Article de méthode

Un modèle porcin d’insuffisance respiratoire aiguë avec perfusion continue d’acide oléique

2.2K vues

⸱

DOI :

10.3791/65963

⸱

8 mars 2024

 ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, Vanderbilt University Medical Center, 2Department of Biomedical Engineering, Vanderbilt University, 3Department of Surgery, Vanderbilt University Medical Center

Dans cet article

Résumé

L’injection continue d’acide oléique dans l’artère pulmonaire d’un porc adulte anesthésié induit une insuffisance respiratoire aiguë, permettant une expérimentation contrôlée lors de la décompensation respiratoire aiguë.

Résumé

Ce protocole décrit un modèle de détresse respiratoire aiguë utilisant une perfusion d’acide oléique administrée de manière centralisée chez des porcs du Yorkshire. Avant l’expérimentation, chaque porc a subi une anesthésie générale, une intubation endotrachéale et une ventilation mécanique, et a été équipé de cathéters bilatéraux d’accès vasculaire central de la veine jugulaire. L’acide oléique a été administré par un cathéter artériel pulmonaire dédié à un débit de 0,2 mL/kg/h. La perfusion a duré de 60 à 120 min, provoquant une détresse respiratoire. Tout au long de l’expérience, divers paramètres, notamment la fréquence cardiaque, la fréquence respiratoire, la pression artérielle, la pression veineuse centrale, la pression artérielle pulmonaire, la pression capillaire pulmonaire, le dioxyde de carbone en fin d’expiration, les pressions maximales des voies respiratoires et les pressions de plateau, ont été surveillés. Vers la marque des 60 minutes, des diminutions de la pression artérielle partielle en oxygène (PaO2) et de la fraction de l’hémoglobine saturée en oxygène (SpO2) ont été observées. Une instabilité hémodynamique périodique, accompagnée d’une augmentation aiguë de la pression artérielle pulmonaire, s’est produite pendant la perfusion. Après la perfusion, l’analyse histologique du parenchyme pulmonaire a révélé des changements indiquant des lésions parenchymateuses et des processus pathologiques aigus, confirmant l’efficacité du modèle pour simuler la décompensation respiratoire aiguë.

Introduction

L’utilisation de modèles porcins dans la recherche translationnelle revêt une importance significative pour faire progresser notre compréhension de la médecine humaine1. Les modèles porcins, en raison de leurs similitudes physiologiques et anatomiques avec l’homme, constituent une plate-forme précieuse pour l’étude de maladies complexes et d’interventions thérapeutiques1. Dans le contexte de l’insuffisance respiratoire aiguë, les modèles porcins offrent une occasion unique d’étudier les mécanismes physiopathologiques, d’évaluer les stratégies de traitement et d’évaluer les interventions potentielles 1,2,3. La capacité de reproduire des aspects clés de la physiologie respiratoire humaine et des réponses à divers stimuli dans des modèles porcins permet une évaluation complète des modalités thérapeutiques avant de passer aux essais sur l’homme 1,2,3. Ce paradigme de recherche permet aux chercheurs de combler le fossé entre les investigations précliniques et l’application clinique, facilitant ainsi le développement de nouvelles thérapies et améliorant les résultats pour les patients1. Par conséquent, l’établissement d’un modèle d’insuffisance respiratoire aiguë porcin efficient et reproductible constitue un outil crucial pour faire progresser les connaissances sur les maladies respiratoires et guider le développement d’interventions efficaces en médecine humaine1.

La détresse respiratoire, une condition médicale critique, a connu des progrès limités dans son diagnostic et sa prise en charge au cours des trois dernières décennies4. Les paramètres d’évaluation et de triage actuellement utilisés, qui comprennent les symptômes subjectifs, les résultats de l’examen physique, la SpO2 et la fréquence respiratoire, présentent souvent des limites dans la détection des affections pulmonaires aiguës à un stade précoce 5,6,7. Cette insuffisance nuit non seulement à l’efficacité du triage et de l’allocation des ressources, mais ne permet pas non plus d’assurer un suivi quantitatif efficace de la progression de la maladie et de la réponse au traitement chez les patients atteints de maladies pulmonaires chroniques. Le paysage émergent des maladies respiratoires chroniques, telles que la COVID longue, ainsi que le fardeau des insuffisances respiratoires aiguës sur les ressources hospitalières, soulignent le besoin urgent d’étendre la recherche translationnelle et de favoriser l’innovation dans la gestion des maladies respiratoires.

