Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Approches complémentaires pour interroger le flux de mitophagie dans les cellules β pancréatiques

2.5K vues

⸱

DOI :

10.3791/65789

⸱

15 septembre 2023

 ,  , 
1Department of Internal Medicine, Division of Metabolism, Endocrinology and Diabetes, University of Michigan, Ann Arbor, 2Graduate Program in Immunology, University of Michigan Medical School, 3Department of Molecular and Integrative Physiology, University of Michigan, Ann Arbor, 4VA Ann Arbor Healthcare System

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit deux méthodes pour l’analyse quantitative de la mitophagie dans les cellules β pancréatiques : premièrement, une combinaison de colorants spécifiques aux mitochondries perméables aux cellules, et deuxièmement, un rapporteur de mitophagie génétiquement codé. Ces deux techniques sont complémentaires et peuvent être déployées en fonction de besoins spécifiques, ce qui permet une flexibilité et une précision dans l’adressage quantitatif du contrôle de la qualité mitochondriale.

Résumé

La mitophagie est un mécanisme de contrôle de la qualité nécessaire au maintien d’une fonction mitochondriale optimale. Une mitophagie dysfonctionnelle à β cellules entraîne une libération insuffisante d’insuline. Les évaluations quantitatives avancées de la mitophagie nécessitent souvent l’utilisation de rapporteurs génétiques. Le modèle murin mt-Keima, qui exprime une sonde à double rapport d’excitation sensible au pH ciblant les mitochondries pour quantifier la mitophagie par cytométrie en flux, a été optimisé dans les cellules β. Le rapport entre les émissions de longueur d’onde mt-Keima acides/neutres peut être utilisé pour quantifier de manière robuste la mitophagie. Cependant, l’utilisation de rapporteurs de mitophagie génétique peut être difficile lorsque l’on travaille avec des modèles murins génétiques complexes ou des cellules difficiles à transfecter, telles que les îlots humains primaires. Ce protocole décrit une nouvelle méthode complémentaire à base de colorants pour quantifier la mitophagie à cellules β dans les îlots primaires à l’aide de MtPhagy. MtPhagy est un colorant sensible au pH et perméable aux cellules qui s’accumule dans les mitochondries et augmente son intensité de fluorescence lorsque les mitochondries se trouvent dans des environnements à faible pH, tels que les lysosomes pendant la mitophagie. En combinant le colorant MtPhagy avec la fluozine-3-AM, un indicateur de Zn2+ qui sélectionne les cellules β, et la tétraméthylrhodamine, ester éthylique (TMRE) pour évaluer le potentiel de la membrane mitochondriale, le flux de mitophagie peut être quantifié spécifiquement dans les cellules β par cytométrie en flux. Ces deux approches sont très complémentaires, ce qui permet une flexibilité et une précision dans l’évaluation du contrôle de la qualité mitochondriale dans de nombreux modèles β cellules.

Introduction

Les cellules β pancréatiques produisent et sécrètent de l’insuline pour répondre aux demandes métaboliques, et le dysfonctionnement des cellules β est responsable de l’hyperglycémie et de l’apparition du diabète dans les diabètes de type 1 et de type 2. Les β-cellules couplent le métabolisme du glucose avec la sécrétion d’insuline via l’énergétique mitochondriale et la production métabolique, qui dépendent d’une réserve de masse mitochondriale fonctionnelle 1,2,3. Pour maintenir une fonction optimale des β cellules, les cellules β s’appuient sur des mécanismes de contrôle de la qualité mitochondriale pour éliminer les mitochondries âgées ou endommagées et préserver la masse mitochondriale fonctionnelle4. L’autophagie mitochondriale sélective, également connue sous le nom de mitophagie, est un élément clé de la voie de contrôle de la qualité mitochondriale.

