Ce protocole démontre un modèle murin unique d’arrêt cardiaque d’asphyxie qui ne nécessite pas de compression thoracique pour la réanimation. Ce modèle est utile pour surveiller et imager la dynamique de la physiologie cérébrale lors d’un arrêt cardiaque et d’une réanimation.
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Article de méthode
Modèle d’arrêt cardiaque chez la souris pour l’imagerie cérébrale et la surveillance de la physiologie cérébrale pendant l’ischémie et la réanimation
Dans cet article
Résumé
Résumé
La plupart des survivants d’un arrêt cardiaque présentent des déficits neurologiques à des degrés divers. Pour comprendre les mécanismes qui sous-tendent les lésions cérébrales induites par l’AC et, par la suite, mettre au point des traitements efficaces, la recherche expérimentale sur l’AC est essentielle. À cette fin, quelques modèles d’AC de souris ont été établis. Dans la plupart de ces modèles, les souris sont placées en décubitus dorsal afin d’effectuer une compression thoracique pour la réanimation cardiorespiratoire (RCR). Cependant, cette procédure de réanimation rend difficile l’imagerie et la surveillance en temps réel de la physiologie cérébrale pendant l’AC et la réanimation. Pour obtenir ces connaissances critiques, le présent protocole présente un modèle d’AC d’asphyxie chez la souris qui ne nécessite pas l’étape de RCP par compression thoracique. Ce modèle permet d’étudier les changements dynamiques dans le flux sanguin, la structure vasculaire, les potentiels électriques et l’oxygène des tissus cérébraux depuis la ligne de base pré-CA jusqu’à la reperfusion post-CA précoce. Il est important de noter que ce modèle s’applique aux souris âgées. Ainsi, ce modèle d’AC chez la souris devrait être un outil essentiel pour déchiffrer l’impact de l’AC sur la physiologie du cerveau.
Introduction
L’arrêt cardiaque (AC) reste une crise de santé publique mondiale1. Plus de 356 000 cas d’AC en dehors de l’hôpital et 290 000 cas d’AC à l’hôpital sont signalés chaque année aux États-Unis seulement, et la plupart des victimes d’AC ont plus de 60 ans. Notamment, les déficiences neurologiques post-AC sont fréquentes chez les survivants, et celles-ci représentent un défi majeur pour la prise en charge de l’AC 2,3,4,5. Pour comprendre les changements pathologiques cérébraux post-AC et leurs effets sur les résultats neurologiques, diverses techniques de surveillance neurophysiologique et de surveillance des tissus cérébraux ont été appliquées chez les patients 6,7,8,9,10,11,12. À l’aide de la spectroscopie proche infrarouge, une surveillance cérébrale en temps réel a également été effectuée chez des rats AC pour prédire les résultats neurologiques13.
Cependant, dans les modèles murins d’AC, une telle approche d’imagerie a été compliquée par la nécessité de compressions thoraciques pour rétablir la circulation spontanée, ce qui implique toujours un mouvement physique important et, par conséquent, entrave les procédures d’imagerie délicates. De plus, les modèles d’AC sont normalement réalisés avec des souris en décubitus dorsal, alors que les souris doivent être tournées en position couchée pour de nombreuses modalités d’imagerie cérébrale. Ainsi, un modèle de souris avec un mouvement corporel minimal pendant la chirurgie est nécessaire dans de nombreux cas afin d’effectuer une imagerie/surveillance en temps réel du cerveau pendant toute la procédure d’AC, allant de la pré-AC à la post-réanimation.
Auparavant, Zhang et al. ont rapporté un modèle d’AC de souris qui pourrait être utile pour l’imagerie cérébrale14. Dans leur modèle, l’AC a été induite par des injections en bolus de vecuronium et d’esmolol suivies de l’arrêt de la ventilation mécanique. Ils ont montré qu’après 5 min d’AC, la réanimation pouvait être réalisée par perfusion d’un mélange de réanimation. Notamment, cependant, l’arrêt circulatoire dans leur modèle ne s’est produit qu’environ 10 s après l’injection d’esmolol. Ainsi, ce modèle ne récapitule pas la progression de l’AC induite par l’asphyxie chez les patients, y compris l’hypercapnie et l’hypoxie tissulaire pendant la période précédant l’arrêt.