L’infusion directe d’acide oléique dans la circulation sanguine d’un porc a été reconnue comme une méthode robuste pour induire une détresse respiratoire aiguë8. L’acide oléique, un acide gras monoinsaturé, a démontré sa capacité à déclencher des lésions pulmonaires importantes et à compromettre la fonction respiratoire lorsqu’il est introduit dans la circulation pulmonaire8. Lors de la perfusion, l’acide oléique provoque une vasoconstriction, entraînant une augmentation de la pression artérielle pulmonaire et de la résistance, entraînant une altération des échanges gazeux et de l’oxygénation9. De plus, l’acide oléique favorise l’activation des voies inflammatoires, y compris la libération de médiateurs pro-inflammatoires et le recrutement de cellules immunitaires, qui contribuent au développement de lésions pulmonaires et de détresse respiratoire10. Tout cela entraîne une hypoxémie sévère, une augmentation de la pression artérielle pulmonaire et l’accumulation d’eau pulmonaire extravasculaire11. L’évaluation histologique du parenchyme pulmonaire a révélé des lésions qui ne peuvent être distinguées d’une détresse respiratoire aiguë humaine9.

Cet article détaille une méthode impliquant l’administration directe d’acide oléique dans l’artère pulmonaire pour induire une détresse respiratoire aiguë, évitant ainsi une atteinte hémodynamique sévère et incurable. La méthode décrite devrait être un outil précieux pour les futurs chercheurs qui exploreront les mécanismes physiopathologiques sous-jacents de l’insuffisance respiratoire aiguë et évalueront les interventions et les innovations thérapeutiques potentielles.

Protocole

Le protocole a reçu l’approbation du Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’Université Vanderbilt (protocole M1800176-00) et a strictement respecté les directives de l’Institut national de la santé pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Des porcs Yorkshire mâles et femelles, pesant environ 40 à 45 kg, ont été utilisés dans cette expérience. Les animaux ont été obtenus d’une source commerciale (voir la Table des matières). La pratique actuelle n’implique pas de dépistage des affections médicales préexistantes chez les porcs acquis. Bien qu’il soit reconnu que cette pratique pourrait potentiellement interférer avec les résultats escomptés ou les masquer, elle est considérée comme peu probable selon le fournisseur, et cette limitation est acceptée.