Les évaluations de la mitophagie dans les cellules vivantes reposent souvent sur les changements du pH mitochondrial qui se produisent au cours de la mitophagie. Les mitochondries ont un pH légèrement alcalin et les mitochondries saines résident normalement dans le cytosol au pH neutre. Au cours de la mitophagie, les mitochondries endommagées ou dysfonctionnelles sont sélectivement incorporées dans les autophagosomes et finissent par être éliminées dans les lysosomes acides5. Plusieurs modèles murins rapporteurs de mitophagie transgénique in vivo, tels que mt-Keima6, mitoQC7 et CMMR8, ainsi que des sondes de mitophagie transfécondables, telles que le plasmide Cox8-EGFP-mCherry9, utilisent ce changement de pH pour fournir des évaluations quantitatives de la mitophagie. L’utilisation de souris transgéniques exprimant la sonde métrique à double rapport d’excitation sensible au pH mt-Keima a été optimisée pour les évaluations de mitophagie dans les îlots pancréatiques et les cellules β par cytométrie en flux10,11. Le rapport entre les émissions de longueur d’onde mt-Keima acides/neutres (le rapport entre l’excitation acide de 561 nm et l’excitation neutre de 480 nm) peut être utilisé pour quantifier de manière robuste la mitophagie 6,12.

Ce protocole décrit une approche optimisée pour évaluer le flux de mitophagie dans les îlots primaires et les cellules β isolées de souris transgéniques mt-Keima10,11. Bien que mt-Keima soit une sonde très sensible, elle nécessite soit des schémas de sélection animale compliqués, soit la transfection de cellules, ce qui peut souvent être difficile lorsqu’on travaille en combinaison avec d’autres modèles génétiques ou avec des îlots humains primaires. De plus, l’utilisation de plusieurs lasers et détecteurs à fluorescence pour identifier les populations cellulaires neutres et acides peut limiter l’utilisation combinatoire d’autres rapporteurs fluorescents.

Pour surmonter ces défis, ce protocole décrit également une méthode complémentaire, à canal fluorescent unique, à base de colorant, pour une détection robuste de la mitophagie dans les cellules β provenant d’îlots de souris isolés. Cette approche, connue sous le nom de méthode MtPhagogy, utilise une combinaison de trois colorants perméables aux cellules pour sélectionner les cellules β, quantifier les populations cellulaires subissant activement la mitophagie et évaluer simultanément le potentiel de membrane mitochondriale (MMP ou Δψm).

Le premier de ces colorants est le Fluozin-3-AM, un indicateur de Zn2+ perméable aux cellules avec un Ex/Em 494/516 nm13. Les îlots de souris comprennent une population hétérogène de cellules fonctionnellement distinctes, y compris des cellules α, β, δ et PP. Les cellules β comprennent environ 80 % des cellules de l’îlot de souris et se distinguent des autres types de cellules d’îlots en raison de leur concentration élevée en Zn2+ dans les granules d’insuline14,15, ce qui permet d’identifier les cellules β comme étant la populationélevée de Fluozin-3-AM. Le colorant MtPhago, un colorant sensible au pH qui est immobilisé sur les mitochondries via une liaison chimique et émet une faible fluorescence, est également utilisé dans ce protocole16. Lors de l’induction de la mitophagie, les mitochondries endommagées sont incorporées dans le lysosome acide et le colorant MtPhagy augmente son intensité de fluorescence dans l’environnement à faible pH (Ex/Em 561/570-700 nm).

De plus, la tétraméthylrhodamine, ester éthylique (TMRE), est utilisée pour évaluer la MMP. Le TMRE est un colorant chargé positivement perméable aux cellules (Ex/Em 552/575 nm) qui est séquestré par les mitochondries saines en raison de la charge négative relative maintenue par leur potentiel membranaire17. Les mitochondries endommagées ou malsaines dissipent leur potentiel membranaire, ce qui entraîne une diminution de la capacité à séquestrer l’ERM. En utilisant ces colorants ensemble, les cellules β subissant une mitophagie peuvent être identifiées comme la populationà haute teneur enFluozine à haute teneur en TMREparcytométrie en flux. Étant donné que la mitophagie est un processus dynamique plutôt que statique, ce protocole a été optimisé pour évaluer le flux de mitophagie à l’aide de la valinomycine, un ionophore K+ qui induit la mitophagie après dissipation de MMP18. La comparaison de la mitophagie en présence et en absence de valinomycine permet d’évaluer le flux de mitophagie dans différents groupes d’échantillons.

