Article de méthode

Suivi de la dissémination des cellules tumorales à partir de métastases pulmonaires à l’aide de la photoconversion

DOI :

10.3791/65732

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7 juillet 2023

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1Department of Pathology, Albert Einstein College of Medicine/Montefiore Medical Center, 2Cancer Dormancy and Tumor Microenvironment Institute, Albert Einstein College of Medicine/Montefiore Medical Center, 3Gruss-Lipper Biophotonics Center, Albert Einstein College of Medicine/Montefiore Medical Center, 4Department of Cell Biology, Albert Einstein College of Medicine/Montefiore Medical Center, 5Montefiore Einstein Cancer Center, Albert Einstein College of Medicine/Montefiore Medical Center, 6Integrated Imaging Program for Cancer Research, Albert Einstein College of Medicine/Montefiore Medical Center, 7Department of Surgery, Albert Einstein College of Medicine/Montefiore Medical Center, 8Department of Cancer and Cellular Biology, Lewis Katz School of Medicine, Fox Chase Cancer Center

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nous présentons une méthode d’étude de la rediffusion des cellules tumorales à partir de métastases pulmonaires impliquant un protocole chirurgical de photoconversion sélective des métastases pulmonaires, suivi de l’identification des cellules tumorales redisséminées dans les organes tertiaires.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les métastases, c’est-à-dire la propagation systémique du cancer, sont la principale cause de décès liés au cancer. Bien que les métastases soient généralement considérées comme un processus unidirectionnel dans lequel les cellules de la tumeur primaire disséminent et ensemencent les métastases, les cellules tumorales des métastases existantes peuvent également se dissémineret donner naissance à de nouvelles lésions dans les sites tertiaires dans un processus connu sous le nom de « métastases à partir de métastases » ou « ensemencement de métastases à métastases ». L’ensemencement de métastase à métastase peut augmenter la charge métastatique et diminuer la qualité de vie et la survie du patient. Par conséquent, il est essentiel de comprendre les processus à l’origine de ce phénomène afin d’affiner les stratégies de traitement des patients atteints d’un cancer métastatique.

On sait peu de choses sur l’ensemencement de métastases à métastases, en partie à cause des limites logistiques et technologiques. Les études sur l’ensemencement de métastases à métastases reposent principalement sur des méthodes de séquençage, ce qui peut ne pas être pratique pour les chercheurs qui étudient le moment exact des événements d’ensemencement de métastase à métastase ou ce qui les favorise ou les prévient. Cela met en évidence le manque de méthodologies qui facilitent l’étude de l’ensemencement de métastase à métastase. Pour y remédier, nous avons développé - et décrivons ici - un protocole chirurgical murin pour la photoconversion sélective des métastases pulmonaires, permettant un marquage spécifique et un suivi du devenir des cellules tumorales qui se rediffusent du poumon vers les sites tertiaires. À notre connaissance, il s’agit de la seule méthode d’étude de la rediffusion des cellules tumorales et de l’ensemencement de métastases à métastases à partir des poumons qui ne nécessite pas d’analyse génomique.

Introduction

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Les métastases sont la principale cause de décès liés au cancer1. Le cancer métastatique survient lorsque les cellules de la tumeur primitive se dispersent dans tout le corps et prolifèrent en tumeurs cliniquement détectables dans des organes distants 2,3.

Bien que les métastases soient généralement considérées comme un processus unidirectionnel dans lequel les cellules tumorales se disséminent à partir de la tumeur primaire et colonisent des organes distants4, l’augmentation des preuves cliniques et expérimentales suggère qu’un processus multidirectionnel plus complexe est en jeu. Il a été démontré que les cellules tumorales circulantes peuvent réensemencer la tumeur primaire (si elle est encore en place)5,6,7,8,9, et que les cellules tumorales des foyers métastatiques existants peuvent se déplacer vers les sites tertiaires et donner lieu à de nouvelles lésions 10,11,12,13. En effet, les résultats d’analyses génomiques récentes suggèrent que certaines lésions métastatiques ne proviennent pas de la tumeur primitive, mais d’autres métastases, un phénomène connu sous le nom de « métastases à partir de métastases » ou « ensemencement de métastases à métastases »14,15,16. L’ensemencement de métastase à métastase peut perpétuer le processus pathologique même après l’ablation de la tumeur primitive, augmentant ainsi la charge métastatique et diminuant la qualité de vie et la survie du patient. Par conséquent, il est essentiel de comprendre les processus qui sous-tendent l’ensemencement de métastases à métastases afin d’affiner les stratégies de traitement pour les patients atteints d’une maladie métastatique.

