Article de méthode

De nouvelles perspectives méthodologiques dans l’étude de la biologie des moustiques

2.5K vues

⸱

DOI :

10.3791/64602

⸱

11 août 2022

 , 
1W. Harry Feinstone Department of Molecular Microbiology and Immunology, Johns Hopkins Malaria Research Institute, Bloomberg School of Public Health, Johns Hopkins University, 2Department of Entomology & Nematology, Florida Medical Entomology Laboratory, Institute of Food and Agricultural Sciences, University of Florida

Dans cet article

Résumé

ARTICLES DISCUTÉS :

Bui, M., Li, M., Raban, R. R., Liu, N., Akbari, O. S. Techniques de micro-injection d’embryons pour une mutagenèse efficace spécifique au site chez Culex quinquefasciatus. Journal des expériences visualisées. (159), E61375 (2020).

Carballar-Lejarazú, R., Pham, T. B., Bottino-Rojas, V., Adolfi, A., James, A. A. Essais en laboratoire sur des moustiques anophèles génétiquement modifiés. Journal des expériences visualisées. (171), e62588 (2021a).

Carballar-Lejarazú, R., Tushar, T., Pham, T. B., James, A. A. Méthode de micro-injection pour les embryons d’Anopheles gambiae . Journal des expériences visualisées. (173), e62591(2021b).

Chen, T. Y. et al. Un protocole d’extraction d’ADN de moustique basé sur des billes magnétiques pour le séquençage de nouvelle génération. Journal des expériences visualisées. (170), E62354 (2021).

Grigsby, A., Kelly, B. J., Sanscrainte, N. D., Becnel, J. J., Short, S. M. Propagation du parasite microsporidien Edhazardia aedis chez les moustiques Aedes aegypti . Journal des expériences visualisées. (162), e61574 (2020).

Jensen, B. M. et al. Essai biologique d’application topique pour quantifier la toxicité des insecticides pour les moustiques et les mouches des fruits. Journal des expériences visualisées. (179), E63391 (2022).

Jové, V., Venkataraman, K., Gabel, T. M., Duvall, L. B. Alimentation et quantification du sang d’origine animale et des repas artificiels chez les moustiques Aedes aegypti . Journal des expériences visualisées. (164), e61835 (2020).

Lajevardi, A., Sajadi, F., Donini, A., Paluzzi, J. P. V. Étude de l’activité des neuropeptides et d’autres régulateurs du système excréteur chez le moustique adulte. Journal des expériences visualisées. (174), e61849 (2021).

Liu, X. et al. Un test d’alimentation orale bactérienne avec des moustiques traités aux antibiotiques. Journal des expériences visualisées. (163), E61341 (2020).

Meuti, M. E., Harrell, R. Préparation et injection d’embryons de moustiques Culex pour générer des mutations nulles à l’aide de CRISPR/Cas9. Journal des expériences visualisées. (163), E61651 (2020).

Tripathi, A. K., Mlambo, G., Kanatani, S., Sinnis, P., Dimopoulos, G. Culture de gamétocytes de Plasmodium falciparum et infection par moustiques par alimentation par membrane artificielle. Journal des expériences visualisées. (161), e61426 (2020).

Tsujimoto, H., Adelman, Z. N. Amélioration du dosage de la fécondité et de la fertilité pour Aedes aegypti à l’aide de plaques de culture tissulaire à 24 puits (plaques EAgaL). Journal des expériences visualisées. (171), e61232 (2021).

Wang, X. et al. Expression hétérologue et analyse fonctionnelle des récepteurs odorants d’Aedes aegypti aux odeurs humaines dans les ovocytes de xénope . Journal des expériences visualisées. (172), e61813 (2021).

Éditorial

Les agents pathogènes transmis par les moustiques sont responsables de millions d’infections humaines chaque année. Pour lutter contre les maladies causées par ces agents pathogènes tels que le paludisme et la dengue 1,2,3, les chercheurs renforcent la compréhension de la biologie des moustiques et mettent au point de nouveaux outils de lutte contre les moustiques 4,5,6. Cette collection facilite de nouvelles recherches dans ces domaines grâce à des avancées méthodologiques impliquant la biologie des moustiques, le contrôle des moustiques, l’infection par des agents pathogènes et la transgenèse des moustiques.

Jensen et al.7 décrivent un essai d’activité insecticide chez les moustiques et les mouches des fruits impliquant l’application topique directe d’insecticides et une procédure de détermination du dosage basée sur la masse des insectes. L’article traite de la préparation de l’espace de travail et des solutions chimiques, de l’application d’insecticides et de l’analyse de la survie des insectes après l’exposition. La méthodologie d’application topique facilite l’exposition constante à des doses d’insecticide définies, réduisant ainsi la variabilité interspécifique et inter-essai, ce qui sera d’un grand intérêt pour ceux qui participent à la lutte contre les insectes nuisibles ou à l’étude de la résistance aux insecticides dans les populations de moustiques.

