Le protocole décrit la méthodologie de l’enregistrement extracellulaire dans le cortex moteur (MC) pour révéler les propriétés électrophysiologiques extracellulaires chez les souris conscientes se déplaçant librement, ainsi que l’analyse des données des potentiels de champ locaux (LFP) et des pointes, ce qui est utile pour évaluer l’activité neuronale du réseau sous-jacente aux comportements d’intérêt.
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Article de méthode
Enregistrement extracellulaire multicanal chez des souris se déplaçant librement
* These authors contributed equally
Dans cet article
Résumé
Résumé
Le protocole vise à découvrir les propriétés de l’activation neuronale et des potentiels de champ local en réseau (LFP) chez des souris se comportant effectuant des tâches spécifiques en corrélant les signaux électrophysiologiques avec un comportement spontané et/ou spécifique. Cette technique représente un outil précieux dans l’étude de l’activité des réseaux neuronaux sous-jacents à ces comportements. L’article fournit une procédure détaillée et complète pour l’implantation d’électrodes et l’enregistrement extracellulaire qui en résulte chez des souris conscientes qui se déplacent librement. L’étude comprend une méthode détaillée pour implanter les réseaux de microélectrodes, capturer les signaux de LFP et de pic neuronal dans le cortex moteur (MC) à l’aide d’un système multicanal, et l’analyse ultérieure des données hors ligne. L’avantage de l’enregistrement multicanal chez les animaux conscients est qu’un plus grand nombre de neurones et de sous-types neuronaux peuvent être obtenus et comparés, ce qui permet d’évaluer la relation entre un comportement spécifique et les signaux électrophysiologiques associés. Notamment, la technique d’enregistrement extracellulaire multicanal et la procédure d’analyse des données décrites dans la présente étude peuvent être appliquées à d’autres zones du cerveau lors de la réalisation d’expériences sur des souris qui se comportent.
Introduction
Le potentiel de champ local (LFP), une composante importante des signaux extracellulaires, reflète l’activité synaptique de grandes populations de neurones, qui forment le code neuronal de multiples comportements1. Les pics générés par l’activité neuronale sont considérés comme contribuant à la LFP et sont importants pour le codage neuronal2. Il a été prouvé que les altérations des pics et des LFP sont à l’origine de plusieurs maladies du cerveau, telles que la maladie d’Alzheimer, ainsi que d’émotions telles que la peur, etc.3,4. Il convient de noter que de nombreuses études ont mis en évidence que l’activité des pics diffère considérablement entre les états d’éveil et d’anesthésie chez les animaux5. Bien que les enregistrements chez les animaux anesthésiés offrent la possibilité d’évaluer les LFP avec un minimum d’artefacts dans des états de synchronisation corticale hautement définis, les résultats diffèrent dans une certaine mesure de ce que l’on peut trouver chez les sujets éveillés 6,7,8. Ainsi, il est plus significatif de détecter l’activité neuronale sur de longues échelles de temps et de grandes échelles spatiales dans diverses maladies à l’état de cerveau éveillé à l’aide d’électrodes implantées dans le cerveau. Ce manuscrit fournit des informations pour les débutants sur la façon de créer le système de micro-entraînement et de régler les paramètres à l’aide d’un logiciel commun pour calculer les signaux de pointe et LFP de manière rapide et simple afin de démarrer l’enregistrement et l’analyse.