1. Préparation des animaux

  1. Anesthésie et ventilation
    1. Anesthésier le porc par injection intramusculaire de kétamine (2,2 mg/kg) / xylazine (2,2 mg/kg) / télazol (4,4 mg/kg) et positionner l’animal en position couchée sur le dos (couché) sur la table d’opération.
    2. Maintenez l’anesthésie générale en instaurant un anesthésique par inhalation, à 1 % d’isoflurane.
    3. Exposez les cordes vocales par la bouche à l’aide d’un laryngoscope et intubez12 avec une sonde endotrachéale de 6,5 mm (voir le tableau des matériaux). Gonflez le brassard du tube avec 3 à 5 ml d’air à l’aide d’une seringue sans aiguille attachée.
      REMARQUE : Effectuez immédiatement une capnographie de dioxyde de carbone (CO2) après la canulation trachéale pour assurer un placement correct du tube, et mesurez le CO2 avec une ventilation indiquant une ventilation appropriée.
    4. Utilisez un cathéter intraveineux (IV) de 18 g à 24 g placé dans la veine centrale ou marginale de l’oreille sur la face postérieure du pavillon pour administrer des médicaments peropératoires (au besoin) et euthanasiés au porc.  Fixez le cathéter IV avec du ruban adhésif de 1 pouce.
    5. Régler la ventilation mécanique sur des réglages de ventilation à volume contrôlé avec un volume courant de 8 mL/kg.
      REMARQUE : La surveillance de l’anesthésie est effectuée tout au long de l’expérience. Les signes vitaux, la réponse au stimulus, la présence ou l’absence de mouvement, la laxité du tonus de la mâchoire, les changements de la fréquence cardiaque, leCO2 en fin d’expiration et la variation de la fréquence respiratoire sont surveillés par un technicien indépendant du laboratoire animalier. Des ajustements à la dose d’anesthésique inhalée sont effectués en fonction de ces évaluations. L’administration analgésique de buprénorphine par bolus est effectuée. Ajustez la fréquence respiratoire sur le ventilateur mécanique pour maintenir un CO2 en fin d’expiration de 35-40 mmHg tout au long de l’expérience.
  2. Canulation et surveillance
    1. Désinfectez l’ensemble de la partie antérieure du cou avec une solution de gommage à la chlorhexidine à 2 %, suivie d’un spray de solution de providone-iode à 5 %.
    2. Exposer chirurgicalement les veines jugulaires internes et externes droite et gauche (IJ et EJ) et les artères carotides (AC) avec une incision verticale, d’environ 7 à 8 cm, immédiatement latérale à la trachée de chaque côté à l’aide d’une lame n° 23 au sternum13.
      REMARQUE : Une approche chirurgicale de réduction est choisie pour l’accès vasculaire en raison des défis posés par une technique Seldinger percutanée guidée par échographie14 chez les porcs. La peau dure et la taille vasculaire rendent une approche réduite plus réalisable. Les vaisseaux cervicaux sont préférés pour les cathéters artériels pulmonaires bilatéraux (PAC), bien que l’accès fémoral soit une option. Le choix de la veine jugulaire (IJ ou EJ) est à la discrétion de la liste de procédure. Celui qui a le plus grand diamètre peut être canulé et utilisé pour le cathétérisme cardiaque.
    3. Disséquez les muscles et le tractus de la sangle au besoin à l’aide de ciseaux à tissus Kelly et d’écarteurs Lahey13 (voir le tableau des matériaux).
    4. Après l’exposition, placez deux canules 8,5 Fr et deux PAC en utilisant la technique Seldinger14.
      REMARQUE : Le cathéter de la veine jugulaire droite et le PAC sont dédiés à l’administration de volume et à la surveillance hémodynamique. Le cathéter de la veine jugulaire gauche et le CAP correspondant sont utilisés pour l’administration d’acide oléique. La mise en place d’un double PAC est confirmée par fluoroscopie.
    5. À l’aide de la technique Seldinger, placez une ligne artérielle dans l’AC droit pour la surveillance invasive de la pression artérielle tout au long de l’expérience.
    6. Fixez tous les équipements de surveillance souhaités. Surveillez la fréquence cardiaque (FC) à l’aide de sondes de télémétrie. Surveillez la pression artérielle systolique (TAS), la pression artérielle diastolique (TAD) et la pression artérielle moyenne (PAM) en connectant un transducteur de pression au cathéter CA. Surveillez la pression artérielle pulmonaire moyenne (MPAP) et la pression veineuse centrale (CVP) à l’aide d’un système de transducteur/amplificateur de pression indépendant.
      REMARQUE : Calculez la pression du pouls comme la différence entre la TAS et la TAD, et la variabilité de la pression du pouls (PPV) en calculant la différence entre la pression du pouls maximale à l’inspiration et à l’expiration pendant le cycle respiratoire. Effectuez une thermodilution du débit cardiaque (CO) à l’aide d’un étalonnage de la température volumique et du volume spécifique à l’appareil. Pour obtenir une pression capillaire pulmonaire (PCWP), gonflez le ballonnet PAC avec 1,5 mL d’air, avancez le cathéter jusqu’à ce que les ondes « v » et « a » soient visualisées, représentant un flux sanguin restreint de droite à gauche, et enregistrez la PCWP comme valeur de pression de l’onde « a » à la fin de l’expiration16.
    7. Pour surveiller le débit d’urine, placez un cathéter de Foley (voir le tableau des matériaux) dans l’urètre du porc. Pour les porcs mâles, un cathétérisme suprapubien chirurgical est nécessaire17.
    8. Administrer des cristalloïdes (PlasmaLyte, voir Tableau des matériaux) à raison de 100 mL sur 10 min pour obtenir une PCWP de 8-12 mmHg (euvolémie) avant d’initier l’acide oléique. Vérifiez le PCWP tous les 100 mL jusqu’à ce que 10 mmHg soient atteints.