Malgré les implications cliniques potentiellement graves, on sait peu de choses sur l’ensemencement de métastase à métastase, en partie en raison de limitations logistiques et technologiques. Les études humaines sont limitées par la rareté des échantillons cliniques. La résection clinique et la biopsie des lésions métastatiques sont rares, tout comme la biopsie d’organes apparemment sains, où des cellules tumorales disséminées peuvent se cacher. Cela signifie que les études humaines ne sont généralement possibles qu’à l’aide d’échantillons d’autopsie d’individus dont les tumeurs primaires sont toujours en place ou ont déjà été réséquées mais sont toujours disponibles pour les chercheurs. Lorsque de tels échantillons sont disponibles, des analyses de lignées de la progression du cancer doivent être effectuées à l’aide de méthodes de séquençage14. Cependant, le séquençage en masse des tumeurs primaires et des métastases appariées n’a pas la sensibilité nécessaire pour un traçage complet de la lignée. Par exemple, le séquençage en vrac d’une lésion peut révéler un sous-clone qui est indétectable dans l’une de ses lésions correspondantes. Dans ce cas, il serait impossible de déterminer l’origine de ce sous-clone. Il peut avoir été présent dans la tumeur primitive ou une autre métastase à une fréquence inférieure à la limite de détection, ou il peut être apparu après la colonisation initiale de la lésion métastatique dans laquelle il a été trouvé. Le séquençage unicellulaire offre une sensibilité accrue, mais son coût élevé limite l’application à grande échelle de cette technique. La nature rétrospective de ces études signifie également qu’elles fournissent un aperçu limité des événements métastatiques transitoires et du paysage de la maladie à différents moments.

Dans les modèles animaux, les avancées technologiques récentes permettent aujourd’hui une cartographie phylogénétique prospective avec une haute résolution spatiale et temporelle 17,18,19,20. Ces techniques utilisent l’édition du génome CRISPR/Cas9 pour concevoir des cellules avec un code-barres évolutif - des mutations héréditaires qui s’accumulent au fil du temps. Lors du séquençage, la lignée de chaque cellule peut être retracée sur la base du profil mutationnel de son code-barres 17,18,19,20. En effet, une telle technologie est déjà utilisée pour cartographier l’ensemencement de métastases à métastases. Dans un article récent, Zhang et al. ont démontré que les cellules cancéreuses du sein et de la prostate dans les métastases osseuses se rediffusent de l’os pour ensemencer des métastases secondaires dans plusieurs organes21.

Bien que ces nouvelles méthodes aient un grand potentiel pour générer des cartes phylogénétiques détaillées et à haute résolution de la progression du cancer, elles sont très peu pratiques pour ceux qui étudient le moment exact des événements d’ensemencement de métastases à métastases et ce qui les favorise ou les prévient. Il est essentiel de combler ces lacunes dans les connaissances pour affiner notre compréhension et notre traitement du cancer métastatique, mais il y a un manque notable de technologies pour faciliter de telles études. Pour répondre à ce besoin, nous avons récemment développé - et présentons ici - une nouvelle technique qui nous permet de marquer spécifiquement les cellules tumorales par photoconversion dans un site métastatique (le poumon) et de les réidentifier ensuite dans les organes tertiaires. À l’aide de cette technique, nous avons récemment montré que les cellules cancéreuses du sein se rediffusent à partir des métastases pulmonaires et ensemencent les organes tertiaires13. Cette technique peut également être utilisée pour déterminer le moment des événements de rediffusion dans une fenêtre étroite et quantifier les cellules tumorales redisséminées, facilitant ainsi l’étude de l’organotropisme des cellules redisséminées et de ce qui favorise/empêche la rediffusion.

