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Dépistage de la sensibilité aux médicaments sphéroïdes dans les lignées de cellules souches de gliome

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DOI :

10.3791/65655

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2 février 2024

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1Division of Oncology, Children’s Hospital of Philadelphia, 2Department of Pediatrics, Perelman School of Medicine at the University of Pennsylvania, 3School of Medicine, University of Pennsylvania

Dans cet article

Résumé

Les dépistages de sensibilité aux médicaments in vitro sont des outils importants pour découvrir des associations de médicaments anticancéreux. Les cellules cultivées dans des sphères activent différentes voies de signalisation et sont considérées comme plus représentatives des modèles in vivo que les lignées cellulaires monocouches. Ce protocole décrit une méthode de criblage in vitro de lignées sphéroïdes.

Résumé

Les dépistages in vitro de sensibilité aux médicaments sont des outils importants dans la découverte de combinaisons de médicaments anticancéreux. En règle générale, ces criblages de médicaments in vitro sont effectués sur des cellules cultivées en monocouche. Cependant, ces modèles bidimensionnels (2D) sont considérés comme moins précis que les modèles tridimensionnels (3D) de cellules sphéroïdes ; Cela est particulièrement vrai pour les lignées de cellules souches de gliome. Les cellules cultivées dans des sphères activent différentes voies de signalisation et sont considérées comme plus représentatives des modèles in vivo que les lignées cellulaires monocouches. Ce protocole décrit une méthode de criblage in vitro de lignées de sphéroïdes ; Les lignées de cellules souches de gliome de souris et d’homme sont utilisées à titre d’exemple. Ce protocole décrit un test de sensibilité et de synergie de médicament sphéroïde 3D qui peut être utilisé pour déterminer si un médicament ou une combinaison de médicaments induit la mort cellulaire et si deux médicaments agissent en synergie. Les lignées de cellules souches de gliome sont modifiées pour exprimer RFP. Les cellules sont plaquées dans des plaques à faible fixation autour du fond du puits 96, et les sphères sont autorisées à se former pendant la nuit. Des médicaments sont ajoutés et la croissance est surveillée en mesurant le signal RFP au fil du temps à l’aide du système d’imagerie en direct Incucyte, un microscope à fluorescence intégré dans l’incubateur de culture tissulaire. La concentration inhibitrice demi-maximale (CI50), la dose létale médiane (DL50) et le score de synergie sont ensuite calculés pour évaluer les sensibilités aux médicaments seuls ou en combinaison. La nature tridimensionnelle de ce test fournit une réflexion plus précise de la croissance tumorale, du comportement et des sensibilités aux médicaments in vivo, constituant ainsi la base d’une enquête préclinique plus approfondie.

Introduction

Le glioblastome est un néoplasme cérébral dévastateur de haut grade avec une survie globale à cinq ans de 5 %1. Les gliomes de haut grade (HGG) comme le glioblastome représentent la principale cause de mortalité liée au cancer dans la population pédiatrique2 et sont l’une des tumeurs les plus récalcitrantes à traiter chez lesadultes 3. Malgré des progrès significatifs dans notre compréhension des moteurs moléculaires de HGG, les options de traitement restent limitées3, ce qui souligne la nécessité de méthodes de dépistage de médicaments qui prédisent plus précisément les sensibilités thérapeutiques en clinique.

Les cultures cellulaires 3D ont été principalement utilisées pour la modélisation du comportement cellulaire physiologiquement pertinent4. De plus, l’architecture 3D du microenvironnement tumoral peut être récapitulée in vitro en établissant des tests de croissance 3D5. La croissance des sphéroïdes active également différentes voies de signalisation et est donc considérée comme plus représentative des modèles in vivo 6,7 par rapport à la culture 2D. Les cellules souches HGG pédiatriques et nos lignées de cellules souches de gliome NF1 de souris se développent naturellement comme des neurosphères, et ont utilisé ces lignées cellulaires de gliome NF1 de souris dans un criblage de médicaments à débit moyen8. Les lignées pédiatriques utilisées ici ont été dérivées de HGG pédiatriques hémisphériques, médianes et cérébelleux et ont été acquises et entièrement caractérisées par le Children’s Brain Tumor Network (profils de mutation et d’expression génique)9. Ces lignées ont été modifiées pour exprimer une protéine fluorescente rouge nucléaire (RFP), qui permet de surveiller la prolifération et la survie à l’aide du système d’imagerie en direct Incucyte. L’intensité du signal RFP est représentative du nombre de cellules présentes. D’autres fluorophores, comme la protéine fluorescente verte (GFP), pourraient également être utilisés.