La nature colorante de l’approche actuelle permet de l’extrapoler aux îlots humains et à d’autres types de cellules difficiles à transfecter et de contourner la nécessité de schémas de sélection animale compliqués, contrairement au protocole mt-Keima. L’objectif principal de ce protocole est de quantifier la mitophagie dans les cellules β au niveau de la cellule unique via deux méthodes indépendantes basées sur la cytométrie en flux. Pris ensemble, ce protocole décrit deux méthodes puissantes et complémentaires qui permettent à la fois précision et flexibilité dans l’étude quantitative du contrôle de la qualité mitochondriale.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Les études animales présentées dans ce protocole ont été examinées et approuvées par le Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’Université du Michigan. Des souris mâles C57BL/6J âgées de vingt semaines, soumises à un régime régulier de 15 semaines en graisses (RFD) ou à un régime riche en graisses (HFD), ont été utilisées pour cette étude.

1. Évaluation de la mitophagie par l’approche MtPhagy à base de colorant (Méthode 1)

  1. Préparation et traitement des îlots de la souris
    1. Effectuez la culture des îlots pancréatiques et l’exposition à la valinomycine en suivant les étapes ci-dessous.
      1. Isolez les îlots de souris d’un régime alimentaire régulier en graisses (RFD) ou d’un régime riche en graisses (HFD, 60 kcal% Fat19), en suivant les méthodes décrites précédemment 2,10.
      2. Cultiver des échantillons d’îlots pancréatiques pendant la nuit à 37 °C dans un milieu RPMI complété par 100 unités/mL d’antibiotique-antimycosique, 50 unités/mL de pénicilline-streptomycine, 1 mM de pyruvate de sodium, 10 mM de HEPES et 10 % de sérum de veau fœtal (FBS) (voir le tableau des matériaux). Ce milieu sera appelé « milieu d’îlot ».
      3. À l’aide d’une pipette, prélever 100 îlots par condition dans des boîtes de Pétri de 6 cm dans 2 mL de milieu d’îlots.
        REMARQUE : Conditions utilisées pour ce protocole : (1) Contrôle non coloré : îlots RFD non colorés ; (2) Contrôle DAPI uniquement : îlots RFD colorés avec DAPI ; (3) Contrôle de Fluozin-3-AM uniquement : îlots RFD colorés avec Fluozin-3-AM ; (4) Contrôle MtPhagy uniquement : îlots RFD colorés avec MtPhagy ; (5) Contrôle TMRE uniquement : îlots RFD colorés avec TMRE ; (6) RFD non traité : îlots RFD colorés avec MtPhagy, TMRE, Fluozin-3-AM et DAPI ; (7) Îlots RFD exposés à la valinomycine : Îlots RFD exposés à la valinomycine et colorés avec MtPhagy, TMRE, Fluozin-3-AM et DAPI ; (8) HFD non traité : îlots HFD colorés avec MtPhagy, TMRE, Fluozin-3-AM et DAPI ; (9) Îlots HFD exposés à la valinomycine : Îlots HFD exposés à la valinomycine et colorés avec MtPhagy, TMRE, Fluozin-3-AM et DAPI.
      4. Pour les conditions (7) et (9) (voir NOTE ci-dessus) exposées à la valinomycine, ajouter 2 μL de stock de valinomycine à 250 nΜ (voir tableau des matériaux) aux îlots de Pétri pendant 3 h pour induire la mitophagie.
    2. Effectuer la dissociation d’une seule cellule.
      1. Après 3 h d’exposition à la valinomycine, prélever 100 îlots de chaque condition dans des tubes de microcentrifugation séparés à l’aide d’une pipette.
      2. Essorer les îlots à 350 x g pendant 1 min à 10 °C et jeter le surnageant à l’aide d’une pipette.
      3. Laver les échantillons 2 fois avec 1 mL de solution saline tamponnée au phosphate (PBS), en effectuant des étapes d’essorage (350 x g/1 min, 10 °C) entre chaque lavage. Jeter le surnageant à l’aide d’une pipette après chaque lavage.
      4. Pour dissocier les îlots en cellules individuelles, ajouter 500 μL de trypsine à 0,05 % (préchauffée à 37 °C) dans le tube de microcentrifugation d’un échantillon afin d’éviter une digestion excessive des îlots. Pipetez de haut en bas à plusieurs reprises jusqu’à ce que les îlots soient visiblement dispersés.
      5. Ajouter immédiatement 1 mL de milieu d’îlot préchauffé pour neutraliser la trypsine. Répétez la trypsinisation et la neutralisation pour chaque échantillon, un à la fois.