L’objectif global de l’intervention chirurgicale actuelle est de modéliser l’AC d’asphyxie clinique chez la souris, suivie d’une réanimation sans compressions thoraciques. Ce modèle d’AC permet donc l’utilisation de techniques d’imagerie complexes pour étudier la physiologie du cerveau chez la souris15.
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Protocole
Toutes les procédures décrites ici ont été menées conformément aux directives des National Institutes of Health (NIH) pour le soin et l’utilisation des animaux dans la recherche, et le protocole a été approuvé par le Duke Institute of Animal Care and Use Committee (IACUC). Des souris mâles et femelles C57BL/6 âgées de 8 à 10 semaines ont été utilisées pour la présente étude.
1. Préparation chirurgicale
- Pesez une souris sur une balance numérique et placez-la dans une boîte d’induction d’anesthésie en plexiglas de 4 po x 4 po x 7 po.
- Réglez le vaporisateur d’anesthésie à 5 % d’isoflurane, le débitmètre d’oxygène à 30 et le débitmètre d’azote à 70 (voir le tableau des matériaux).
- Sortez l’animal de la boîte d’induction et allongez-le en décubitus dorsal sur le banc d’opération lorsque sa fréquence respiratoire a diminué à 30-40 respirations par minute.
- Retirez la langue à l’aide d’une pince émoussée et tenez-la à l’aide de la main non dominante. Utilisez la main dominante pour insérer un laryngoscope (voir le tableau des matériaux) dans la bouche de la souris et visualisez la corde vocale.
- Utilisez la main non dominante pour insérer un fil-guide et un cathéter intraveineux de 20 G dans la bouche. Insérez délicatement le fil guide dans la trachée.
- Poussez le cathéter dans la trachée jusqu’à ce que la partie aile du cathéter soit au même niveau que l’extrémité du nez.
REMARQUE : N’intubez pas une souris qui n’est pas complètement anesthésiée car cela pourrait blesser la trachée et provoquer des saignements des voies respiratoires. - Connectez la souris intubée à un ventilateur pour petits animaux (voir le tableau des matériaux) et réduisez l’isoflurane à 1,5 %.
- Entrez le poids corporel de la souris dans le panneau de commande du ventilateur pour déterminer le volume courant et la fréquence respiratoire.
- Gardez la souris en décubitus dorsal sous une lampe chauffante et maintenez la température rectale à 37 °C à l’aide d’un régulateur de température.
- Rasez les zones inguinales, désinfectez la zone chirurgicale au moins trois fois avec de l’iode et de l’alcool (voir le tableau des matériaux) et couvrez la zone avec un champ chirurgical stérile.
- Appliquez une pommade ophtalmique sur les deux yeux et administrez 5 mg/kg de carprofène par voie sous-cutanée avant la chirurgie.
- Ouvrez l’emballage de l’instrument stérile pour la chirurgie. Faites une incision cutanée de 1 cm avec des ciseaux chirurgicaux pour accéder aux artères fémorales des deux côtés. Disséquez et ligaturez l’artère fémorale distale avec un seul brin de suture en soie 4-0 (voir le tableau des matériaux) et appliquez une goutte de lidocaïne.
- Appliquez un clip d’anévrisme au niveau de l’artère fémorale proximale et faites une petite incision sur l’artère distale au clip. Insérez un cathéter en polyéthylène 10 (PE-10, voir le tableau des matériaux) dans les artères fémorales gauche et droite.
