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Article de méthode

Dérivation duodéno-iléale à anastomose unique avec modèle de gastrectomie à manchon chez la souris

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DOI :

10.3791/64610

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10 février 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1CHU Nantes, CNRS, INSERM, l'institut du thorax, Nantes Université, 2Chirurgie Cancérologique, Digestive et Endocrinienne, Institut des Maladies de l'Appareil Digestif, Hôtel Dieu, CHU Nantes

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Le pontage duodéno-iléal par anastomose unique (ISAD-S) est une procédure bariatrique émergente ayant des effets métaboliques importants. Dans cet article, nous présentons un modèle fiable et reproductible de l’ISAD-S chez la souris.

Résumé

L’obésité est un problème de santé majeur dans le monde entier. En réponse, des chirurgies bariatriques sont apparues pour traiter l’obésité et ses comorbidités connexes (par exemple, le diabète sucré, la dyslipidémie, la stéatohépatite non alcoolique, les événements cardiovasculaires et les cancers) par des mécanismes restrictifs et malabsorbants. Comprendre les mécanismes par lesquels ces procédures permettent de telles améliorations nécessite souvent leur transposition chez les animaux, en particulier chez la souris, en raison de la facilité de génération d’animaux génétiquement modifiés. Récemment, le pontage duodéno-iléal à anastomose unique avec gastrectomie à la manche (ISAD-S) est apparu comme une procédure qui utilise à la fois des effets restrictifs et malabsorptifs, qui est utilisée comme alternative au pontage gastrique en cas d’obésité majeure. Jusqu’à présent, cette procédure a été associée à de fortes améliorations métaboliques, ce qui a conduit à une augmentation marquée de son utilisation dans la pratique clinique quotidienne. Cependant, les mécanismes sous-jacents à ces effets métaboliques ont été peu étudiés en raison d’un manque de modèles animaux. Dans cet article, nous présentons un modèle fiable et reproductible de l’ISAD-S chez la souris, avec un accent particulier sur la gestion périopératoire. La description et l’utilisation de ce nouveau modèle de rongeurs aideront la communauté scientifique à mieux comprendre les changements moléculaires, métaboliques et structurels induits par l’ISAD-S et à mieux définir les indications chirurgicales pour la pratique clinique.

Introduction

L’obésité est une situation émergente et endémique avec une prévalence croissante, affectant environ 1 adulte sur 20 dans le monde1. La chirurgie bariatrique est devenue l’option de traitement la plus efficace pour les adultes affectés ces dernières années, améliorant à la fois la perte de poids et les troubles métaboliques2,3, avec des résultats variables selon le type d’intervention chirurgicale utilisée.

Il existe deux mécanismes principaux qui sont impliqués dans les effets des procédures bariatriques: la restriction qui vise à augmenter la satiété (comme dans la gastrectomie à la manche (SG) où 80% de l’estomac est enlevé), et la malabsorption. Parmi les procédures qui impliquent à la fois restriction et malabsorption, le pontage duodéno-iléal unique anastomose avec gastrectomie à la manche (SADI-S) a été proposé comme alternative au pontage gastrique de Roux-en-Y (RYGB), dans lequel une reprise de poids est observée chez environ 20% des patients 4,5. Dans cette technique, une gastrectomie à la manche est associée à un réarrangement de l’intestin grêle, le divisant en un membre biliaire et un membre commun court (un tiers de la longueur totale de l’intestin grêle) (Figure 1A). Techniquement, l’ISAD-S présente l’avantage par rapport au RYGB de ne nécessiter qu’une seule anastomose, ce qui réduit le temps de fonctionnement d’environ 30 %. De plus, cette méthode préserve le pylore, ce qui contribue à réduire le risque d’ulcère gastroduodénal et limite les fuites anastomotiques. L’ISAD-S est également associée à un taux élevé d’amélioration métabolique, favorisant fortement son utilisation au cours des dernières années 6,7.

Étant donné que les effets métaboliques sont devenus de plus en plus fondamentaux pour les procédures bariatriques, l’élucidation de leurs mécanismes semble cruciale. Par conséquent, l’utilisation de modèles animaux pour les procédures bariatriques est de la plus haute importance pour mieux comprendre leurs effets métaboliques et les voies cellulaires et moléculaires impliquées8. Ces modèles ont contribué, par exemple, à une meilleure compréhension de l’évolution de l’apport alimentaire après SG ou RYGB en milieu contrôlé9 et à l’étude des flux de glucose ou de cholestérol à travers la barrière intestinale10,11 ; Ces informations sont rarement disponibles dans les études cliniques. Ces connaissances pourraient aider à définir leurs indications chirurgicales optimales. Nous avons précédemment décrit des modèles murins de SG et RYGB12. Cependant, malgré ses résultats prometteurs dans la pratique clinique, l’ISAD-S n’a été développée et décrite que chez les rats13,14,15. Cependant, compte tenu de sa malléabilité génétique, le modèle murin a été utile dans le passé pour étudier les divers effets métaboliques de telles procédures16,17,18, et un modèle murin ISAD-S pourrait être utile pour évaluer les effets de l’ISAD-S malgré la difficulté technique.