Chen et al.8 mettent en évidence un protocole simple, facile à traiter et à haut débit d’extraction d’ADN d’échantillons de moustiques pour le séquençage du génome entier, à l’aide de billes magnétiques de liaison à l’ADN. Le protocole comprend l’homogénéisation de l’échantillon et le processus d’extraction complet. Cette approche favorise une méthode d’extraction de l’ADN à haut rendement, mais hautement reproductible, qui convient aux laboratoires aux ressources limitées. Il intéressera ceux qui travaillent avec des applications de génomique des moustiques, en particulier avec des préparations d’ADN de moustiques de terrain.

Plusieurs articles de la collection couvrent les avancées méthodologiques liées à l’étude de la biologie des moustiques. Jové et al.9 décrivent une quantification à haut débit, basée sur la fluorescence, des volumes de repas pour les moustiques nourris artificiellement au régime alimentaire. Il comprend la préparation des repas, l’ajout du colorant fluorescéine, l’administration du repas sur un système d’alimentation à faible coût, suivie de la quantification du volume des repas dans des échantillons de moustiques nourris. La méthodologie décrite permet d’évaluer efficacement l’alimentation des moustiques, ce qui est pertinent pour les essais d’alimentation impliquant des régimes artificiels, du sang, du sucre ou du nectar. Il sera précieux pour ceux qui étudient le comportement alimentaire des insectes. Tsujimoto et Adelman10 décrivent une nouvelle technique pour mesurer la fécondité et la fertilité des moustiques à l’aide de plaques de culture cellulaire à 24 puits remplies d’agarose. Le protocole détaille la préparation des plaques, l’alimentation des moustiques, la ponte, l’imagerie des plaques et l’acquisition de données. Il réduit le temps, l’espace et la main-d’œuvre par rapport à la méthodologie conventionnelle, et intéressera les chercheurs évaluant la fitness des moustiques ou la base moléculaire de la reproduction des moustiques. Lajevardi et coll.11 utilisent le test de Ramsay pour étudier le transport des ions et la sécrétion de liquide dans les tissus excréteurs des moustiques. Le protocole adapte le test de Ramsay pour une utilisation avec une petite quantité de tissu d’insecte, et traite également de la préparation et de l’étalonnage des électrodes, de la préparation des tissus de moustiques pour le test et de l’enregistrement des lectures des tubules de Malpighi et des tissus digestifs. Ce protocole intéressera ceux qui travaillent avec les systèmes digestifs ou excréteurs et la régulation neuropeptide/endocrinienne des tissus des insectes. Wang et al.12 décrivent l’expression hétérologue des récepteurs odorants Ae. aegypti dans les ovocytes de xénope afin d’évaluer leur réponse aux odeurs humaines. Il couvre le clonage des gènes des récepteurs odorants, la synthèse de l’ARNc, la dissection et l’isolement des ovocytes de xénope , l’expression hétérologue des gènes, puis l’enregistrement du sensillum unique pour évaluer l’activité des récepteurs. Ce protocole fournit un système unique pour évaluer les bases génétiques et fonctionnelles de l’olfaction des moustiques, avec des applications potentielles liées à la recherche sur le comportement des moustiques.

Quatre articles de la collection traitent des moustiques génétiquement modifiés et du processus de transgénèse. Carballar-Lejarazú et al.13 décrivent des procédures détaillées pour produire des moustiques transgéniques Anopheles gambiae par micro-injection embryonnaire, tandis que Bui et al.14 démontrent la micro-injection d’embryons de Culex quinquefasciatus pour l’édition du génome basée sur CRISPR/Cas9. Le premier est un vecteur clé des parasites du paludisme humain, tandis que le second est un vecteur clé des arbovirus, y compris le virus du Nil occidental, et est sous-étudié dans le contexte de la transgenèse. Ces protocoles couvrent l’extraction et le chargement des aiguilles, la préparation et l’alignement des ovules suivis de l’injection, ainsi que la récupération d’embryons et le dépistage des phénotypes transgéniques. Le protocole d’An. gambiae détaille les procédures de ponte et de prélèvement des œufs, et décrit visuellement les injections réussies. Le Cx. Le protocole Quinquefasciatus décrit des paramètres spécifiques pour l’extraction des aiguilles et des conseils pour augmenter les taux de mutagénèse. L’article de Meuti et Harrell15 fournit un focus approfondi sur la transgenèse chez Culex pipiens, en particulier le processus d’injection. La vidéo montre l’ensemble du processus d’injection en profondeur ; Il décrit le remplissage et la fixation de l’aiguille, le positionnement des œufs et de l’injecteur, ainsi que les détails sur la façon d’injecter avec succès. Il fournit des instructions techniques rigoureuses et un dépannage sur le processus d’injection et offre des conseils pour maximiser le taux d’éclosion des œufs et la condition physique des larves. Ces trois articles intéresseront ceux qui cherchent à développer de nouvelles stratégies de lutte antivectorielle, ainsi que ceux qui étudient la génétique des anophèles et des Culex et les interactions hôte-pathogène. Carballar-Lejarazú et al.16 décrivent le processus de réalisation d’essais en petite cage pour évaluer si les systèmes de forçage génétique peuvent propager des gènes spécifiques dans des populations de moustiques naïfs dans différentes conditions. Le protocole examine les mécanismes des essais de libération inondative sans entraînement et des essais de forçage génétique avec des générations de moustiques qui se chevauchent ou non. Il fournit des détails précis sur les ratios d’addition de type sauvage-transgénique, les processus de dépistage et l’adaptation des paramètres expérimentaux pour inclure des tests de fitness ou pour modéliser la propagation des allèles de forçage génétique. Ce protocole profitera aux chercheurs dans le domaine de la lutte antivectorielle qui développent de nouveaux systèmes de forçage génétique et examinent l’efficacité du forçage génétique.