Bien que l’enregistrement non invasif des fonctions cérébrales, par exemple à l’aide d’électroencéphalogrammes (EEG) et de potentiels liés aux événements (ERP) enregistrés à partir du cuir chevelu, ait été largement utilisé dans les études sur les humains et les rongeurs, les données EEG et ERP ont de faibles propriétés spatiales et temporelles et, par conséquent, ne peuvent pas détecter les signaux précis produits par l’activité synaptique dendritique voisine dans une zone spécifique du cerveau1. Actuellement, en tirant parti de l’enregistrement multicanal chez les animaux conscients, l’activité neuronale dans les couches profondes du cerveau peut être enregistrée de manière chronique et progressive en implantant un système de micro-entraînement dans le cerveau des primates ou des rongeurs lors de multiples tests comportementaux 1,2,3,4,5,6,7,8,9 . En bref, les chercheurs peuvent construire un système de micro-entraînement qui peut être utilisé pour le positionnement indépendant des électrodes ou des tétrodes afin de cibler différentes parties du cerveau10,11. Par exemple, Chang et al. ont décrit des techniques permettant d’enregistrer les pics et les LFP chez la souris en assemblant un micro-lecteur léger et compact12. De plus, des sondes en silicium micro-usinées avec des composants accessoires sur mesure sont disponibles dans le commerce pour enregistrer plusieurs neurones et LFP chez les rongeurs lors de tâches comportementales13. Bien que différents modèles aient été utilisés pour l’assemblage de systèmes de micro-entraînement, ceux-ci ont encore un succès limité en termes de complexité et de poids de l’ensemble du système de micro-entraînement. Par exemple, Lansink et al. ont montré un système de micro-entraînement multicanal avec une structure complexe pour l’enregistrement à partir d’une seule région du cerveau14. Sato et al. ont fait état d’un système de micro-entraînement multicanal affichant une fonction de positionnement hydraulique automatique15. Les principaux inconvénients de ces systèmes de micro-entraînement sont qu’ils sont trop lourds pour que les souris puissent se déplacer librement et qu’ils sont difficiles à assembler pour les débutants. Bien que l’enregistrement extracellulaire multicanal se soit avéré être une technologie appropriée et efficace pour mesurer l’activité neuronale lors de tests comportementaux, il n’est pas facile pour les débutants d’enregistrer et d’analyser les signaux acquis par le système complexe de micro-entraînement. Étant donné qu’il est difficile de démarrer l’ensemble du processus de fonctionnement de l’enregistrement extracellulaire multicanal et de l’analyse des données chez les souris en mouvement libre16,17, le présent article présente des directives simplifiées pour introduire le processus détaillé de fabrication du système de micro-entraînement à l’aide de composants et de paramètres couramment disponibles ; les paramètres du logiciel commun pour calculer les signaux de pointe et LFP de manière rapide et simple sont également fournis. De plus, dans ce protocole, la souris peut se déplacer librement grâce à l’utilisation d’un ballon d’hélium, ce qui contribue à compenser le poids de la tête et du système de micro-entraînement. De manière générale, dans la présente étude, nous décrivons comment construire facilement un système de micro-entraînement et optimiser les processus d’enregistrement et d’analyse des données.
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Protocole
Toutes les souris ont été obtenues commercialement et maintenues dans un cycle de lumière de 12 h / 12 h d’obscurité (lumière allumée à 08h00 heure locale) à une température ambiante de 22-25 °C et une humidité relative de 50%-60%. Les souris avaient accès à un approvisionnement continu en nourriture et en eau. Toutes les expériences ont été menées conformément aux directives pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire de l’Université normale de Chine du Sud et approuvées par le Comité institutionnel d’éthique animale. Des souris mâles C57BL/6J âgées de 3 à 5 mois ont été utilisées pour les expériences.
1. Assemblage du système de micro-entraînement
- Connectez deux cartes conçues par ordinateur à l’aide de deux goujons et d’une vis qui maintient le micro-variateur mobile et fixez le connecteur à une carte (Figure 1A, Bi-iii). Entraînez le micro-entraînement en tournant une vis (0,5 mm/cercle).
- Assurez-vous que le micro-entraînement peut transporter deux ensembles de huit tubes de guidage (~3 cm de long, ~50 μm de diamètre interne, ~125 μm de diamètre externe) pour chaque côté de la région MC, puis coupez-le à la même longueur (au moins 15 mm ; Graphique 1Biv, v).
- Coupez 16 fils Ni-chrome (~5 cm de long) d’un diamètre de 35 μm, puis chargez-les successivement dans les tubes de guidage, puis appliquez la colle pour les fixer (Figure 1Bi, vi, vii).
- Dénudez l’isolant du fil, enroulez successivement chaque fil exposé à chaque broche du connecteur en suivant la carte des canaux, ainsi que les électrodes de référence et de terre, puis appliquez lentement de la peinture conductrice sur chaque broche (Figure 1Bviii-x).