Dans cet article, nous décrivons l’adaptation de la procédure ISAD-S chez la souris (Figure 1B) de manière reproductible. Une attention particulière est accordée à la description des soins périopératoires.

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Protocole

Ce protocole a été approuvé par le Comité d’éthique en expérimentation animale (référence CEEA-PdL n 06).

1. Préparation préopératoire

  1. Ajouter des aliments diététiques en gel au régime normal 3 jours avant la chirurgie. Jeûnez les souris 6 h avant la chirurgie.
  2. Induire une anesthésie avec 5% d’isoflurane (1 L/min) dans une chambre dédiée avec de l’oxygène (1 L/min). Injectez aux souris par voie sous-cutanée de la buprénorphine (0,1 mg/kg), de l’amoxicilline (15 mg/kg), du métoclopramide (1 mg/kg), du méloxicam (1 mg/kg) et du fer (0,5 mg/kg).
  3. Rasez les 2/3 premières parties de l’abdomen de la souris en commençant par le processus xiphoïde à l’aide d’un rasoir électrique. Désinfectez l’abdomen de la souris en deux étapes à l’aide d’une solution de polyvidone iodée.
  4. Placez la souris couchée sur le dos sur un coussin chauffant dédié recouvert d’un sous-coussin propre. Maintenir l’anesthésie à l’aide d’un cône nasal contenant de l’isoflurane à 2,5 % (0,4 L/min) avec de l’oxygène (0,4 L/min). Utilisez un test de pincement des orteils pour confirmer la profondeur de l’anesthésie.
  5. Couvrez la souris dans une pellicule de plastique stérilisée. Afin d’appliquer une hyperextension sur l’abdomen de la souris, fixez la patte inférieure et utilisez une seringue de 1 ml ou l’équivalent placée derrière le dos de la souris. Coupez une ouverture dans une compresse stérile de la taille de la future incision et utilisez-la comme champ opératoire pour couvrir la souris. L’installation générale est illustrée à la figure 2A.
  6. Avant la chirurgie, utilisez un masque facial, un capuchon de gommage et des gants stérilisés. Utilisez des instruments stérilisés pour la chirurgie.