2. Infusion d’acide oléique

  1. Préparation d’acide oléique
    1. Préparez la solution d’acide oléique (16 %) en combinant 16 mL d’acide oléique avec 84 mL de solution saline normale.
      REMARQUE : Manipulez l’acide oléique avec précaution, en vous assurant que le personnel porte des gants de protection, des lunettes de sécurité et des masques pour éviter tout contact direct avec la peau, l’inhalation ou l’exposition des yeux. Une agitation fréquente est nécessaire pour éviter la séparation, et du sulfoxyde de diméthyle peut être ajouté en cas de séparation.
    2. Amorcez la solution d’acide oléique dans une ligne de liquide IV et connectez-la à l’orifice distal du cathéter de l’artère pulmonaire jugulaire gauche (voir le tableau des matériaux).
  2. Initiation de l’acide oléique
    1. Commencer la perfusion d’acide oléique à un débit de 0,2 mL/kg/h, en marquant l’heure de début officielle 18,19,20 (Figure 1).
      REMARQUE : Confirmez la surveillance hémodynamique et la mise en place du cathéter avant de commencer la perfusion d’acide oléique. Des techniques telles que la fluoroscopie ou l’échocardiographie transthoracique peuvent assurer un placement correct21,22.
    2. Immédiatement après le début du traitement de l’acide oléique, réglez les réglages du ventilateur pour imiter les conditions de l’air ambiant (FiO2 = 21 %, PEP = 0 cm H2O).
  3. Surveillance hémodynamique et respiratoire pendant la perfusion d’acide oléique
    1. Surveillez en permanence la fréquence cardiaque (FC), la fraction d’hémoglobine saturée en oxygène (SpO2), la fréquence respiratoire (RR), le dioxyde de carbone en fin d’expiration (ETCO2), la pression veineuse centrale (CVP), la pression artérielle systolique (SBP), la pression artérielle diastolique (DBP), la pression artérielle moyenne (MAP), la variabilité de la pression du pouls (PPV) et la pression artérielle pulmonaire moyenne (MPAP).
      1. Mesurez la pression artérielle partielle en oxygène (PaO2), le pH, le lactate, l’excès de bases, le débit cardiaque (CO) et la pression capillaire pulmonaire (PCWP) toutes les 30 minutes pendant les 60 à 90 premières minutes, puis toutes les 15 minutes par la suite jusqu’au sacrifice (Figure 1). Enregistrez la pression maximale des voies respiratoires et la pression de plateau en même temps que la PaO2 est mesurée.
        REMARQUE : Les valeurs de départ typiques pour les variables surveillées en continu sont de 95 % à 100 %, de 15 à 20 respirations par minute, de 25 à 35 mmHg, de 70 à 80 mmHg, de 40 à 50 mmHg, de 55 à 65 mmHg, de 1 % à 4 % et de 10 à 20 mmHg, respectivement. Les valeurs de départ pour les variables intermittentes sont respectivement 10 mmHg, 7,4, 0-2 mg/dL, -2 +2 mEq/L, >5 L/min et 8-10 mmHg.
    2. Considérez que l’expérience est terminée une fois que la PaO2 artérielle / fraction de O2 inspiré (P/F) est inférieure à <10023.
      REMARQUE : À ce stade, l’animal peut être euthanasié (voir ci-dessous) et des échantillons de pathologie pulmonaire peuvent être obtenus, au besoin (figure 2).