- Recouvrez les broches à l’aide d’une résine époxy (Figure 1Axi, xii), puis effectuez un placage à l’or à l’aide d’un testeur d’impédance pour réduire l’impédance des pointes d’électrode à ~350 kOhm (Figure 1Bxiii, xiv). Réglez les paramètres du testeur d’impédance comme suit : −10,08 μA courant continu pendant 1 s avec une solution de placage d’or, dont 5 mM PtCl4.
- Enfin, déplacez le micro-lecteur vers le haut en tournant une vis. Vérifiez la taille globale du système de micro-entraînement modifié comme indiqué à la figure 1A (environ 15 mm de long, 10 mm de largeur, 20 mm de hauteur, ~1 g de poids). Vérifiez les spécifications détaillées de la carte et du composant mobile conçus par ordinateur à la figure 1Ai, ii.
2. Implantation d’un réseau d’électrodes
- Stérilisez les trousses chirurgicales, portez des gants stériles et enfilez la blouse blanche stérile d’un médecin avant le début de l’opération.
- Pour gérer la douleur, utiliser une injection sous-cutanée (s.c.) de méloxicam injectable (5 mg/kg) pour la souris dans une chambre d’induction. Anesthésier ensuite la souris par une injection intrapéritonéale (i.p.) de pentobarbital (80 mg/kg) dans une chambre d’induction18,19. Appliquez une dose supplémentaire de pentobarbital (20 mg/kg/h) si le réflexe de pincement des orteils est toujours présent.
- Fixez la souris dans un appareil stéréotaxique et maintenez sa température rectale à 37 °C à l’aide d’un régulateur de température.
- Appliquez une pommade ophtalmique à la tétracycline sur les deux yeux de la souris et changez à nouveau de gants stériles avant la chirurgie.
- Rasez la fourrure de la souris et désinfectez le site chirurgical avec trois cycles alternés de gommage à la bétadine et d’alcool à l’aide d’un applicateur stérile à embout de coton en cercles concentriques en commençant par le centre et en allant vers l’extérieur (Figure 2i, ii). Faites une petite incision médiane (~15 mm) pour exposer son crâne. Immédiatement, appliquez localement la lidocaïne à 1 % sur les muscles du cou pour soulager la douleur. Ensuite, retirez le tissu résiduel à l’aide de ciseaux et nettoyez le crâne à l’aide de cotons-tiges enduits de solution saline (Figure 2iii).
- À l’aide d’une microélectrode en verre remplie d’encre, marquez les emplacements souhaités de la MC bilatérale pour l’implantation (Figure 2iv, v). Sur la base d’une étude antérieure 20, les emplacements de la MC bilatérale sont les suivants : 0,74 mm en avant du bregma et1,25 mm latéralement à la ligne médiane.
- Implantez quatre vis en acier inoxydable (0,8 mm de diamètre) pour protéger le système de micro-entraînement, puis reliez toutes les vis entre elles avec les électrodes de référence et de masse, puis recouvrez avec un mélange de ciment dentaire pour former des parois (Figure 2vi-xi).
- Percez soigneusement deux petits trous (~1,5 mm2) à l’aide d’une perceuse à crâne sur les côtés gauche et droit du crâne coordonné dans les régions MC (Figure 2xii). Utilisez les coordonnées stéréotaxiques de la MC bilatérale : 0,74 mm en avant du bregma, 1,25 mm latéralement à la ligne médiane et 0,5 mm ventrale à la dure-mère.
- Retirez délicatement la dure-mère des trous à l’aide d’une pince fine (figure 2xiii).
- Insérez le système de micro-entraînement au centre des trous à l’aide d’un micromanipulateur à 10 μm/s (Figure 2xiv-xvii).
- Versez la vaseline dans les parois en ciment dentaire après avoir terminé l’insertion du système de micro-entraînement (Figure 2xviii).
- Joignez la plaque inférieure du système de micro-entraînement et les parois en ciment dentaire avec le ciment dentaire mélangé (Figure 2xix)
- Lavez l’incision avec une solution saline suivie d’un traitement local avec un gel contenant du chlorhydrate de lincomycine et du chlorhydrate de lidocaïne pour soulager la douleur post-chirurgicale.
- Enroulez le ruban adhésif en feuille de cuivre conducteur autour du système de micro-entraînement implanté (Figure 2xx).