La chimiothérapie combinée pour la leucémie lymphoblastique aiguë de l’enfant, les lymphomes, les tumeurs malignes épithéliales et de nombreux autres cancers est un moyen efficace d’éradiquer les tumeurs et de prévenir la résistance aux médicaments à des agents uniques10,11. Cependant, il existe peu d’informations sur les agents à combiner pour obtenir des sensibilités thérapeutiques dans le HGG, ce qui encourage l’utilisation de modèles sphéroïdes plus précis dans les tests de médicaments in vitro.

Protocole

Toutes les procédures du protocole ont été approuvées par le Children’s Hospital of Philadelphia Institutional Review Board (IRB).

1. 3D placage de cellules sphéroïdes

  1. Préparez le milieu de base pour les cellules souches du gliome : Ajoutez 50 ml du supplément de prolifération et 5 ml d’une solution de pénicilline et de streptomycine 100x (10 000 U/mL) au milieu basal (500 mL). Pour fabriquer un milieu de cellules souches de gliome, ajoutez le facteur de croissance épidermique (EGF) et le facteur de croissance des fibroblastes basiques (bFGF) à une concentration finale de 20 ng/mL et 10 ng/mL, respectivement, selon la description du fabricant.
    REMARQUE : Les milieux de cellules souches de gliome peuvent être utilisés pendant 1 semaine lorsqu’ils sont conservés à 4 °C.
  2. Dissocier les cellules exprimant RFP :
    REMARQUE : Dans cet exemple, la lignée de cellules souches NF1 HGG 5746 de souris est utilisée.
    1. Transférez les sphères de gliome dans un tube conique de 15 ml et faites tourner les sphères de gliome dans une centrifugeuse (150 x g pendant 5 min). Retirer le surnageant et ajouter 300 μL d’accutase pour dissocier les sphères (incuber 5 min à 37 °C).
    2. Ajouter 1 mL de milieu de cellules souches de gliome et perturber les sphères par un pipetage doux. Centrifuger les cellules dissociées pendant 5 minutes à 150 x g, aspirer le surnageant et dissoudre la pastille dans 1 mL de milieu de cellules souches de gliome.
  3. Mesurez la concentration des cellules à l’aide d’un compteur de cellules ou d’un hémocytomètre. Lorsque vous utilisez un compteur de cellules à fluorescence, ajoutez 18 μL de suspension cellulaire à 2 μL de colorant à l’orange d’acridine/iodure de propidium. Chargez 12 μL de cette suspension dans un hémocytomètre pour compter le nombre de cellules vivantes/mortes présentes dans la suspension.
  4. Diluer les cellules jusqu’à une concentration finale de 2 000 cellules par 100 μL de milieu de cellules souches de gliome.
    REMARQUE : Les modifications de la concentration cellulaire peuvent dépendre de la lignée cellulaire et peuvent être ajustées en conséquence.
  5. À l’aide d’une pipette multicanaux, distribuer 100 μL de suspension cellulaire (2 000 cellules par 100 μL) dans chaque puits d’une plaque de fixation basse à fond rond à 96 puits par pipetage inversé.
    REMARQUE : Utilisez des plaques de fixation basses à fond rond ; Ces plaques stimuleront la formation d’une seule sphère de gliome dans chaque puits. Le pipetage inverse évite la formation de bulles, ce qui interférera avec la capture d’image du système d’analyse de cellules vivantes.
  6. Centrifuger les plaques à 150 x g pendant 5 min.
    REMARQUE : La centrifugation est une étape critique pour initier la formation de la neurosphère 3D.
  7. Incuber toute la nuit pour permettre à une seule sphère de se former dans chaque puits.