Les trois derniers articles de la collection traitent de la culture et de l’exposition aux agents pathogènes. Liu et al.17 démontrent le protocole de réintroduction de bactéries dans les moustiques adultes après un traitement antibiotique, afin d’aider à comprendre les rôles biologiques joués par le microbiote. Il couvre l’élevage et l’isolement des bactéries, le traitement antibiotique et les tests d’alimentation bactérienne. Le protocole fournit une bonne synthèse d’une procédure complexe et multidimensionnelle. Il sera utile pour ceux qui s’intéressent à l’étude du microbiote des moustiques ou au développement de moustiques gnotobiotiques adultes. Grigsby et al.18 mettent en évidence le protocole d’intégration de l’élevage du parasite microsporidien Edhazardia aedis dans l’élevage standard d’Aedes aegypti . Il détaille l’isolement, l’identification et le dénombrement des spores infectieuses, avant la réinfection des moustiques et le maintien des œufs de moustiques infectés. Il donne des conseils de dépannage sur la détection des spores et la coordination de l’éclosion des moustiques avec la préparation des spores. Ce protocole intéressera ceux qui cherchent à cultiver des parasites microsporidiens à des fins expérimentales, et ceux qui examinent l’impact de l’infection parasitaire sur l’immunité des moustiques ou la capacité vectorielle. Tripathi et al.19 détaillent le protocole de culture des gamétocytes de Plasmodium falciparum , d’infection des moustiques anophèles via le système de mangeoire à membrane et en verre, et de comptage des oocystes et des sporozoïtes. Il s’agit d’un protocole essentiel pour la culture de P. falciparum , qui peut être difficile à réaliser. Le protocole sera très précieux pour ceux qui étudient l’infection à Plasmodium et la transmission chez les moustiques, pour ceux qui cherchent à développer des stratégies antipaludiques, y compris des outils de blocage de la transmission, et pour ceux qui examinent la compétence vectorielle des populations d’An. gambiae , y compris les lignées transgéniques et les stratégies de forçage génétique.

La collection d’articles traite de nombreux sujets de recherche qui sont importants pour l’avenir de la lutte contre les moustiques et les agents pathogènes transmis par les tiques. Il est essentiel de comprendre la résistance des moustiques aux pesticides, car elle reflète le succès des programmes de contrôle actuels ; De plus, la détection d’une résistance peut être un signal que des changements dans les stratégies de contrôle sont nécessaires. Les technologies de génie génétique, y compris la transgenèse des moustiques, l’édition du génome et le forçage génétique, joueront probablement un rôle clé dans la lutte contre les moustiques au cours de la prochaine décennie et au-delà en raison de leur grande traductibilité et adaptabilité. Une meilleure connaissance de la biologie des moustiques, en particulier dans les domaines de la génomique des populations, des interactions hôte-pathogène, du comportement des moustiques et de la base moléculaire des principaux traits biologiques, fournira des informations précieuses qui pourront être utilisées pour développer de nouveaux outils de contrôle. Par exemple, l’identification des gènes impliqués dans l’olfaction pourrait aider les chercheurs à développer de nouveaux répulsifs, tandis que l’identification des gènes impliqués dans les interactions hôte-pathogène pourrait éventuellement conduire au développement de moustiques transgéniques porteurs d’effecteurs antipathogènes. Cette collection aborde tous ces sujets, et entre les mains de biologistes vecteurs du monde entier, les méthodes décrites ici contribueront à faciliter des perspectives nouvelles et uniques sur de nombreux aspects de la biologie des moustiques. L’un des principaux défis de l’avenir sera de tirer parti des connaissances générées dans ces domaines pour produire de nouvelles stratégies de contrôle ou pour compléter ou optimiser les stratégies actuelles.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Cette publication a bénéficié du soutien du National Institute of Food and Agriculture du Département de l’agriculture des États-Unis (USDA), du projet Hatch 1026692 à l’EPC.