- Déplacez la souris dans une cage maintenue à 31-33 °C et surveillez la souris pour qu’elle se remette de l’anesthésie.
- Laissez les souris récupérer pendant 1 semaine avec une alimentation séparée. Vérifiez et traitez l’incision avec 3 jours d’application continue d’un gel contenant du chlorhydrate de lincomycine et du chlorhydrate de lidocaïne.
3. Enregistrement multicanal dans le MC bilatéral chez les souris en mouvement libre
- Tenez la tête d’une souris éveillée légèrement et soigneusement. Déplacez-vous vers le bas des réseaux d’électrodes (~0,1 mm de profondeur) en tournant la vis sur la partie mobile du système de micro-entraînement (Figure 1Aii) au moins 1 jour à l’avance.
- Tenez la tête de la souris éveillée légèrement et soigneusement. Reliez le centre de la scène et un ballon d’hélium (rempli d’environ 0,02 L d’hélium) à l’aide d’un filetage pour compenser le poids de la tête de scène et du système de micro-entraînement (Figure 3A, B).
- Capturez les signaux bruts à l’aide des électrodes d’enregistrement et des systèmes multicanaux en échantillonnant à 30 kHz dans le logiciel d’enregistrement, puis numérisez-les à l’aide d’un convertisseur numérique-analogique (DA) des systèmes multicanaux.
- Extrayez les signaux LFP des données brutes en les rééchantillonnant à 10 kHz dans le logiciel d’enregistrement, puis utilisez un filtre coupe-bande du logiciel d’enregistrement pour supprimer le bruit de ligne de 50 Hz.
- Enregistrez des données brutes dans un état stable à partir d’une souris en mouvement libre pendant au moins 60 s. Une fois l’enregistrement terminé, retirez lentement la connexion entre la tête de scène et le système de micro-entraînement et remettez la souris dans sa cage d’origine.
- Stockez les données enregistrées dans l’ordinateur et analysez-les hors ligne (Figure 4 et Figure 5).
- Une fois l’expérience terminée, effectuez l’euthanasie selon les directives de l’institut, puis confirmez l’emplacement des électrodes en utilisant l’alimentation à la sortie 3 V pour effectuer une lésion électrolytique de 1 minute, suivie d’une analyse histologique. Découpez le cerveau de la souris en tranches de 30 μm à l’aide d’un microtome de congélation, collectez les sections MC, puis capturez les images au microscope (Figure 3C, D).
4. Tri et analyse des pointes
- Cliquez sur Fichier > Ouvrir les fichiers > Nev dans le logiciel de tri des pointes pour ouvrir les données de pointes échantillonnées à 30 kHz (Figure 4Ai).
- Cliquez sur Info pour sélectionner le canal non trié, puis sélectionnez Trier > Modifier la méthode de tri > Utiliser les K-Means. Appuyez sur le bouton Valley-Seeking Sort > K-Means Sorting pour obtenir les unités triées (Figure 4Aii, iii).
- Cliquez sur Fichier > Enregistrer sous, enregistrez les données de pointe triées avec une extension de nom de fichier .nev, puis sélectionnez Fichier > Exporter les données par forme d’onde pour exporter les résultats de l’ACP avec une extension de nom de fichier .txt (Figure 4Aiv).
- Cliquez sur Fichier > Importer des données > fichier Blackrock dans le logiciel d’analyse des données neurophysiologiques pour ouvrir le fichier de pointe trié (Figure 4Bi).
- Cliquez sur Analyse > Autocorrélogrammes pour obtenir l’autocorrélogramme de l’unité sélectionnée, puis définissez les paramètres comme suit : la valeur minimale X à −0,05 s, la valeur maximale X à 0,05 s et la valeur B à 0,001 (Figure 4Bii, iii).
- Chargez les données de pic triées, cliquez sur Analysis > Interspike Interval Histograms (Histogrammes d’intervalle d’interspike) pour obtenir l’histogramme d’intervalle inter-spike, puis définissez les paramètres comme suit : la valeur de l’intervalle min. à 0 s, la valeur de l’intervalle max. à 0,1 s et la valeur Bin à 0,001 (Figure 4Biv, v).