Alors que la photoconversion et les systèmes cre/lox localement inductibles qui remplacent définitivement une protéine fluorescente par une autre ont déjà été utilisés pour marquer et suivre les cellules tumorales11,22,23, à notre connaissance, aucune approche de marquage spatio-temporel des cellules tumorales n’a été optimisée pour cibler le poumon - l’un des sites de métastases les plus courants chez les hommes et les femmes diagnostiqués avec l’un des 14 cancers les plus courants24. N’importe quel type de cellule cancéreuse et n’importe quel protocole pour la génération de métastases pulmonaires peuvent être utilisés avec notre procédure, ce qui la rend largement utile pour les chercheurs sur les métastases. Toutes les cellules cancéreuses utilisées pour générer des métastases pulmonaires devraient exprimer une protéine photoconvertible ou photocommutable, et les chercheurs peuvent choisir la protéine à utiliser en fonction de leurs besoins et de leurs ressources spécifiques. Dans cette étude, nous avons utilisé des cellules cancéreuses du sein 6DT1 qui exprimaient de manière stable la protéine fluorescente photoconvertible vert-rouge Dendra2 (cellules 6DT1-Dendra2)25 marquées à l’histone H2B. Nous avons injecté 5,0 × 104 cellules 6DT1-Dendra2 dans le quatrième coussinet adipeux mammaire de souris femelles Rag2-/-. Les tumeurs primaires étaient palpables entre 12 et 16 jours après l’injection et n’ont pas été réséquées pendant toute la durée de l’expérience. Des métastases pulmonaires spontanées se sont développées entre 19 et 26 jours après l’injection de cellules tumorales. Les chirurgies de photoconversion ont été réalisées entre 26 et 29 jours après l’injection de cellules tumorales. Les souris ont été sacrifiées 72 h après la chirurgie en raison de la charge des métastases pulmonaires.

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Protocole

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Toutes les procédures décrites dans ce protocole ont été effectuées conformément aux lignes directrices et aux règlements pour l’utilisation des animaux vertébrés, y compris l’approbation préalable du comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux de l’Albert Einstein College of Medicine.

Avant la chirurgie, des métastases pulmonaires doivent être générées chez la souris à l’aide de cellules cancéreuses qui expriment une protéine photoconvertible/photocommutable ; Plusieurs protocoles pour la génération de métastases pulmonaires ont été publiés 26,27,28.

1. Préparation à la chirurgie

  1. Préparez des zones de travail distinctes pour la préparation de la souris (épilation et intubation), la chirurgie et la récupération.
  2. Stériliser tous les instruments chirurgicaux dans un autoclave.
    REMARQUE : Comme une technique d’embouts uniquement est utilisée pour cette chirurgie, un stérilisateur à billes chaudes peut être utilisé pour restériliser les instruments pour les procédures ultérieures.
  3. Allumez la plate-forme chirurgicale chauffée et laissez-la atteindre et se stabiliser à 37-40 °C.
  4. Induire l’anesthésie avec de l’isoflurane à 5 %, puis réduire l’isoflurane à 3 %. Effectuez des tests de pincement des orteils périodiquement tout au long de la procédure pour évaluer l’adéquation de l’anesthésie.
  5. Placez la souris anesthésiée en position de décubitus latéral droit. Retirez les poils de la partie supérieure gauche de la poitrine ou du côté du corps (voir Figure 1A) en appliquant une crème dépilatoire sur la zone. Humidifiez un morceau de gaze ou d’essuie-tout avec de l’eau et essuyez les poils et la crème dépilatoire. Répétez l’opération autant de fois que nécessaire jusqu’à ce que tous les poils soient retirés du champ chirurgical.
    REMARQUE : Ne laissez pas la crème dépilatoire sur la souris pendant plus de 20 s, car cela peut endommager la peau.
  6. Faites un double nœud ~3 mm au-dessus de la base d’un cathéter de 22 G avec une suture en soie 2-0. Laissez des queues de 2 pouces de long.
  7. Intuber la souris avec ce cathéter comme décrit précédemment 29,30. Pour confirmer la réussite de l’intubation, fixez une poire de gonflage à l’extrémité du cathéter et pressez doucement.
    REMARQUE : Les souris qui ont été intubées avec succès connaîtront une élévation thoracique bilatérale avec compression du bulbe.
  8. Fixez fermement la suture de soie 2-0 autour du museau de la souris avec un double nœud pour maintenir le cathéter d’intubation en place.