      6. Essorer les échantillons à 500 x g pendant 5 min à 10 °C. Retirer le surnageant à l’aide d’une pipette, en prenant soin de ne pas déranger la pastille.
        REMARQUE : Les pastilles seront délicates pour les échantillons exposés à la valinomycine.
      7. Laver les échantillons 2 fois avec un milieu RPMI, sans rouge phénolique, complété par 100 unités/mL d’antibiotique-antimycosique, 50 unités/mL de pénicilline-streptomycine, 1 mM de pyruvate de sodium, 10 mM de HEPES et 10 % d’albumine sérique bovine (BSA). Ce milieu sera appelé « milieu d’écoulement d’îlots ». Inclure des étapes d’essorage (350 x g/1 min, 10 °C) entre chaque lavage. Jeter le surnageant à l’aide d’une pipette après chaque lavage.
    3. Colorer les cellules avec MtPhagy, TMRE, Fluozin-3-AM et DAPI pour les préparer à la cytométrie en flux.
      1. Remettre en suspension des échantillons d’îlots pancréatiques dans 500 μL de milieu d’écoulement d’îlots.
      2. Ajouter 0,25 μL de 100 μM de MtPhagy (voir le tableau des matériaux) aux tubes recevant le colorant MtPhagy (conditions 4, 6, 7, 8 et 9, NOTE à l’étape 1.1.1).
      3. Ajouter 0,25 μL de 100 μM de TMRE (voir le tableau des matériaux) aux tubes recevant le colorant TMRE (conditions 5, 6, 7, 8 et 9).
      4. Ajouter 0,25 μL de 1 mM de Fluozin-3-AM (voir le tableau des matériaux) aux tubes recevant le colorant Fluozin-3-AM (conditions 3, 6, 7, 8 et 9).
      5. Tubes vortex à basse vitesse pendant 5 s pour mélanger.
      6. Envelopper les tubes de la microcentrifugeuse dans du papier d’aluminium à l’abri de la lumière et incuber à 37 °C pendant 30 min. À mi-incubation, les tubes vortex à basse vitesse pendant 5 à 10 s se mélangent.
      7. Après incubation, centrifuger des échantillons à 350 x g pendant 1 min à 10 °C. Jeter le surnageant à l’aide d’une pipette.
      8. Remettre les échantillons en suspension dans un milieu d’écoulement d’îlot de 500 μL. Ajouter 0,2 μg/mL de DAPI (voir le tableau des matériaux) aux conditions 2, 6, 7, 8 et 9.
      9. Essorer les échantillons à 350 x g pendant 1 min à 10 °C. Jeter le surnageant à l’aide d’une pipette et remettre en suspension dans 500 μL de milieu d’écoulement des îlots pancréatiques.
      10. Placer les échantillons sur de la glace.
  2. Cytométrie en flux
    1. Démarrez l’instrument (voir Tableau des matériaux).
      REMARQUE : N’importe quel cytomètre en flux avec les filtres appropriés fonctionnera. Les filtres suivants ont été utilisés dans cette étude : (1) VL1 pour DAPI : Excitation/Émission - 405 nm/440 nm (50 nm) ; (2) BL1 pour Fluozin-3-AM : Excitation/Émission - 488 nm/530 nm (30 nm) ; (3) BL2 pour le colorant MtPhagy : Excitation/Émission - 488 nm/590 nm (40 nm) ; (4) YL1 pour TMRE : Excitation/Émission - 561 nm/585 nm (16 nm).
    2. Ajustez les tensions pour la diffusion directe (FSC) et latérale (SSC) pour vous assurer que les populations cellulaires sont au centre du nuage de points. Pour ce protocole, les tensions utilisées étaient de 120 V pour le FSC et de 260 V pour le SSC afin de garantir que les cellules se situent uniformément dans le FSC-A par rapport au FSC-A. Graphique SSC-A (figure 1A).
    3. Pour exclure les cellules non individuelles, ajoutez une porte rectangulaire sur FSC-H vs. FSC-W suivi de SSC-H vs. SSC-W (Figure 1B, C).
    4. Ajustez les tensions et la compensation pour le DAPI afin de filtrer les cellules β sous tension. Définir des grilles de fluorescence pour chaque fluorophore utilisé en fonction de l’échantillon RFD non coloré (figures 1D-F).
      REMARQUE : Tensions utilisées pour chaque canal : (1) VL1 : 320-360 V ; (2) BL1 : 300 à 340 V ; (3) BL2 : 260 à 300 V ; (4) YL1 : 300 à 340 V.
    5. Une fois les points de contrôle établis, collectez 10 000 événements par échantillon.
      NOTA : À l’aide de cette approche de déclenchement, les niveaux de mitophagie dans des conditions basales et lors de l’induction de la valinomycine ont été évalués dans les îlots RFD et HFD (Figure 2).
    6. Enregistrez les données sous forme de fichiers FCS pour les analyser.