- Cliquez sur Analyse > Corrélations croisées pour obtenir le corrélogramme croisé entre deux événements unitaires triés, puis définissez les événements et paramètres de référence comme suit : la valeur minimale X à −0,1 s, la valeur maximale X à 0,1 s et la valeur Catégorie à 0,001 (Figure 4Bvi, vii).
- Cliquez sur Résultats > Résultats numériques pour enregistrer les résultats de l’autocorrélogramme, de l’histogramme d’intervalle inter-pics et du correlogram croisé avec .xls extensions de nom de fichier (Figure 4Bviii, ix). Analysez les données et dessinez le graphique.
5. Analyse LFP
- Cliquez sur File Import Data > Blackrock File dans le logiciel d’analyse des données neurophysiologiques pour ouvrir les données de signal continu échantillonnées à 10 kHz (Figure 5Ai).
- Cliquez sur Analyse > spectre pour le continu pour analyser le spectre de puissance du LFP à partir du canal sélectionné. Réglez les paramètres comme suit : le nombre de valeurs de fréquence à 8 192, la valeur des cônes multiples à 3-5, la normalisation du pourcentage de la densité spectrale de puissance totale (PSD) et la plage de fréquences de 1 Hz à 100 Hz (Figure 5Aii, iii).
- Cliquez sur Analyse > cohérence pour Continu pour analyser la cohérence de deux LFP à partir des côtés gauche et droit du MC. Définissez le canal de référence et les paramètres comme suit : Calculez aux valeurs de cohérence, le nombre de valeurs de fréquence à 8 192, la valeur des cônes multiples à 3-5 et la plage de fréquences de 1 Hz à 100 Hz (Figure 5Aiv, v).
- Cliquez sur Analysis > Corr. with Cont. Variables pour analyser la corrélation entre deux LFP à partir des côtés gauche et droit du MC. Définissez le canal de référence (données LFP) et les paramètres comme suit : la valeur minimale X à −0,1 s, la valeur maximale X à 0,1 s et la valeur Bin à 0,001 (Figure 5Avi, vii).
- Cliquez sur Résultats > Résultats numériques pour enregistrer les résultats de la DSP, de la cohérence et de la corrélation avec une extension de nom de fichier .xls (Figure 5Aviii, ix).
- Sélectionnez le canal pour lequel les traces représentatives doivent être extraites pour chaque bande de fréquences, cliquez sur Modifier > Filtrage numérique des variables continues pour obtenir chaque bande de fréquences, puis définissez les paramètres comme suit : la réponse de la fréquence du filtre en tant que passe-bande, l’implémentation du filtre à réponse impulsionnelle infinie (IIR) Butterworth et la valeur de l’ordre du filtre à 2. Enfin, définissez la plage de fréquences d’intérêt (Figure 5Bi-iv).
REMARQUE : Les gammes de fréquences utilisées ici étaient les suivantes : oscillations delta (δ, 1-4 Hz), thêta (θ, 5-12 Hz), bêta (β, 13-30 Hz), gamma faible (γ basse, 30-70 Hz) et gamma élevée (γ élevé, 70-100 Hz). - Analysez les données et dessinez le graphique.
6. Corrélations entre le pic et le LFP
- Cliquez sur Fichier > Importer des données > fichier Blackrock dans le logiciel d’analyse des données neurophysiologiques pour ouvrir les données de signal continu et les données de pointe.
- Cliquez sur Analyse > Analyse de cohérence pour analyser la cohérence entre les pointes et le LFP du canal sélectionné. Définissez la variable de référence (synchronisation des pics) et les paramètres comme suit : Calculer les valeurs de cohérence, le nombre de valeurs de fréquence à 512, la valeur des cônes multiples à 3-5 et la plage de fréquences de 1 Hz à 100 Hz (Figure 5Ci, ii).
- Cliquez sur Résultats > Résultats numériques pour enregistrer le résultat de la cohérence du champ de pointe avec une extension de nom de fichier .xls (Figure 5Ciii, iv).
- Analysez les données et dessinez le graphique.
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Résultats
Un filtre passe-haut (250 Hz) a été appliqué pour extraire les pics multi-unités des signaux bruts (figure 6A). De plus, les unités enregistrées dans le MC d’une souris normale triées par ACP ont été vérifiées (Figure 7A-D), et la largeur de la vallée et la durée de la forme d’onde des unités dans le MC de la souris ont été enregistrées. Les résultats ont montré que la largeur de la vallée et la durée de la forme d’onde des neur...