3. Analyse de la forme d’onde veineuse et procédure de gestion du ventilateur

  1. Analyse de la forme d’onde veineuse respiratoire non invasive
    - Indice respiratoire (RIVA-RI)
    REMARQUE : Notre équipe de recherche utilise ce modèle pour étudier les changements dans les formes d’onde veineuses pendant la détresse respiratoire. Les formes d’onde veineuses périphériques sont capturées de manière non invasive sur la partie supérieure du bras d’un porc à l’aide d’un capteur piézoélectrique (voir le tableau des matériaux). Le traitement et l’amplification du signal sont nécessaires pour l’analyse de ces formes d’onde de faible amplitude. La transformation de Fourier est ensuite appliquée pour présenter les données dans le domaine fréquentiel, révélant une forme d’onde de faible amplitude à environ 0,2 Hz (appelée « fR0 ») correspondant à la respiration. Cette hypothèse suggère que cette onde résulte de la propagation rétrograde d’une pression intrathoracique négative lors de l’inspiration de l’oreillette droite/veine cave dans tout le système veineux. Les contributions pondérées des amplitudes du signal respiratoire (fR0) peuvent être normalisées ratiométriquement pour comparer les données sur une échelle commune et améliorer les performances, et à l’amplitude de la fréquence du pouls (f0) pour produire un RIVA-RI7.
    1. Placez la piézoélectrode sur le plexus veineux de l’extrémité supérieure antérieure, immédiatement à proximité du coude.
      REMARQUE : Assurez-vous des capacités d’enregistrement et de téléchargement avec le dispositif à piézoélectrodes. Des exemples de prototypes d’enregistrement précédents peuvent être trouvés dans la littérature référencée 7,24,25,26,27.
    2. Commencez à enregistrer des formes d’onde veineuses avec le logiciel LabChart (voir Tableau des matériaux) chaque fois que des formes d’onde veineuses sont souhaitées pendant l’expérimentation.
  2. Euthanasie
    1. Confirmer le maintien de l’isoflurane à 1%.
    2. Provoquer un arrêt cardiaque par injection IV de pentobarbital sodique (125 mg/kg) (selon les protocoles approuvés par l’établissement).
    3. Confirmez l’absence de signes vitaux après l’injection pour vérifier le décès.

Résultats

Les premières données pilotes sur un seul porc montrent une augmentation de RIVA-RI avant les changements dans les autres mesures de surveillance respiratoire (RR et SpO2), conformément aux changements dans le PaO2 (figure 3). La baisse de PaO2 est le résultat « positif » que ce modèle entend atteindre. Les données préliminaires montrent également que le RIVA-RI augmente et que la PaO2 diminue avec la progression de la maladie à partir de 30 minutes (figure 3 ; flèche rouge). La PaO2 est le paramètre hémodynamique le plus intéressant dans le cadre de la surveillance de l’état respiratoire secondaire au fait qu’elle reflète l’équilibre entre l’apport et la consommation d’oxygène, quel que soit l’état clinique d’un patient28,29. Elle pilote également le diagnostic de la détresse respiratoire aiguë et la mise en œuvre de traitements30. Les deux valeurs ont changé bien avant les diminutions de la SpO2 dans le modèle porcin, qui a été retardé à la marque31 de 60 minutes (figure 3). Les données préliminaires confirment également la limitation précédemment signalée de l’utilisation unique de la SpO2 comme indicateur clinique de la gravité de la maladie pulmonaire 29,32,33,34. Ces données confirment que ce modèle décrit réussit à réaliser une insuffisance respiratoire aiguë en utilisant l’administration d’acide oléique directement par le biais d’un CAP.