2. Évaluation de la mitophagie à l’aide du rapporteur mt-Keima génétiquement codé (Méthode 2)

  1. Préparation d’îlots de souris et dissociation d’une cellule unique
    1. Effectuez la culture des îlots pancréatiques et l’exposition à la valinomycine en suivant les étapes ci-dessous.
      1. Isolez les îlots pancréatiques de souris de type sauvage (WT) et mt-Keima/+ (mt-Keima)6. Dans cette méthode, des souris mâles de 20 semaines nourries avec des souris RFD WT ou mt-Keima/+ ont été utilisées.
      2. Cultiver des échantillons d’îlots pancréatiques pendant la nuit à 37 °C dans un milieu d’îlots.
      3. À l’aide d’une pipette, prélever 100 îlots par condition dans des boîtes de Pétri de 6 cm avec 2 mL de milieu d’îlots.
        NOTA : Conditions utilisées pour ce protocole : (1) Témoin non coloré : îlots WT non colorés ; (2) Contrôle DAPI uniquement : îlots WT colorés au DAPI ; (3) Lutte contre la Fluozine-3-AM uniquement : îlots WT colorés à la Fluozine-3-AM ; (4) contrôle du mt-Keima uniquement : îlots mt-Keima/+ non colorés ; (5) Non traité : îlots mt-Keima/+ colorés à la Fluozin-3-AM et au DAPI ; (6) Valinomycine : îlots mt-Keima/+ exposés à la valinomycine et colorés à la fluozine-3-AM et au DAPI.
      4. Pour la condition (6) avec exposition à la valinomycine, ajouter 2 μL de stock de valinomycine à 250 nM aux îlots pancréatiques dans une boîte de Pétri pendant 3 h pour induire la mitophagie.
    2. Effectuer la dissociation d’une seule cellule.
      1. Effectuez les étapes de dissociation d’une seule cellule, comme décrit à l’étape 1.1.2.
    3. Colorer les cellules avec Fluozin-3-AM et DAPI.
      1. Remettre en suspension des échantillons d’îlots pancréatiques dans 500 μL de milieu d’écoulement d’îlots.
      2. Ajouter 0,25 μL de 1 mM de Fluozin-3-AM dans les tubes recevant le colorant Fluozin-3-AM (conditions 3, 5 et 6).
      3. Incuber les cellules à 37 °C et procéder au traitement DAPI, comme décrit aux étapes 1.1.3.5 à 1.3.10.
  2. Cytométrie en flux
    1. Démarrez l’instrument. N’importe quel cytomètre en flux avec les filtres appropriés fonctionnera.
      NOTA : Les filtres suivants ont été utilisés dans cette étude : (1) VL1 pour DAPI : Excitation/Émission - 405 nm/440 nm (50 nm) ; (2) BL1 pour Fluozin-3-AM : Excitation/Émission - 488 nm/530 nm (30 nm) ; (3) VL3 pour le neutre mt-Keima : Excitation/Émission - 405 nm/603 nm (48 nm) ; (4) YL2 pour l’acide mt-Keima : Excitation/Émission - 561 nm/620 nm (15 nm).
    2. Ajustez les tensions FSC et SSC et excluez les cellules non simples comme décrit aux étapes 1.2.2 à 1.2.3 (figures 3A à C).
    3. Ajustez les tensions et la compensation pour le DAPI, la Fluozine-3-AM et le mt-Keima à l’aide de témoins non colorés et à positif unique (conditions 1 à 4) pour vous assurer que les populations cellulaires positives à la fluorescence peuvent être distinguées des cellules non colorées. Une fois que la compensation appropriée a été appliquée à chaque canal, réglez la porte négative DAPI et les portes positives Fluozin-3-AM pour filtrer les cellules β vivantes (figures 3D-E).
    4. Mettre en place un schéma de contrôle triangulaire à l’aide de l’échantillon positif mt-Keima (condition 4) pour identifier les populations de cellules acides et neutres (Figure 3F).
      REMARQUE : Tensions généralement utilisées pour chaque canal : (1) VL1 : 320-340 V ; (2) BL2 : 260 à 280 V ; (3) VL3 : 280 à 300 V ; (4) YL2 : 280 à 300 V.
    5. Une fois les points de contrôle établis, collectez 10 000 événements par échantillon. Les schémas de déclenchement pour les conditions 5 et 6 sont illustrés à la figure 3A-G.
    6. Enregistrez les données sous forme de fichiers FCS pour les analyser.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Évaluation de la mitophagie via l’approche MtPhagy à base de colorants
Cette approche basée sur les colorants a été optimisée pour analyser le flux de mitophagie dans les cellules β primaires de souris sans avoir besoin d’un rapporteur génétique, en utilisant Fluozin-3-AM, TMRE et MtPhagy ainsi que DAPI pour exclure les cellules mortes. En associant ces colorants à la valinomycine pour induire la mitophagie, ce protocole décrit une méthode à base de colorants pour mesurer sélectivement le flux de mito...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Ce protocole décrit deux méthodes complémentaires pour quantifier le flux de mitophagie dans les îlots primaires dissociés de souris. À l’aide de la méthode mt-Keima, une augmentation de la mitophagie a été quantifiée comme une augmentation du rapport entre les cellules acides (561 nm) et neutres (405 nm), tandis que dans la méthode MtPhago, l’augmentation du flux de mitophagie a été quantifiée comme une augmentation de la populationde cellules à faible TMREà haute teneur enFluozine. Ces ...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