REMARQUE : Le cathéter artériel gauche est utilisé pour la surveillance de la pression artérielle, tandis que le droit est utilisé pour le prélèvement sanguin et la perfusion de mélange de réanimation. - Injecter 50 μL de solution saline héparinée 1 :10 dans chaque ligne artérielle pour prévenir la coagulation dans la ligne.
- Tournez la souris en position couchée et montez-la sur un chevalement stéréotaxique.
- Connectez trois électrodes à aiguille (rouge, verte et noire) au bras gauche, à la jambe gauche et au bras droit pour la surveillance de l’électrocardiogramme (ECG, voir le tableau des matériaux).
- Collez une sonde en fibre plastique flexible sur le crâne temporal intact à travers une incision cutanée de 0,5 cm pour surveiller le flux sanguin cérébral. Cette étape est facultative.
- Rasez le haut de la tête, désinfectez la zone chirurgicale au moins trois fois avec de l’iode et de l’alcool et couvrez la zone avec un champ chirurgical stérile.
- Coupez une incision cutanée médiane de 2,5 cm et utilisez quatre petits écarteurs pour exposer toute la surface du crâne pour l’imagerie cérébrale.
- Placez un imageur de surveillance (p. ex., un imageur à contraste laser avec chatoiement, voir le tableau des matériaux) au-dessus de la tête.
REMARQUE : Quelques gouttes de solution saline peuvent être ajoutées à la surface du crâne pour faciliter l’imagerie par contraste de chatoiement laser.
2. Induction de l’arrêt cardiaque
- Remplir une seringue en plastique de 1 mL avec 26 μL de solution mère de cocktail de réanimation.
REMARQUE : Chaque millilitre de cette solution contient 400 μL d’épinéphrine à 1 mg/mL, 500 μL de bicarbonate de sodium à 8,4 %, 50 μL d’héparine à 1 000 U/mL et 50 μL de chlorure de sodium à 0,9 % (voir le tableau des matériaux). - Attendez que la température corporelle atteigne 37 °C. Ajustez le compteur d’oxygène à 100% pour oxygéner le sang pendant 2 min.
- Prélever le sang artériel oxygéné jusqu’à 200 μL par l’artère fémorale droite dans la seringue en plastique préparée contenant 26 μL de solution mère de cocktail de réanimation.
- Coupez l’oxygène et augmentez l’azote à 100% pour induire l’anoxie.
REMARQUE : Après environ 45 s, le cœur ne fonctionnera plus et la fréquence cardiaque diminuera rapidement, indiquant l’apparition de l’AC. Après environ 2 minutes de privation d’oxygène, la surveillance de l’ECG indiquera une asystole, et il n’y aura pas de pression artérielle systémique mesurable et de flux sanguin cérébral négligeable. - Éteignez le ventilateur, le vaporisateur d’isoflurane, le régulateur de température et le débitmètre d’azote. Ajustez l’oxygène à 100 % en vue de la réanimation.
3. Procédure de réanimation
- Allumez le ventilateur 8 min après l’apparition de l’AC.
- Commencez immédiatement à perfuser le sang oxygéné prélevé mélangé au cocktail de réanimation dans la circulation sanguine via l’artère fémorale droite en 1 min.
REMARQUE : La perfusion entraîne une augmentation progressive de la fréquence cardiaque et le rétablissement de la perfusion sanguine ; Finalement, le retour de la circulation spontanée (ROSC) est atteint.
4. Récupération post-AC
- Placez la souris en décubitus dorsal après l’avoir retirée du cadre stéréotaxique et retirez les cathéters PE-10 des artères fémorales.
- Appliquez 0,25 % de bupivacaïne sur l’incision cutanée et suturez les incisions cutanées à l’aide d’une suture en nylon 6-0 (voir le tableau des matériaux). Appliquez une pommade antibiotique à la surface de l’incision cutanée.
- Débranchez le ventilateur de la souris lorsque la respiration spontanée est rétablie.
- Transférez la souris dans une chambre de récupération à une température contrôlée de 32 °C.