2. Chirurgie pour exposer le poumon

REMARQUE : Effectuez toutes les étapes de la chirurgie (Figure 1), y compris la photoconversion, dans une hotte ou une armoire à flux laminaire pour éviter la contamination du champ chirurgical.

  1. Lavez-vous les mains avec du savon antiseptique et enfilez de nouveaux gants stériles.
    REMARQUE : Comme une technique d’embouts uniquement est utilisée pour cette chirurgie, des gants non stériles peuvent également être utilisés. Il est recommandé d’utiliser des gants non stériles désinfectants avec un désinfectant à base d’alcool.
  2. Préparer une dose de 0,1 mg/kg de buprénorphine (0,03 mg/mL) et l’injecter par voie sous-cutanée pour l’analgésie.
    REMARQUE : L’analgésie multimodale, y compris les analgésiques locaux et les anti-inflammatoires non stéroïdiens, doit être utilisée en conjonction avec la buprénorphine si elle ne devrait pas interférer avec la biologie d’intérêt.
  3. Appliquez une pommade ophtalmique sur les deux yeux de la souris pour prévenir les lésions cornéennes.
  4. Placez la souris en position de décubitus latéral droit sur la plate-forme chirurgicale chauffée.
  5. Connectez le ventilateur au cathéter d’intubation. Prenez soin de maintenir le cathéter stable, car même de légers mouvements peuvent perturber la mise en place du cathéter et entraîner une mauvaise ventilation.
  6. Observez une montée et une descente bilatérales de la poitrine stables, contrôlées par un ventilateur.
  7. Fixez les membres à la plate-forme chirurgicale avec du ruban adhésif. Stabilisez le champ chirurgical en plaçant un autre morceau de ruban adhésif le long du dos de la souris et en fixant la peau dorsale et la fourrure à la plate-forme chirurgicale (Figure 1A).
  8. Ouvrez les instruments chirurgicaux stérilisés.
  9. Appliquez une solution de chlorhexidine sur la peau de la souris pour stériliser le site chirurgical.
  10. Identifiez la zone située à ~7 mm à gauche du sternum et à ~7 mm au-dessus du bord sous-costal. Soulevez la peau sur cette zone avec une pince et faites une incision circulaire de ~10 mm à l’aide de ciseaux de micro-dissection bien aiguisés, en prenant soin de ne couper que la peau.
  11. Retirez les tissus mous au-dessus de la cage thoracique (Figure 1B). Cautériser les principaux vaisseaux aux deux extrémités à l’aide d’un stylo de cautérisation.
    REMARQUE : En plus d’exciser tous les tissus mous sous-jacents à l’incision circulaire de 10 mm dans la peau, l’élimination de certains tissus mous non musculaires supplémentaires du périmètre facilite les étapes futures de la procédure.
  12. D’une main, utilisez une pince pour surélever la6 e ou la 7e côte. De l’autre main, utilisez une seule lame des ciseaux de micro-dissection émoussés - inclinée parallèlement à la paroi thoracique, bord arrondi vers le bas - et percez soigneusement le 6e ou 7e muscle intercostal pour entrer dans la cavité thoracique (Figure 1C). Faites pivoter doucement les ciseaux au besoin et coupez pour faire une incision de ~10 mm dans l’espace intercostal, en prenant soin d’éviter de toucher le tissu pulmonaire et de couper les côtes.
  13. Évacuez délicatement l’air comprimé vers l’incision intercostale pour augmenter l’espace entre le poumon et la paroi thoracique. Évacuez d’abord l’air au niveau du poignet ou de la main pour trouver la force d’écoulement appropriée et dégagez la buse de tout débris, puis par courtes rafales à l’incision pour éviter les lésions pulmonaires.
  14. D’une main, utilisez une pince pour surélever la6 e ou la 7e côte. De l’autre main, maintenez l’écarteur fermé et insérez-le dans l’incision intercostale. Orientez les lames de l’écarteur de manière à ce qu’elles soient parallèles à la paroi thoracique, en prenant soin d’éviter de toucher le poumon lui-même (Figure 1D).
  15. Une fois l’écarteur en place, relâchez lentement la poignée, ce qui permet à l’écarteur de s’ouvrir et d’exposer le poumon (Figure 1E). La figure 2A montre des images représentatives des métastases pulmonaires exposées avant la photoconversion, y compris ce à quoi elles ressemblent à l’œil nu, et dans les canaux fluorescents FITC (vert, non photoconverti) et TRITC (rouge, photoconverti) lors de l’utilisation d’un éclairage à grand champ.