2. Ajout de médicaments pour le test de synergie (Figure 1)

  1. Assurez-vous que chaque puits de la plaque de 96 puits reçoit une concentration spécifique des médicaments 1 et 2. Créez une grille où chaque concentration du médicament 1 est combinée avec chaque concentration du médicament 2 en double.
  2. Effectuez une dilution en série des deux médicaments pour lesquels la synergie sera déterminée (5 dilutions du médicament 1 et 7 dilutions du médicament 2) à l’aide du milieu de cellules souches de gliome (Figure 1A).
    REMARQUE : Dans cette étude, une série de dilutions en série de 50 % est utilisée ; Cependant, n’importe quelle série de dilution peut être utilisée.
    1. La série de dilution doit être 7 fois plus concentrée que la concentration finale souhaitée dans chaque puits. Par exemple, si la concentration finale la plus élevée pour le médicament 1 est de 1 μM, effectuer la première concentration de la série de dilution pour le médicament 1, 7 μM (1 mL, tube B ou I sur la figure 1A).
    2. Ajouter 500 μL de milieu de cellules souches de gliome dans chaque tube supplémentaire de la série de dilution (tubes C-H et J-M, comme illustré à la figure 1).
    3. Pour créer la série de dilution, aspirez 500 μL du mélange médicamenteux du tube B ou du tube I et ajoutez-le dans le tube suivant de la série de dilution Tube C ou Tube J, respectivement (contenant 500 μL de cellules souches de gliome). Mélangez bien et répétez l’opération jusqu’au tube suivant de la série de dilution. Effectuez un contrôle DMSO (tube A) et assurez-vous que la concentration de DMSO est la même dans toutes les conditions.
      REMARQUE : Des modifications aux concentrations du médicament et aux séries de dilution peuvent être apportées. Assurez-vous d’indiquer les concentrations correctes du médicament dans le fichier supplémentaire 1 si la série de dilution est modifiée.
  3. À chaque puits des plaques de 96 puits, ajouter 20 μL de médicament 1 et 20 μL de médicament 2 par pipetage inverse, comme le montre la figure 1B, pour un volume final de 140 μL par puits ; Les combinaisons de médicaments sont évaluées en double. Si vous utilisez l’analyse en aval fournie pour la CI50 et la DL50, utilisez la présentation du médicament comme illustré à la figure 1B.
    1. Dans ce test, l’effet de chaque médicament seul (sans la présence de l’autre médicament) est également mesuré. Assurez-vous d’ajouter 20 μL de média de contrôle DMSO (tube A sur la figure 1B) à ces puits de médicament uniques pour porter le volume final de chaque puits à 140 μL.
    2. Assurez-vous que les puits ne contiennent pas de bulles, car cela affecterait l’imagerie.
      REMARQUE : Des modifications au volume final peuvent être apportées ; Cependant, assurez-vous d’ajuster les concentrations au point 2.2.
  4. Placez les plaques dans l’imageur en direct et surveillez la croissance de chaque sphère dans chaque puits à l’aide du module sphéroïde, du réglage de la sphère unique, de l’imagerie en fond clair et RFP à un grossissement de 4x.
  5. Surveillez les plaques pendant 72 h, en imageant chaque puits de la plaque à un intervalle de temps régulier, généralement 2 h.
    REMARQUE : Téléchargez une carte de plaque correcte ; cela garantira une analyse en aval correcte (Figure 1C).