Références

  1. Bhatt, S., et al. The global distribution and burden of dengue. Nature. 496 (7446), 504-507 (2013).
  2. Bhutta, Z. A., Sommerfeld, J., Lassi, Z. S., Salam, R. A., Das, J. K. Global burden, distribution, and interventions for infectious diseases of poverty. Infectious Diseases of Poverty. 3, 21(2014).
  3. Caminade, C., McIntyre, K. M., Jones, A. E. Impact of recent and future climate change on vector-borne diseases. Annals of the New York Academy of Sciences. 1436 (1), 157-173 (2019).
  4. Caragata, E. P., et al. Prospects and pitfalls: Next-Generation tools to control mosquito-transmitted disease. Annual Review of Microbiology. 74, 455-475 (2020).
  5. Jones, R. T., Ant, T. H., Cameron, M. M., Logan, J. G. Novel control strategies for mosquito-borne diseases. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 376 (1818), 20190802(2021).
  6. Wilson, A. L., et al. The importance of vector control for the control and elimination of vector-borne diseases. PLoS Neglected Tropical Diseases. 14 (1), 0007831(2020).
  7. Jensen, B. M., et al. Topical application bioassay to quantify insecticide toxicity for mosquitoes and fruit flies. Journal of Visualized Experiments. (179), e63391(2022).
  8. Chen, T. Y., et al. A magnetic-bead-based mosquito DNA extraction protocol for next-generation sequencing. Journal of Visualized Experiments. (170), e62354(2021).
  9. Jové, V., Venkataraman, K., Gabel, T. M., Duvall, L. B. Feeding and quantifying animal-derived blood and artificial meals in Aedes aegypti mosquitoes. Journal of Visualized Experiments. (164), e61835(2020).
  10. Tsujimoto, H., Adelman, Z. N. Improved fecundity and fertility assay for Aedes aegypti using 24 well tissue culture plates (EAgaL plates). Journal of Visualized Experiments. (171), e61232(2021).
  11. Lajevardi, A., Sajadi, F., Donini, A., Paluzzi, J. V. Studying the activity of neuropeptides and other regulators of the excretory system in the adult mosquito. Journal of Visualized Experiments. (174), e61849(2021).
  12. Wang, X., et al. Heterologous expression and functional analysis of Aedes aegypti odorant receptors to human odors in Xenopus oocytes. Journal of Visualized Experiments. (172), e61813(2021).
  13. Carballar-Lejarazú, R., Tushar, T., Pham, T. B., James, A. A. Microinjection method for Anopheles gambiae embryos. Journal of Visualized Experiments. (173), e62591(2021).
  14. Bui, M., Li, M., Raban, R. R., Liu, N., Akbari, O. S. Embryo microinjection techniques for efficient site-specific mutagenesis in Culex quinquefasciatus. Journal of Visualized Experiments. (159), e61375(2020).
  15. Meuti, M. E., Harrell, R. Preparing and injecting embryos of Culex mosquitoes to generate null mutations using CRISPR/Cas9. Journal of Visualized Experiments. (163), e61651(2020).
  16. Carballar-Lejarazú, R., Pham, T. B., Bottino-Rojas, V., Adolfi, A., James, A. A. Small-Cage laboratory trials of genetically-engineered anopheline mosquitoes. Journal of Visualized Experiments. (171), e62588(2021).
  17. Liu, X., et al. A bacterial oral feeding assay with antibiotic-Tteated mosquitoes. Journal of Visualized Experiments. (163), e61341(2020).
  18. Grigsby, A., Kelly, B. J., Sanscrainte, N. D., Becnel, J. J., Short, S. M. Propagation of the microsporidian parasite Edhazardia aedis in Aedes aegypti mosquitoes. Journal of Visualized Experiments. (162), e61574(2020).
  19. Tripathi, A. K., Mlambo, G., Kanatani, S., Sinnis, P., Dimopoulos, G. Plasmodium falciparum gametocyte culture and mosquito infection through artificial membrane feeding. Journal of Visualized Experiments. (161), e61426(2020).

Réimpressions et autorisations

Explorer plus d’articles

Culex QuinquefasciatusAnopheles GambiaeGenetically-engineered MosquitoesMicroinjection TechniquesDNA Extraction ProtocolInsecticide Toxicity BioassayAedes AegyptiNeuropeptides RegulationCRISPR/Cas9Plasmodium FalciparumArtificial Membrane Feeding
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.