3. Photoconversion des métastases pulmonaires

REMARQUE : Les détails et les variantes des étapes suivantes se trouvent dans la discussion.

  1. Appliquez délicatement 2 à 3 gouttes de PBS stérile chauffé à 37 °C sur le tissu pulmonaire exposé pour éviter qu’il ne se dessèche.
  2. Placez un morceau de papier d’aluminium stérile avec une petite découpe sur la souris. Placez la découpe directement sur le tissu pulmonaire exposé et dimensionnez-la pour n’exposer que la partie ouverte du thorax et quelques millimètres de tissus mous et de peau environnants afin d’assurer la photoconversion du poumon exposé uniquement.
  3. Placez une boîte avec une découpe sur la souris et du papier d’aluminium. Assurez-vous que la découpe se trouve directement au-dessus du poumon exposé.
  4. Placez la lampe de photoconversion directement sur la découpe de la boîte (Figure 1F).
  5. Allumez la lampe de photoconversion et laissez 6 min d’éclairage continu des tissus pulmonaires exposés.
    REMARQUE : Surveillez les signes vitaux de la souris à l’aide des programmes de surveillance physiologique du ventilateur.
  6. Après la photoconversion, éteignez la lampe et retirez la lampe, la boîte et le masque en papier d’aluminium de la souris.

4. Procédure pour fermer la paroi thoracique

  1. Répétez l’étape 2.13 pour séparer le poumon de la paroi thoracique.
  2. Saisissez délicatement la poignée de l’enrouleur et pressez-la pour fermer les lames.
  3. Manœuvrez l’écarteur fermé hors de l’espace intercostal, en prenant soin d’éviter de toucher le tissu pulmonaire.
  4. À l’aide de la suture en soie 5-0, fermez l’incision intercostale avec un simple motif de suture continu qui intègre la côte des deux côtés de l’incision (Figure 1G). Tirez sur la suture pour vous assurer que les bords de la plaie sont appositionnels et rétablir l’intégrité de la paroi thoracique (Figure 1H). Veillez à ne pas trop serrer la suture car cela pourrait déchirer les muscles intercostaux.
  5. Fixez la suture en nouant les deux extrémités de la suture ensemble 4x. Coupez les queues de suture le plus près possible du nœud.
  6. Fermez la peau avec des agrafes chirurgicales.
  7. Retirez l’excès d’air de la cavité thoracique à l’aide d’une seringue à insuline de 1 ml munie d’une aiguille de 28 G. Localisez le processus xiphoïde tactilement et insérez l’aiguille juste en dessous, en avançant vers l’épaule gauche pour entrer dans la cavité thoracique par le diaphragme. Tirez sur la seringue à ~1 mL ; Retirez l’aiguille de la souris et évacuez l’air de la seringue. Répétez ce processus 3 à 4 fois.
    REMARQUE : Veillez à ne pas percer les organes internes. De plus, il est important d’utiliser une seringue de 1 ml et de répéter la procédure 3 à 4 fois plutôt que d’utiliser une seringue de plus grand volume et d’essayer d’éliminer tout l’air en une seule fois. L’utilisation d’une seringue de plus grand volume peut entraîner un vide trop important dans la cavité thoracique et entraîner une distension et des lésions des tissus pulmonaires.
  8. Éteignez l’isoflurane.
  9. Continuez la ventilation avec 100% d’oxygène jusqu’à ce que la souris montre des signes de réveil.
  10. Une fois que la souris montre des signes de réveil, débranchez le cathéter d’intubation du ventilateur, coupez la suture autour du museau et extubez la souris.
  11. Retirez la souris et transférez-la dans une cage propre placée à ~2 pieds sous une lampe chauffante. Surveillez jusqu’à ce qu’il soit complètement rétabli. Si la souris montre des signes de difficulté respiratoire ou de manque de mobilité, anesthésiez-la avec de l’isoflurane à 5 % pendant 5 min, assurez-vous d’une anesthésie adéquate en observant une perte de réflexes lors du pincement des orteils et euthanasiez-la par luxation cervicale.
  12. Une fois que la souris se réveille complètement de l’anesthésie et commence à bouger, préparez une autre dose de 0,1 mg / kg de buprénorphine et injectez-la par voie sous-cutanée pour l’analgésie postopératoire.
  13. Après la chirurgie, assurez-vous que les souris sont logées individuellement. Fournir des antibiotiques dans l’eau potable (enrofloxacine, concentration finale 0,4 mg/mL).
  14. Dans les 3 jours suivant la chirurgie, vérifiez la souris deux fois par jour pour détecter des signes de détresse. Pour la gestion de la douleur, administrer 0,1 mg/kg de buprénorphine (0,03 mg/mL) par voie sous-cutanée toutes les 4 à 6 heures. Euthanasiez la souris si elle présente des signes d’infection, d’immobilité ou de difficulté respiratoire. Après le troisième jour, les souris peuvent être contrôlées une fois par jour.

