201-10210 (2012).
  19. Zvejniece, L., et al. Skull fractures induce neuroinflammation and worsen outcomes after closed head injury in mice. Journal of Neurotrauma. 37 (2), 295-304 (2020).
  20. Flierl, M. A., et al. Mouse closed head injury model induced by a weight-drop device. Nature Protocols. 4 (9), 1328-1337 (2009).
  21. Yang, Z., et al. Temporal MRI characterization, neurobiochemical and neurobehavioral changes in a mouse repetitive concussive head injury model. Scientific Reports. 5, 11178(2015).
  22. Petraglia, A. L., et al. The spectrum of neurobehavioral sequelae after repetitive mild traumatic brain injury: a novel mouse model of chronic traumatic encephalopathy. Journal of Neurotrauma. 31 (13), 1211-1224 (2014).
  23. Laskowitz, D. T., et al. COG1410, a novel apolipoprotein E-based peptide, improves functional recovery in a murine model of traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. 24 (7), 1093-1107 (2007).
  24. Lloyd, E., Somera-Molina, K., Van Eldik, L. J., Watterson, D. M., Wainwright, M. S. Suppression of acute proinflammatory cytokine and chemokine upregulation by post-injury administration of a novel small molecule improves long-term neurologic outcome in a mouse model of traumatic brain injury. Journal of Neuroinflammation. 5, 28(2008).
  25. Lillie, E. M., Urban, J. E., Lynch, S. K., Weaver, A. A., Stitzel, J. D. Evaluation of skull cortical thickness changes with age and sex from computed tomography scans. Journal of Bone and Mineral Research. 31 (2), 299-307 (2016).
  26. Kawakami, M., Yamamura, K. Cranial bone morphometric study among mouse strains. BMC Evolutionary Biology. 8, 73(2008).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

Mild Traumatic Brain InjuryClosed Head InjuryMouse TBI ModelElectromagnetic ImpactorStereotaxic FrameCognitive ImpairmentNeuroimaging AnalysisBehavioral AssessmentControlled Cortical ImpactDiffuse Brain Injury

Articles connexes