3. Calcul de la CI50, de la DL50 et du score de synergie (Figure 2 et Figure 3)

  1. Analysez l’intensité de l’appel d’offres pour chaque puits et chaque point temporel à l’aide du logiciel d’imagerie en direct. Les paramètres d’analyse utilisés sont répertoriés dans les fichiers supplémentaires (Fichier supplémentaire 2).
    REMARQUE : Différents paramètres d’analyse peuvent être utilisés selon les préférences.
  2. Exportez les données de l’appel d’offres sous forme d’intensité totale de l’appel d’offres intégré rouge pour chaque puits, en veillant à exporter les données brutes non groupées (Figure 2A).
    REMARQUE : Si vous utilisez le modèle fourni (fichier supplémentaire 1) pour calculer la CI50 et la DL50, il est essentiel de respecter le point 3.2
  3. Déterminez la moyenne et l’écart-type pour chaque association médicamenteuse de (1) le changement de pli par rapport au DMSO uniquement (pour ce calcul, les valeurs de 0 h ne sont pas nécessaires) et (2) le Log2 du changement de pli par rapport à 0 h en collant les données brutes dans la feuille Excel fournie (Figure 2B et voir l’exemple dans le fichier supplémentaire 1).
  4. Ajustez la concentration maximale des médicaments 1 et 2 dans la feuille de calcul (figure 2B).
    REMARQUE : Assurez-vous d’ajuster les concentrations des médicaments 1 et 2 ; sinon, des valeurs DL50 et IC50 incorrectes seront calculées.
  5. Calculez les valeurs CI50 à l’aide d’un logiciel d’analyse de données approprié (ici, GraphPad est utilisé). Pour le calcul de la valeur de la CI50, utilisez la variation moyenne du pli et la variation du pli de l’écart-type par rapport au DMSO uniquement déterminées à l’étape 3.4, et copiez les tables de la CI50 des médicaments 1 et 2 dans le logiciel d’analyse des données (log(inhibiteur) par rapport à la réponse normalisée, pente variable) (figure 3A).
    1. N’utilisez que les données des puits auxquels un seul composant a été ajouté pour les calculs de la CI50. Utilisez l’option Log les valeurs de concentration de médicament dans le logiciel d’analyse de données, qui sont automatiquement calculées dans la feuille de calcul fournie.
  6. Calculer le score de synergie :
    1. Utilisez uniquement le changement de pli moyen par rapport au DMSO de chaque combinaison pour calculer le score de synergie à l’aide d’un progiciel ou d’un site Web. Par exemple, https://synergyfinder.fimm.fi/ 12 (paramètres : ajustement de la courbe LL4, méthode ZIP pour le calcul du score de synergie). Le fichier supplémentaire 1 calcule automatiquement les valeurs nécessaires à la création de la table d’entrée de synergie qui peut être téléchargée sur SynergyFinder (figure 3B). Un exemple du tableau d’entrée des synergies est fourni dans le fichier supplémentaire 3.
      REMARQUE : Un score supérieur à 10 indique une synergie, un score inférieur à -10 indique un antagonisme et une valeur comprise entre -10 et 10 montre des effets additifs.
  7. Calculez le score DL50 :
    1. Pour chaque concentration du médicament 1, calculer la DL50 du médicament 2. Le fichier supplémentaire calcule automatiquement la valeur Log2 et l’écart-type pour chaque concentration (figure 3C).
    2. Entrez la moyenne et l’écart-type de la variation de pli Log2 par rapport à 0 h, ainsi que le nombre de répétitions dans le logiciel d’analyse de données (dans cette étude, 2,) et calculez la valeur DL50 et l’écart-type DL50 en déterminant la concentration à -1 (Log2 = -1 représente la valeur log2 pour laquelle 50 % du signal est perdu par rapport à 0 h). Dans ces calculs, utilisez le modèle de paramètres Log(inhibiteur) en fonction de la réponse, pente variable 4.
      REMARQUE : Le logiciel d’analyse de données ne calcule pas automatiquement la concentration du médicament correspondant à une valeur log2 = -1 ; cependant, cette valeur peut être ajoutée aux calculs rapportés par le logiciel d’analyse de données sous la forme d’une équation définie par l’utilisateur (figure 3C). Assurez-vous d’utiliser les valeurs de concentration logarithmique dans le logiciel d’analyse de données, qui sont automatiquement calculées dans la feuille de calcul fournie. Le fichier supplémentaire 4 montre les panneaux IC50 et LD50 dans le logiciel GraphPad.

Résultats

À titre d’exemple, la synergie du Trametinib (inhibiteur de MEK) et du GDC-0941 (inhibiteur de PI3K), qui inhibent deux voies effectrices en aval de RAS dans la lignée de cellules souches de gliome de souris 5746 (expression de RFP) a été évaluée (Figure 4). La figure 4A montre la même sphère à 0 h et 72 h traitée avec une combinaison de Trametinib et de GDC-0941. Ces images ont été exportées directement depuis le logiciel d’imagerie en direct. IC50 et DL50 ont été calculés comme décrit dans GraphPad (Figure 4B,D), la synergie a été calculée à l’aide de SynergyFinder (Figure 4C). La figure 4B montre le résultat des calculs de l’IC50 ; Les valeurs LogIC50, Hillslope et IC50 sont indiquées pour les deux médicaments, ainsi que l’intervalle de confiance à 95 % et la qualité de l’ajustement. La figure 4C montre la courbe dose-réponse pour chaque médicament seul (concentration du médicament en fonction du pourcentage d’inhibition), une matrice codée par couleur montrant le pourcentage d’inhibition de la croissance pour chaque combinaison de médicaments, et un graphique 3D du score de synergie entre les deux médicaments, dans ce cas, le score de synergie est de 22,356. La figure 4D montre la sortie des valeurs DL50 des médicaments seuls ou en combinaison. Les valeurs LogLD50 et DL50 et leurs intervalles de confiance respectifs à 95 % sont importants. Comme prévu, les DL50 du trametinib sont plus basses avec des concentrations de GDC-0941 plus faibles. Il est important de se rappeler que la DL50 est un marqueur de mort cellulaire et qu’elle représente 50 % de la mort cellulaire par rapport au point de départ du test.