5. Traitement des échantillons et détection des cellules photoconverties à l’aide du nettoyage des tissus

  1. Entre 3 et 5 jours (ou la durée souhaitée) après la chirurgie de photoconversion, anesthésier la souris avec de l’isoflurane à 5 %, réduire l’isoflurane de 5 % à 2,5 % après l’induction, assurer une anesthésie adéquate en observant une perte de réflexes lors du pincement de l’orteil et effectuer une perfusion transcardique terminale avec 10 mL de PBS à température ambiante, suivie de 10 mL de paraformaldéhyde à 4 % refroidi à 4 °C comme décrit précédemment31.
  2. Prélever les organes d’intérêt et les dégager optiquement comme décrit précédemment31.
  3. Imagez les tissus nettoyés à l’aide d’un microscope à feuille de lumière comme décrit précédemment31. Vous pouvez également placer les tissus dégagés dans une boîte à fond en verre et les imager dans les canaux FITC et TRITC pour visualiser les cellules vertes (non photoconverties) et rouges (photoconverties) à l’aide d’un microscope confocal, d’un disque rotatif ou d’un microscope multiphotonique.

6. Traitement des échantillons et détection des cellules photoconverties par désagrégation tissulaire

  1. Anesthésier la souris avec de l’isoflurane à 5 % pendant 5 minutes, assurer une anesthésie adéquate en observant une perte de réflexes lors du pincement des orteils, et sacrifier par luxation cervicale 3 à 5 jours après la photoconversion.
  2. Prélever et digérer les organes d’intérêt comme décrit précédemment13.
  3. Plaquez les tissus digérés et placez-les dans un incubateur pour qu’ils adhèrent pendant la nuit comme décrit précédemment13.
  4. Le lendemain, imagez les cellules plaquées dans les canaux FITC et TRITC pour visualiser les cellules vertes (non photoconverties) et rouges (photoconverties) comme décrit précédemment13.

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Résultats

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Les étapes de la chirurgie décrites dans ce protocole sont illustrées à la figure 1. En bref, la souris est anesthésiée et les poils sont retirés du thorax gauche. La souris est ensuite intubée et ventilée, ce qui lui permet de recevoir de l’oxygène pendant que la cavité thoracique est ouverte. Les tissus mous sont enlevés pour exposer la cage thoracique et une incision est pratiquée dans le 6e ou 7e muscle intercostal. Un écarteur est inséré dans la brèche intercostale...

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Discussion

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Dans cet article, nous décrivons un protocole chirurgical pour la photoconversion sélective des cellules tumorales dans le poumon. Cette technique permet aux chercheurs de marquer sélectivement les cellules tumorales dans le poumon et de suivre leur devenir en les réidentifiant dans tout le corps à un moment ultérieur, facilitant ainsi l’étude des métastases des métastases pulmonaires. En utilisant ce protocole, il a été possible de visualiser des cellules photoconverties dans le cerveau, le foie et le poumon droit non p...