SAS a reçu une subvention d’Ono Pharmaceutical Co., Ltd. et est consultant pour Novo Nordisk.

Remerciements

E.L-D. reconnaît le soutien des NIH (T32-AI007413 et T32-AG000114). SAS reconnaît le soutien de la FRDJ (COE-2019-861), du NIH (R01 DK135268, R01 DK108921, R01 DK135032, R01 DK136547, U01 DK127747), du ministère des Anciens Combattants (I01 BX004444), de la famille Brehm et de la famille Anthony.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Antibiotique-AntimycosiqueLife Technologies15240-062
Attune NxT Cytomètreen Flux Thermofisher ScientificA24858
Dimethyl SulfoxideSigma-Aldrich317275
Fatty Acid Free heat shock BSA poudre EquitechBAH66
Sérum fœtal bovinGemini Bio900-108
Fluozin-3AM  ;Thermofisher Scientific  ;F24195100 &mu ; g Fluozin-3AM poudre reconstituée en 51 &mu ; L DMSO et 51 &mu ; L Pluronic F-127 pour atteindre 1 mM de stock.
Gibco  ; RPMI 1640 MediumFisher Scientific11-875-093
HEPES (1M)Life Technologies15630-080
MtPhagy dyeDojindoMT02-105 &mu ; g de poudre de MtPhagy reconstituée avec 50 &mu ; L DMSO pour atteindre 100 &mu ; M stock.  ;
MtPhagy colorantDojindoMT02-10
Pénicilline-Streptomycine (100x)Life Technologies15140-1221x Solution utilisée dans le procotol par dilution 1:10 dans ddH2O
Solution saline tamponnée, 10xFisher ScientificBP399-201x Solution utilisée dans le procotol par dilution 1:10 dans du ddH2
O Pyruvate de sodium (100x)Life Technologies11360-0705 &mu ; g de poudre de MtPhagy reconstituée avec 50 &mu ; L DMSO pour atteindre 100 &mu ; M stock.  ;
TMRE [Tétraméthylrhodamine, ester éthylique, perchlorate]AnaspecAS-88061Poudre TMRE reconstituée dans DMSO pour atteindre 100 &mu ; Stock M.
Trypsine-EDTA (0,05 %), rouge de phénolThermofisher Scientific25300054
ValinomycinSigmaV0627Poudre de valinomycine reconstituée dans le DMSO pour atteindre un stock de 250 nM.