figure-results-1
Figure 1 : Mise en place d’une synergie de 2 médicaments et d’une plaque de 96 puits. (A) Représentation schématique de la série de dilution 1/2 des médicaments 1 et 2. Les concentrations de médicament doivent être 7 fois plus élevées que la concentration finale dans chaque puits. (B) Image du point 0 h d’une plaque de 96 puits avec 5746 sphères RFP. La série de dilutions du médicament 1 est ajoutée à chaque rangée comme indiqué, pour un total de 7 dilutions et un témoin DMSO. La série de dilutions du médicament 2 est ajoutée à chaque fois à 2 colonnes comme indiqué pour un total de 5 dilutions et un contrôle DMSO. (C) Exemple de la carte de plaque téléchargée dans le logiciel d’imagerie en direct. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 2 : Exportation des données acquises. (A) Après 72 h de mesures, l’intensité intégrée totale de l’objet rouge est exportée pour chaque puits et chaque point temporel. Le regroupement est défini sur Aucun. Pour les options d’exportation (à droite), choisissez Organiser par réplications et Destination dans le presse-papiers. (B) Collez les données exportées dans la cellule indiquée de la feuille de calcul (fichier supplémentaire 1). Mettez à jour la concentration la plus élevée pour chaque médicament comme indiqué. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-3
Figure 3 : Traitement des données acquises. (A) Tables d’entrée IC50 qui peuvent être copiées dans le logiciel d’analyse des données pour l’analyse (Fichier supplémentaire 4, panneau IC50). Ces tables sont générées automatiquement dans le fichier supplémentaire 1. (B) Une table d’entrée de synergie pour le programme SynergyFinder peut être générée en copiant la table de viabilité dans le fichier supplémentaire 3. Ce fichier est téléchargé sur https://synergyfinder.fimm.fi/ avec les sélections indiquées. Le score de synergie et la matrice sont calculés automatiquement. (C) Tables d’entrée DL50 qui peuvent être copiées dans le logiciel d’analyse de données (Fichier supplémentaire 4, panneau DL50) pour analyse. Ces tables sont générées automatiquement dans le fichier supplémentaire 1. Le bas montre comment la DL50 a été ajoutée aux valeurs rapportées dans le logiciel d’analyse de données. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 4 : Exemple de résultats d’une étude de synergie entre le Trametinib et le GDC-0941 dans 5746 sphères de cellules souches de gliome. (A) Image à 0 h et 72 h post-traitement d’une sphère 5746 RFP traitée avec du Trametinib 10 nM et du GDC-0941 1000 nM. (B) Résultat des calculs de la CI50 indiquant la valeur de la CI50 et l’écart-type de la CI50. (C) Produit du programme SynergyFinder. À gauche : courbes d’inhibition, au milieu : tableau des pourcentages d’inhibition, à droite : carte de synergie montrant que le trametinib et le GDC-0941 ont un score de synergie de 22,3. (D) Résultat des calculs de la DL50, montrant les valeurs de la DL50 et l’écart-type calculé sur la DL50. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Fichier supplémentaire 1 : Paramètres utilisés pour analyser le signal RFP dans l’Incucyte. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Fichier supplémentaire 2 : Tableur où sont traitées les données générées et les tables d’entrée pour GraphPad et SynergyFinder. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Fichier supplémentaire 3 : Tableur de la table d’entrée SynergyFinder. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Fichier supplémentaire 4 : Fichier GraphPad pour calculer les valeurs IC50 et DL50 Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Discussion

Ce protocole décrit les tests de criblage de médicaments en 3D qui ont été utilisés efficacement pour évaluer les vulnérabilités aux médicaments dans des modèles sphéroïdes de gliome8. Ce système de dosage de sphéroïdes 3D a été spécialement conçu pour permettre une investigation préclinique plus précise des chimiothérapies combinatoires pour les lignées cellulaires de gliome cultivées en sphères. Pour HGG, cette méthode fournit un cadre pour identifier les vulnérabilités potentielles aux médicaments contre cette maladie dévastatrice. Cependant, les applications potentielles de ce système ne se limitent pas au gliome et ce protocole peut être utilisé pour évaluer de nouvelles thérapies dans des modèles 3D de diverses autres conditions.