2. Le protocole ISAD-S

  1. Laparotomie médiane
    1. Sous un microscope binoculaire (grossissement 8x), effectuer une laparotomie médiane avec des ciseaux ou un scalpel en ouvrant la peau abdominale du processus xiphoïde au milieu de l’abdomen. S’assurer que le processus xiphoïde et la couche musculoaponévrotique sont visibles (Figure 2B).
      REMARQUE: Administrer la bupivacaïne (3 mg / kg) par voie sous-cutanée au site chirurgical 5 minutes avant de faire l’incision cutanée.
    2. Ouvrez la paroi abdominale le long de la linea alba avec des ciseaux entre les muscles abdominaux. Veillez à ne pas pénétrer dans la cavité thoracique (figure 2C).
  2. Exclusion duodénale
    1. Mobiliser doucement le duodénum de la cavité abdominale à l’aide d’un coton-tige humidifié pour voir ses côtés antérieur et postérieur. Localiser le canal biliaire principal, qui est immédiatement visible sous le microscope binoculaire sur la face postérieure du petit épiploon et du duodénum (Figure 3A, flèches noires).
    2. Proximale à partir du canal biliaire principal, visualisez une zone entre les artères duodénales au microscope binoculaire (Figure 3A, B, cercles pointillés bleus). Pénétrer dans cette zone à l’aide de micro-pinces incurvées d’un côté à l’autre du duodénum et effectuer une ligature duodénale entre les artères à l’aide d’une suture non résorbable 6-0 (Figure 3C-E). Veillez à ne pas ligaturer les branches des artères duodénales.
  3. Gastrectomie à la manche
    1. Mobiliser l’estomac de la cavité abdominale à l’aide d’un coton-tige humidifié et d’une pince non traumatique. Séparer l’estomac des organes environnants à l’aide de micro-ciseaux : séparer le grand épiploon, couper les artères gastriques courtes (branche de l’artère splénique) entre l’estomac et la rate, et le lipome reliant l’estomac à la partie inférieure de l’œsophage (Figure 4A,B).
    2. À l’aide de micro-ciseaux, effectuer une gastrotomie de 5 mm en ouvrant le fond d’œil et retirer l’aliment résiduel à l’aide d’un coton-tige (figure 4C, flèche). Rincer le site de gastrotomie avec une solution saline stérile (37 °C) pour éviter la contamination par le contenu gastrique enlevé.
    3. Appliquez des clips chirurgicaux (taille moyenne, 5,6 mm) le long de la plus grande courbure de l’estomac pour exclure environ 80% de l’estomac. Deux clips suffisent. Retirer l’estomac exclu en le coupant avec des micro-ciseaux (Figure 4D-G).
    4. Ancrer les clips chirurgicaux pour vérifier l’imperméabilité en effectuant une suture en cours d’exécution (8-0) du début à la fin de la résection de l’estomac (Figure 4H).
  4. Anastomose duodéno-iléale
    1. Au microscope binoculaire, visualisez la dernière boucle iléale, située juste avant le cæcum (Figure 5A). Mobiliser doucement l’intestin grêle à l’extérieur de la cavité abdominale à partir de la dernière anse iléale. Disposez l’intestin grêle, comme le montre la figure 5B, de manière à ce que la dernière boucle iléale soit située du côté gauche. À l’aide d’un cordon de suture de taille antérieure, mesurer 10 cm (environ 1/3 de la longueur totale de l’intestin grêle) à partir de la dernière anse iléale; Ce sera le site de la future anastomose.
    2. Afin de s’assurer que le futur membre biliaire arrive sur le site de l’anastomose par son côté gauche, faites une grande boucle de l’intestin grêle autour du site de la future anastomose. À l’aide de micro-ciseaux, effectuer une entérotomie de 4 mm en ouvrant l’intestin grêle à cet endroit (figure 5C-E). Rincer le site d’entérotomie avec une solution saline stérile (37 °C) pour éviter toute contamination.
    3. Réaliser une entérotomie de 4 mm sur la partie exclue du duodénum, immédiatement après le pylore, entre l’estomac et la ligature réalisée à l’étape 2.2.2 (Figure 5F). Placez une compresse de collagène hémostatique résorbable de 5 mm x 5 mm pour favoriser l’homéostasie.
    4. Utilisation d’un 8-0 non résorbable suture, effectuer une anastomose duodéno-iléale côte à côte. Commençons par l’anastomose de la face postérieure, suivie de l’anastomose de la face antérieure (Figure 5G-I).
  5. Fermeture abdominale
    1. Affichez l’intestin grêle dans la cavité abdominale de sorte que le membre biliaire arrive à l’anastomose du côté supérieur gauche de l’abdomen et que le membre commun tombe dans la partie inférieure de l’abdomen.
      REMARQUE : Lavez l’abdomen trois fois avec environ 5 mL de solution saline stérile à 0,9 % (37 °C). Ensuite, aspirez le liquide de l’abdomen pour éliminer le liquide gastro-intestinal résiduel et les aliments digérés pour éviter l’infection bactérienne et l’inflammation abdominale subséquente.
    2. Réhydrater la souris avec 500 μL de solution saline à 37 °C en l’appliquant directement dans la cavité abdominale à l’aide d’une seringue de 1 mL.
    3. Fermez la couche musculoaponévrotique à l’aide d’une seule suture de course non résorbable 6-0. Fermer la peau abdominale à l’aide de 6-0 sutures séparées non résorbables (Figure 5J,K).

3. Soins postopératoires généraux

  1. Après avoir arrêté l’isoflurane, laisser la souris se réveiller sur le coussin chauffant sous 0,4 L/minO2 insufflé avec le masque nasal. Lorsqu’elle est complètement réveillée, ce qui peut être assuré par une récupération motrice complète, placez la souris seule dans une cage dans un incubateur à 30 °C. Laissez la souris dans l’incubateur à 30 °C pendant 5 jours (pas de condition spécifique pour le gaz ou l’humidité).
    REMARQUE: La cage doit être chauffée au préalable.
  2. Permettre un accès gratuit à l’eau immédiatement après la chirurgie. Ajouter des suppléments vitaminiques, y compris les vitamines B1, B9, B12 et les vitamines liposolubles (A, D, E, K), à l’eau (800 mg/180 ml d’eau) jusqu’à la fin du protocole.
  3. Maintenir l’analgésie par injections sous-cutanées de buprénorphine (0,1 mg / kg) deux fois par jour du jour 1 au jour 3, une fois par jour après jusqu’au jour 5. Poursuivre les injections sous-cutanées d’amoxicilline (15 mg/kg), de méloxicam (1 mg/kg) et de métoclopramide (1 mg/kg) une fois par jour jusqu’au jour 3. Fournir des injections sous-cutanées de fer (0,5 mg / kg) une fois par jour jusqu’à la fin du protocole.