- Après 2 h de récupération, extubez la souris et retournez dans la cage d’accueil. Injecter 0,5 mL de solution saline normale par voie sous-cutanée pour prévenir la déshydratation.
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Résultats
Pour induire l’AC, la souris a été anesthésiée avec de l’isoflurane à 1,5 % et ventilée avec de l’azote à 100 %. Cette affection a entraîné une bradycardie sévère en 45 s (Figure 1). Après 2 minutes d’anoxie, la fréquence cardiaque a considérablement diminué (Figure 2), la pression artérielle est descendue en dessous de 20 mmHg et le flux sanguin cérébral a complètement cessé (Figure 1). Lorsque l’isoflurane a été désactivé, la temp...
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Discussion
Dans les études expérimentales sur l’AC, l’asphyxie, les injections de chlorure de potassium ou la fibrillation ventriculaire dérivée du courant électrique ont été utilisées pour induire l’AC 16,17,18,19,20,21,22,23. Normalement, la RCP est nécessaire pour ...
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Déclarations de divulgation
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts.
Remerciements
Les auteurs remercient Kathy Gage pour son soutien éditorial. Cette étude a été financée par des fonds du Département d’anesthésiologie (Duke University Medical Center), une subvention de l’American Heart Association (18CSA34080277) et des subventions des National Institutes of Health (NIH) (NS099590, HL157354, NS117973 et NS127163).
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Adrénaline | Par Pharmaceutique | NDC 42023-159-01 | |
| Tampons d’alcool | BD | 326895 | |
| Animal Bio Amp | ADInstruments | FE232 | |
| BP transducteur | ADInstruments | MLT0699 | |
| Bridge Amp | ADInstruments | FE117 | |
| Héparine sodique injectable, USP | Fresenius Kabi | NDC 63323-540-05 | |
| Isoflurane | Covetrus | NDC 11695-6777-2 | |
| Moniteur de perfusion laser Doppler | Moor Instruments | moorVMS-LDF1 | |
| Système d’imagerie laser du chatoiement | RWD | RFLSI III | |
| Pommade oculaire | lubrifiante Bausch + Lomb | 339081 | |
| Micro clip | Roboz | RS-5431 | |
| Sonde rectale de souris | Physitemp | RET-3 | |
| Instruments à aiguille | MLA1213 | 29 Ga, douille de 1,5 mm | |
| Azote | Airgas | UN1066 | |
| Fibre plastique optique | Moor Instruments | POF500 | |
| Otoscope | Welchallyn | 728 | 2,5 mm Speculum |
| Oxygen | Airgas | UN1072 | |
| Tube PE-10 | Tube en | polyéthylène | 427401 |
| Povidone-iode | CVS | 955338 | |
| PowerLab 8/35 | ADInstruments | ||
| Rimadyl (carprofène) | Zoetis | 6100701 | Injectable 50 mg/ml |
| Ventilateur pour petits animaux | Kent Scientific | RoVent Jr. | |
| Régulateur de température | Physitemp | TCAT-2DF | |
| Triple antibioric & soulagement de la douleur | CVS | NDC 59770-823-56 | |
| Vaporisateur | RWD | R583S | |
| 0,25 % bupivacaïne | Hospira | NDC 0409-1159-18 | |
| 0,9 % sodium chroride | ICU Medical | NDC 0990-7983-03 | |
| 1 mL plastique seringue | BD | 309659 | |
| 4-0 suture en soie | Look | SP116 | Suture en nylon 6-0 en soie tressée noire |
| Ethilon | 1698G | ||
| 8,4 % bicarbonate de sodium Inj., USP | Hospira | NDC 0409-6625-02 | |
| 20 G IV cathéter | BD | 381534 | 20GA 1,6 IN 30 |
| G Aiguille PrecisionGlide | BD | 305106 | 30 G X 1/2 |
Références
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Réimpressions et autorisations