L’objectif de cette étude est d’améliorer la prévisibilité des dépistages de médicaments in vitro afin de prioriser les combinaisons de médicaments qui ont le plus de chances de succès dans les études précliniques et, éventuellement, en clinique. En particulier dans le gliome, l’identification de combinaisons de médicaments puissants à l’aide de dépistages de médicaments in vitro qui se traduisent bien en clinique est restée limitée. Cela est dû en partie à l’utilisation de lignées cellulaires de gliome cultivées sériques moins idéales13, à l’utilisation de tests monocouches 2D4 et à l’accent mis sur les valeurs IC50 (croissance réduite de 50 %) au lieu de DL50 (50 % de cellules en moins par rapport au début du test)14. Les tests de croissance sphéroïde in vitro des cellules souches de gliome sont utilisés pour hiérarchiser les combinaisons de médicaments à évaluer dans nos modèles précliniques. Dans notre hiérarchisation des combinaisons de médicaments, quelques mesures sont prises en compte : 1) de faibles valeurs DL50, un accent mis sur la mort cellulaire plutôt que sur une prolifération réduite augmente le succès potentiel ; 2) Idéalement, ces valeurs DL50 sont inférieures à la valeur Cmax, la concentration sérique maximale qui peut être atteinte en toute sécurité lors d’études pharmacocinétiques de médicaments pour les essais cliniques, si elle est disponible ; 3) Un score de synergie élevé, si les deux médicaments fonctionnent en synergie, cela indique une coopération mécaniste entre les deux médicaments. Bien que ce dernier point ne soit pas nécessaire pour identifier des combinaisons de médicaments puissantes, la synergie peut améliorer l’efficacité des médicaments sans augmenter la toxicité des médicaments.

Il est important de noter que les évaluations in vitro de la sensibilité aux médicaments restent un outil important pour découvrir de nouvelles thérapies ou combinaisons de médicaments capables de réduire les tumeurs. Le protocole présenté ici nous permet de déterminer la sensibilité et la synergie des médicaments avec un système de test de croissance sphéroïde 3D qui peut être utilisé pour hiérarchiser les combinaisons de médicaments à évaluer dans des modèles précliniques.

Le protocole comporte plusieurs étapes critiques. Nous mesurons la croissance de colonies uniques dans chaque puits d’une plaque de 96 puits. L’utilisation de plaques de puits à fond rond à faible fixation est essentielle pour s’assurer que les cellules ne se fixent pas au puits et que la formation de la sphère est stimulée. Le puits à fond rond garantit que la sphère unique est toujours située au même endroit que la plaque à 96 puits.

Après le placage des cellules, les plaques doivent être centrifugées pour s’assurer que toutes les cellules plaquées se rejoignent au point le plus bas du puits à fond rond et qu’une seule sphère 3D est formée. Le volume total de chaque puits doit être de 140 μL. Cela garantira les concentrations finales correctes des médicaments respectifs dans chaque puits.

Lors du pipetage dans la plaque à 96 puits, utilisez la technique de pipetage inversé, cela réduit le risque de générer des bulles d’air dans les puits. Les bulles d’air empêchent l’imageur en direct d’imager correctement chaque puits, et l’intensité de la fluorescence sera incorrecte, ce qui affectera l’analyse en aval des résultats.

La disposition des plaques et les feuilles de calcul fournies sont spécifiques au protocole décrit. Si l’on s’écarte du placage, des valeurs IC50 et DL50 incorrectes seront calculées. La feuille de calcul calcule automatiquement les dilutions lorsque la concentration la plus élevée est fournie. Pour chaque expérience, mettez à jour la concentration la plus élevée, sinon des valeurs IC50 et DL50 incorrectes seront calculées.