Références

  1. Kaufman, B. A., Li, C., Soleimanpour, S. A. Mitochondrial regulation of β-cell function: maintaining the momentum for insulin release. Molecular Aspects of Medicine. 42, 91-104 (2015).
  2. Soleimanpour, S. A., et al. The diabetes susceptibility gene Clec16a regulates mitophagy. Cell. 157 (7), 1577-1590 (2014).
  3. Pearson, G., et al. Clec16a, Nrdp1, and USP8 form a ubiquitin-dependent tripartite complex that regulates β-cell mitophagy. Diabetes. 67 (2), 265-277 (2018).
  4. Hattori, N., Saiki, S., Imai, Y. Regulation by mitophagy. International Journal of Biochemistry and Cell Biology. 53, 147-150 (2014).
  5. Berezhnov, A. V., et al. Intracellular pH modulates autophagy and mitophagy. Journal of Biological Chemistry. 291 (16), 8701-8708 (2016).
  6. Sun, N., et al. Measuring in vivo mitophagy. Molecular Cell. 60 (4), 685-696 (2015).
  7. McWilliams, T. G., et al. mito-QC illuminates mitophagy and mitochondrial architecture in vivo. Journal of Cell Biology. 214 (3), 333-345 (2016).
  8. Aoyagi, K., et al. A new beta cell-specific mitophagy reporter mouse shows that metabolic stress leads to accumulation of dysfunctional mitochondria despite increased mitophagy. Diabetologia. 66 (1), 147-162 (2023).
  9. Ma, X., Ding, W. X. A fluorescence imaging based-assay to monitor mitophagy in cultured hepatocytes and mouse liver. Liver Research. 5 (1), 16-20 (2021).
  10. Sidarala, V., et al. Mitophagy protects β cells from inflammatory damage in diabetes. JCI Insight. 5 (24), 141138(2020).
  11. Gingerich, M. A., et al. An intrinsically disordered protein region encoded by the human disease gene CLEC16A regulates mitophagy. Autophagy. 19 (2), 525-543 (2023).
  12. Sun, N., Malide, D., Liu, J., Rovira, I. I., Combs, C. A., Finkel, T. A fluorescence-based imaging method to measure in vitro and in vivo mitophagy using mt-Keima. Nature Protocols. 12 (8), 1576-1587 (2017).
  13. Zhao, J., Bertoglio, B. A., Gee, K. R., Kay, A. R. The zinc indicator FluoZin-3 is not perturbed significantly by physiological levels of calcium or magnesium. Cell Calcium. 44 (4), 422-426 (2008).
  14. Da Silva Xavier, G. The Cells of the Islets of Langerhans. Journal of Clinical Medicine. 7 (3), 54(2018).
  15. Thapa, B., et al. Imaging β-cell function using a zinc-responsive MRI contrast agent may identify first responder islets. Frontiers in Endocrinology. 12, 809867(2022).
  16. Iwashita, H., et al. Live cell imaging of mitochondrial autophagy with a novel fluorescent small molecule. ACS Chemical Biology. 12 (10), 2546-2551 (2017).
  17. Crowley, L. C., Christensen, M. E., Waterhouse, N. J. Measuring mitochondrial transmembrane potential by TMRE staining. Cold Spring Harbor Protocols. 2016 (12), 087361(2016).
  18. Klein, B., Wörndl, K., Lütz-Meindl, U., Kerschbaum, H. H. Perturbation of intracellular K(+) homeostasis with valinomycin promotes cell death by mitochondrial swelling and autophagic processes. Apoptosis. 16 (11), 1101-1117 (2011).
  19. Ji, Y., et al. Toll-like receptors TLR2 and TLR4 block the replication of pancreatic β cells in diet-induced obesity. Nature Immunology. 20 (6), 677-686 (2019).
  20. Sauvat, A., et al. Quantification of cellular viability by automated microscopy and flow cytometry. Oncotarget. 6 (11), 9467-9475 (2015).
  21. Liu, Y. T., et al. Mt-Keima detects PINK1-PRKN mitophagy in vivo with greater sensitivity than mito-QC. Autophagy. 17 (11), 3753-3762 (2021).
  22. Mauro-Lizcano, M., et al. New method to assess mitophagy flux by flow cytometry. Autophagy. 11 (5), 833-843 (2015).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Mots-clés

Mitophagie des cellules b tacellules b ta pancr atiquescontr le de la qualit mitochondrialesouris Mt Keimacolorant MtPhagycytom trie en fluxrapporteur g n tique de la mitophagiepotentiel de membrane mitochondrialeFluozin 3 AM
Approches complémentaires pour interroger le flux de mitophagie dans les cellules β pancréatiques
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d'utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.