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Déclarations de divulgation

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Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs tiennent à remercier Wade Koba pour son aide en microtomodensitométrie (S10RR029545), Vera DesMarais et Hillary Guzik de l’Analytical Imaging Facility pour leur formation et leur assistance en microscopie, le Centre de cancérologie Einstein Montefiore, l’Institut national du cancer (P30CA013330, R01CA21248, R01CA255153), le Centre de biophotonique Gruss Lipper, le Programme intégré d’imagerie pour la recherche sur le cancer, une bourse postdoctorale Sir Henry Wellcome (221647/Z/20/Z) et une bourse de développement de carrière METAvivor.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
0-30 V, 0-3 A AlimentationMPJA9616 PS
12 VDC, 1,2 A Alimentation non réguléeMPJA17563
28 G 1 mL BD Seringue à insulineBD329410
400 nm Lampe à matrice de diodes électroluminescentesLedEngin Inc.897-LZPD0UA00Lampe de photoconversion, sur mesure (pièces individuelles incluses ci-dessous)
Suture en soie tressée 5-0 avec aiguille coupante RB-1Ethicon, Inc.774B
Cravate en soie 9 cm 2-0Ethicon, Inc.LA55G
Baytril 100 (enrofloxacine)Bayer (Santa Cruz Biotechnology)sc-362890RxAntibiotique utilisé dans l’eau potable
BuprénorphineHospira0409-2012-32analgésiques
(faisceaux de câbles) 2.5 JK-ST 72" ZIP CDMouser172-0250
Solution de chlorhexidineDurvet7-45801-10258-3Chlorhexidine Solution désinfectante
Cartouche d’air compriméFalconDPSJB-12
Extra Fine Micro Dissection Ciseaux 4" Straight Sharp/Sharp 24 mmRoboz SurgicalRS-5912Sharp Micro Dissecting Ciseaux Illuminateur
à fibre optiqueO.C. White CompanyFL3000Utilisé lors de l’intubation de souris
Gemini Cautery KitHarvard Apparatus726067Stylo de cautérisation
Germinateur 500CellPoint ScientificGER  ; 5287-120VStérilisateur à billes
Graefe pinceRobozRS-5135
LED haute puissance - monochrome ultraviolet 90 wattsMouserLZP-D0UA00
Lampe chauffante infrarougeBraintree ScientificHL-1
Isoflurane SOL 250 mL PVLCovetrus29405Vaporisateur anesthésique
IsofluraneSurgiVetVCT302
Porte-aiguille Jacobson avec serrureKalson SurgicalT1-140
Ruban d’étiquetageFisher ScientificS68702
Réflecteurs d’éclairage LED CREE MP-L SNGL LENTILLE RÉFLECTEUR & LOC PINMouser928-C11395TM
Applicateurs à pointe longue en cotonMedline IndustriesMDS202055
Masscool / Soccket 478 / Intel Pentium 4/Celeron jusqu’à 3,4 GHz / Roulement à billes / Noyau en cuivre / Ventilateur de refroidissement du processeurCompUSA#S457-1023
Micro Ciseaux de dissection 4" Straight Blunt/BluntRoboz SurgicalRS-5980Blunt Micro Dissecting Ciseaux
Ventilateur murinKent Scientific  ;PS-02PhysioSuite
Nair Lotion DépilatoireAmazonB001RVMR7KCrème dépilatoire
Personnet mini écarteurRobozRS-6504Écarteur
Phosphate Tamponné Saline 1xFisher Scientific14190144PBS
pLenti.CAG.H2B-Dendra2.WAddgene51005Dendra2 lentivirus
PuralubeHenry Schein Animal Health008897Lubrifiant pour les yeux
d’intubation pour rongeursBraintree ScientificRIS 100
Bulbe de gonflage pulmonaire pour petits animauxAppareil Harvard72-9083
SurgiSuite Plate-forme chirurgicale multifonctionnelle pour souris, avec réchauffementKent ScientificSURGI-M02 Plate-formechirurgicale chauffée
Cordons de test 48" PLOMB DE TEST BANANE - NoirMouser565-1440-48-0
Cordons de mesure 48" CORDON DE MESURE BANANE - RedMouser565-1440-48-2
Cathéter trachéal  ;Exelint International26746 22G Cathéter
Système de fermeture des plaies kit vétérinaireClay AdamsIN015Kit d’agrafage chirurgical vétérinaire
Câbles Support

Références

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