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Discussion
L’enregistrement multicanal chez les souris en mouvement libre a été considéré comme une technologie utile dans les études en neurosciences, mais il est encore assez difficile pour les débutants d’enregistrer et d’analyser les signaux. Dans la présente étude, nous fournissons des directives simplifiées pour la fabrication de systèmes de micro-entraînement et l’implantation d’électrodes, ainsi que des procédures simplifiées pour la capture et l’analyse des signaux électriques via un logiciel de tri des pointes et...
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Déclarations de divulgation
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Remerciements
Ces travaux ont été soutenus par des subventions de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (31871170, 32170950 et 31970915), de la Fondation des sciences naturelles de la province du Guangdong (2021A1515010804 et 2023A1515010899), de la Fondation des sciences naturelles du Guangdong pour le projet de culture majeure (2018B030336001) et de la subvention Guangdong : Technologies clés pour le traitement des troubles cérébraux (2018B030332001).
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Embase à broches 2,54 mm | YOUXIN Electronic Co., Ltd. | 1 x 5 | Application du micro-entraînement mobile qui peut glisser sur ses tourillons. |
| Adobe Illustrator CC 2017 | Adobe | N/A | Pour optimiser les images à partir de GraphPad. |
| BlackRock Microsystems | Blackrock Neurotech | Cerebus | Ce système comprend un système de protection par satellite, un convertisseur DA, un amplificateur et un ordinateur. |
| Écrou en laiton | Dongguan Gaosi Technology Co., Ltd. | M0.8 Écrou en laiton | L’écrou fixe la position de la vis. |
| Vis en laiton | Dongguan Gaosi Technology Co., Ltd. | Vis en laiton M0,8 x 11 mm | Une vis qui maintient le micro-entraînement mobile. |
| C57BL/6J | Guangdong Zhiyuan Biomedical Technology Co., LTD. | S.O | l’âge de 12 semaines. |
| Tube à centrifuger | Biosharp | 15 mL ; BS-150-M | Pour stocker le cerveau des souris avec des sulutions de saccharose. |
| Conductrice de peinture | Structure Probe, Inc. | 7440-22-4 | Pour améliorer la qualité de la connexion des fils entre les broches du connecteur et les fils Ni. |
| Ruban conducteur en feuille de cuivre | 3M | 1181 | Pour réduire les interférences. |
| Connecteur | YOUXIN Electronic Co., Ltd. | 2 x 10P | Pour connecter le headtage au système de micro-entraînement. |
| Alimentation DC | Maisheng | MS-305D | Un dispositif d’alimentation pour les lésions électrolytiques. |
| Ciment dentaire | Shanghai New Century Dental Materials Co., Ltd. | N/A | Pour fixer les réseaux d’électrodes sur le crâne de la souris après avoir terminé l’implantation. |
| Convertisseur analogique numérique | Blackrock | 128 canaux | Un appareil qui convertit des données numériques en signaux analogiques. |
| Résine époxy | Alteco | N/A | Pour recouvrir les goupilles. |
| Excel | Microsoft N | /A | Pour résumer les données après analyse. |
| Ciseaux pour les yeux | JiangXi YuYuan Medical Equipment Co., Ltd. | N/A | Pour la chirurgie ou la coupe du fil Ni-chrome. |
| Pince fine | JiangXi YuYuan Medical Equipment Co., Ltd. | N/A | Pour la chirurgie. |
| Forceps | JiangXi YuYuan Medical Equipment Co., Ltd. | N/A | Pour la chirurgie ou l’assemblage du système de micro-entraînement. |
| Microtome de congélation | Leica | CM3050 S | ; Coupez la souris' s cerveau en tranches |
| Tube capillaire en silice fondue | Zhengzhou INNOSEP Scientific Co., Ltd. | TSP050125 | Servir de tubes de guidage pour les fils Ni-chrome. |