Graphpad utilise des concentrations logarithmiques pour calculer les valeurs CI50 et DL50. Ces concentrations logarithmiques sont calculées automatiquement dans la feuille de calcul fournie et peuvent être directement copiées dans le logiciel. Le fait de ne pas utiliser les concentrations logarithmiques entraînera des valeurs de CI50 et de DL50 incorrectes.

Nous utilisons des lignées cellulaires qui se développent naturellement comme des sphères. On peut forcer les cellules adhérentes à entrer dans une sphère en utilisant ce protocole ; Cependant, il n’est pas garanti qu’ils puissent proliférer. Le nombre de cellules plaquées dans chaque puits peut dépendre de la lignée cellulaire et dépendre des caractéristiques de croissance uniques de chaque lignée cellulaire, qui peuvent être facilement ajustées. Les courbes de dilution proposées ne sont que des suggestions. Des modifications aux concentrations du médicament et aux séries de dilution peuvent être apportées. Cependant, il est important d’indiquer les concentrations correctes du médicament dans le fichier supplémentaire 1 si la série de dilution est modifiée ; sinon, les valeurs IC50 et DL50 calculées seront incorrectes. On peut choisir d’utiliser une disposition de plaque différente ; Par exemple, n’utilisez qu’une seule réplique au lieu de deux. Pour cela, l’utilisateur doit mettre à jour la feuille de calcul pour refléter ce changement.

Après le placage, plusieurs sphères 3D se forment dans un seul puits en de rares occasions. Dans ce cas, la répétition de l’étape de centrifugation (150 x g) fait fusionner ces sphères en une seule sphère. Si une erreur de placage est commise, entraînant une disposition différente de la plaque, la feuille de calcul fournie peut être modifiée pour refléter la nouvelle carte de plaque. Si un point de données est une valeur aberrante et doit être supprimé de l’analyse, la feuille de calcul fournie peut être mise à jour.

La principale limitation de ce système est qu’il utilise des lignées cellulaires naturellement cultivées sous forme de sphères et non des lignées adhérentes cultivées en monocouches. Si les lignées cellulaires ne peuvent pas former de sphères, des tests de prolifération 2D traditionnels doivent être utilisés. L’avantage d’utiliser des tests de croissance 3D de type organoïde comme celui-ci par rapport aux monocouches 2D conventionnelles est que l’architecture et les voies de signalisation activées reflètent plus précisément celles observées dans les modèles in vivo de maladies humaines, mettant l’accent sur le potentiel translationnel et l’applicabilité de ces méthodes.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Tubes de centrifugation de 15 mLCELLTREAT229411Tubes à centrifuger en polypropylène de 15 mL,
stériles Plaque à 96 puitsS-bioMS9096UZPlaque d’attache ultra-basse à fond rond à 96 puits
AccutaseSTEMCELL Technologies7922Solution de détachement cellulaire
Acridine Orange/Iodure de propidiumColoration Logos BiosystemsF23001Vivant/mort coloration pour comptage cellulaire
bFGFSTEMCELL Technologies78003.2bFGF recombinant humain
Logos BiosystemsL20001LUNA-FL Dual Fluorescence Cell
Counter CentrifugeEppendorf5810RCentrifugeuse cellules et plaques
DMSOPierce20688solvant pour composés
EGFSTEMCELL Technologies78006.2Tubes EGF Eppendorf recombinants humains
Costar07-200-534Tubes microcentrifuges
ExcelMicrosoftMicrosoft excel
GDC-0941SelleckchemS1065Médicament 1
GraphPadGraphPad GraphPad Prism 9Calcul des codes CI50 et DL50
HémocytomètreLogos BiosystemsLGBD10008Luna PhotonSlide
IncucyteSartoriusS3Microscope à fluorescence intégré dans l’incubateur de culture tissulaire qui image chaque puits à des intervalles de temps spécifiques.
Logiciel IncucyteSartoriusIncucyte 2022BAnalyse des données de prolifération
MédiasSTEMCELL Technologies5702NeuroCult (souris et rat) kit de prolifération contenant un milieu basal et un supplément de croissance
Pénicilline-Streptomycine  ;Gibco15140122Antibiotiques à ajouter au milieu
TrametinibSelleckchemS2673Médicament 2
Compteur de cellules

Références

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