4. Mesures générales et euthanasie

  1. Pesez les souris tous les jours jusqu’au jour 5 postopératoire. Ensuite, pesez le jour 7, puis chaque semaine.
  2. Pour mesurer l’apport alimentaire quotidien, placez une souris par cage. Placez un poids connu d’un régime solide et mesurez le poids du régime solide restant après 24 h. Mesurez l’apport alimentaire le jour 3, 4, 5, 7, puis chaque semaine.
  3. Euthanasier les souris par luxation cervicale sous anesthésie générale (isoflurane à 5 % (1 L/min) avec oxygène (1 L/min)) avec injection sous-cutanée de buprénorphine (0,1 mg/kg) après incision cardiaque dans l’oreillette gauche pour prélèvement sanguin (500 à 600 μL de sang).
  4. Mesurer la concentration d’hémoglobine dans le sang à l’aide d’un analyseur d’hématologie automatique nécessitant 20 μL de sang.

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Résultats

Courbe d’apprentissage
La courbe d’apprentissage de ce modèle est illustrée à la figure 6. Une diminution progressive de la durée opératoire est observée, atteignant environ 60 min de chirurgie après 4 semaines d’entraînement intensif (Figure 6A). La survie postopératoire de 5 jours s’est également améliorée avec le temps, atteignant 77% pendant la pratique régulière (Figure 6B). Les causes les plus fréquentes de...

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Discussion

Les chirurgies bariatriques, dont les techniques évoluent constamment, semblent être actuellement le traitement le plus efficace contre l’obésité et les comorbidités métaboliques associées 3,19,20. La procédure SADI-S, décrite pour la première fois en 20074, est une procédure prometteuse associée à des effets métaboliques plus importants que d’autres chirurgies malabsorbantes. Les modèles animaux, en part...

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Déclarations de divulgation

Claire Blanchard a été payée par Medtronic pour offrir des cours d’immersion clinique.

Remerciements

Nous remercions Ethicon (Johnson and Johnson surgical technologies) d’avoir bien voulu fournir le cordon de suture et les clips chirurgicaux. Ce travail a été soutenu par des subventions du NExT Talent Project, Université de Nantes, CHU de Nantes.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Aiguille Agagani 26 GTerumo050101BAiguille 26 G
Bétadine dermique  ;Pharma-gdd3300931499787Povidone
solution Gommage à la bétadinePharma-gdd  ; 3400931499787Povidone solution
Microscope binoculaireOptika Microscopes ItalySZN-9Stéréomicroscope binoculaire
BuprecareAnimalcare3760087151244Buprenorphin
Castroviejo, droit 9 cmF.S.T12060-02Micro-ciseaux
Castroviejo, droit 9 cmF.S.T12060-02Porte-aiguille
Chlorure de sodium Fresenius 0.9 %Fresenius Kabi  ;BE182743NaCl 0,9 %
ClamoxylMed’vet5414736007496Amoxicilline
Cotons-tigesComed2510805Cotons-tiges
Element HT5ScilvetElement HT5Analyseur d’hématologie automatisé
EmepridCEVA 3411111914365Metoclopramid
Extra Fine Graefe Forceps, incurvée (largeur de la pointe : 0,5 mm)F.S.T11152-10Pince chirurgicale
Extra Fine Graefe Pince, droite (largeur de la pointe : 0,5 mm)F.S.T11150-10Pince chirurgicale
FercobsangVetopriceQB03AE04Fer, multivitamines et minéraux  ;
ForaneBaxter1001936060Isoflurane
Pince Graefe, droite (largeur de la pointe : 0,8 mm)F.S.T11050-10Pince
Graphpad Prism version 8.0GraphPad Software, Inc.Version 8.0Logiciel d’analyse statistique
Coussin chauffantIntellibio innovationA-2101-00300Coussin chauffant
IncubateurBioconceptTechnologies Fabriqué à la demandeIncubateur  ;
ÉclairageOptika Microscopes ItalieCL-30Eclairage pour microscopie
OcrygelMed’vet3700454505621Carboptol 980 NF
Pangen 2,5 cm x 3,5 cmUrgovetA02978Compresse de collagène hémostatique
Prolene 6/0B.Braun3097915Optilene 6/0 (0,7 métrique) 75 cm 2XDR13 CV2 RCP, cordon de suture
Prolene 8/0Ethicon87322 x BV175-6 MP, 3/8 Cercle, 8 mm,  ; cordon de suture
CiseauxF.S.T146168-09Ciseaux chirurgicaux
Compresses stériles  ;Laboartoire Sylamed211S05-50Seringue Terumo comprimée stérile non tissée
Terumo50828Seringue de 1 mL
Clip hémostatique en titanePé ; ters ChirurgicalB2180-1Clip chirurgical
Vannas WolffF.S.T15009-08Micro ciseaux
Vita RongeurVirbac3597133087611Supplémentation vitaminique
Vitaltec stainlessPé ; ters SurgicalPB 220-EB MediumApplicateur de pince chirurgicale

Références

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