| Microélectrode en verre | Sutter Instrument Company | BF100-50-10 | Pour marquer les emplacements souhaités pour l’implantation à l’aide de l’encre chargée. |
| GraphPad Prism 7 | Logiciel GraphPad | N/A | Pour analyser et visualiser les résultats. |
| Tube de guidage | Polymicro technologies | 1068150020 | Pour charger des fils Ni-chrome. |
| Headstage | Blackrock | N/A | Un outil de transmission de signaux. |
| Ballon à l’hélium | Yili Festive products Co., Ltd. | 24 pouces | Pour compenser le poids de la tête et du système de micro-entraînement. |
| Encre | Sailor Pen Co.,Ltd. | 13-2001 | Marquer les emplacements souhaités pour l’implantation. |
| Teinture d’iode | Guangdong Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd. | N/A | Pour désinfecter le cuir chevelu de la souris. |
| Lincomycine dans le chlorhydrate et la lidocaïne gel de chlorhydrate | Hubei kangzheng pharmaceutical co., ltd. | 10g | Un médicament utilisé pour réduire l’inflammation. |
| Meloxicam | Vicki Biotechnology Co., Ltd. | 71125-38-7 | Pour réduire la douleur postopératoire chez la souris. |
| Micromanipulateurs | Scientifica | Scientifica IVM Triple | Pour l’implantation de réseaux d’électrodes. |
| Microscope ; | Nikon | ECLIPSE Ni-E | ; Capturez les images de sections cérébrales |
| nanoZ testeur d’impédance Plexon | nanoZ | Pour mesurer l’impédance ou effectuer une spectroscopie d’impédance d’électrode (EIS) pour les réseaux de microélectrodes multicanaux. | |
| NeuroExplorer | Plexon | NeuroExplorer | Un outil d’analyse des données électrophysiologiques. |
| NeuroExplorer ; | Plexon, États-Unis N | /A | Un logiciel. |
| Fil Ni-chrome | California Fine Wire Co. | M472490 | 35 &mu ; m Fil Ni-chrome. |
| Trieur hors ligne | Plexon | Trieur hors ligne | Un outil pour trier les multi-unités enregistrées. |
| Carte PCB | Hangzhou Jiepei Information Technology Co., Ltd. | N/A | Carte conçue par ordinateur. |
| Pentobarbital | Sigma | P3761 | Pour anesthésier les souris. |
| Pentobarbital sodique | Sigma | 57-33-0 | Pour anesthésier la souris. |
| Pompe péristaltique | Plus longue | BT100-1F | Un dispositif utilisé pour la perfusion |
| Polyformaldéhyde ; | Sangon Biotech | A500684-0500 | Le composant principal de la solution de fixation pour la fixation du cerveau de la souris. |
| PtCl4 | Tianjin Jinbolan Fine Chemical Co., Ltd. | 13454-96-1 | Préparation pour liquide de placage d’or. |
| Saline | Guangdong Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd. | N/A | Pour nettoyer le crâne de la souris. |
| Fil d’argent | Suzhou Xinye Electronics Co., Ltd. | Diamètre 2 mm | Application pour électrodes de terre et de référence. |
| Perceuse crâne | RWD Life Science | 78001 | Pour percer soigneusement deux petits trous sur le crâne de la souris. |
| Vis en acier inoxydable | YOUXIN Electronic Co., Ltd. | M0.8 x 2 | Pour protéger le système de micro-entraînement et relier les électrodes de masse et de référence. |
| Appareil stéréotaxique | RWD Life Science | 68513 | Pour effectuer les coordonnées stéréotaxiques du cortex moteur bilatéral. |
| Saccharose | Damao | 57-50-1 | Pour déshydrater le cerveau de la souris après perfusion. |
| Super colle | Henkel AG & Co. | PSK5C | Pour fixer le tube de guidage et le fil Ni-chrome. |
| Régulateur de température | Harvard Appareil | TCAT-2 | Pour maintenir la température rectale de la souris à 37° ; C |
| Pommade oculaire à la tétracycline | Guangdong Hengjian Pharmaceutical Co., Ltd. | N/A | Pour protéger les yeux de la souris pendant l’opération. |
| Fil | Rapala | N/A | Pour faire le lien entre ballon et scène. |
| Vaseline | Unilever plc | N/A | Pour couvrir l’espace entre les réseaux d’électrodes et le crâne de la souris. |
Références
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