En plus de l’obtention réussie d’une insuffisance respiratoire aiguë à l’aide des définitions des échanges gazeux, l’évaluation histologique du tissu pulmonaire porcin 5,6 (fixé au formol, inclus dans la paraffine et coloré à l’hématoxyline et à l’éosine) après l’obtention réussie de la détresse respiratoire a montré des changements compatibles avec la détresse respiratoire aiguë humaine (Figure 2). Cela confirme la littérature antérieure sur l’utilisation de l’acide oléique pour la détresse respiratoire aiguë9.

figure-results-1
Figure 1 : Chronologie d’une étude sur la détresse respiratoire aiguë porcine chez des porcs Yorkshire. Les valeurs RIVA-RI, les données hémodynamiques (fréquence cardiaque, fréquence respiratoire, pression artérielle, SpO2, pressions artérielles pulmonaires, pression capillaire pulmonaire, pression veineuse centrale, pression pleurale, pression de plateau et pression de pointe) et l’analyse des gaz sanguins artériels (PaO2, PaCO2, lactate, excès de base et pH) ont été obtenues toutes les 30 minutes pendant les premières 1,5 heures, puis toutes les 15 minutes par la suite jusqu’au sacrifice. Le protocole de ventilation mécanique du réseau clinique ARDS du NHLBI sera lancé lorsque le rapport P/F est de <100. Les ajustements du ventilateur suivront ce protocole avec un objectif d’oxygénation de PaO2 55-80 mmHg ou SpO2 de 88 % à 95 %. Un minimum de 2 minutes pour la capture de la forme d’onde veineuse se produira avant toute escalade de FiO2 et/ou PEP. Abréviations : ABG = gaz du sang artériel ; RIVA = Analyse de la forme d’onde veineuse respiratoire non invasive ; min = minute ; PaO2 = pression partielle de l’oxygène ; PaCO2 = pression partielle de dioxyde de carbone ; mL = millimètre ; kg = kilogramme ; h = heure ; FiO2 = fraction de l’oxygène inspiré ; PEP = pression expiratoire positive. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-2
Figure 2 : Histologie de la perfusion de poumon porcin post-acide oléique avec PaO2/FiO2 <100. Les modifications histologiques du tissu pulmonaire porcin valident ce modèle d’acide oléique avec la mise en évidence de septa alvéolaires alvéolaires dilatés par un tissu fibreux d’apparence myxoïde, d’une hyperplasie des pneumocytes et d’une infiltration lymphocytaire (flèches rouges) - signes classiques de détresse respiratoire aiguë. Barre d’échelle = 500 μm ; partie agrandie = 100 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-3
Figure 3 : Relation graphique entre RIVA-RI et PaO2 et SpO2 au cours du temps de perfusion d’acide oléique dans un modèle porcin d’un porc. Comme la détresse respiratoire aiguë est induite par la perfusion directe d’acide oléique dans l’artère pulmonaire, RIVA-RI augmente à mesure que la PaO2 (A) et la SpO2 (B) diminuent. Lorsque RIVA-RI a été visualisé dans le spectre de couleurs (C) pendant toute la durée de la perfusion d’acide oléique, une augmentation de la valeur RIVA-RI a été observée après 40 minutes de perfusion et a augmenté tout au long du développement de la détresse respiratoire. Les flèches rouges indiquent le point à 30 min où RIVA-RI et PaO2 ont commencé à changer, mais SpO2 est resté le même. Abréviations = RIVA-RI = Analyse de la forme d’onde veineuse respiratoire non invasive Indice respiratoire, PaO2 = pression partielle d’oxygène, SpO2 = saturation en hémoglobine d’oxygène, min = minutes. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

L’élément clé de ce protocole est de surveiller de près l’état hémodynamique du porc lors de l’administration d’acide oléique pour induire une détresse respiratoire15. Il est de la plus haute importance pour les chercheurs de prendre le temps nécessaire pour positionner correctement les appareils de surveillance hémodynamique. Un inconvénient spécifique de ce modèle est l’instabilité hémodynamique potentielle qui peut survenir à la suite d’une inflammation et d’une lésion du système vasculaire respiratoire 8,10,18. Bien que l’administration directe d’acide oléique dans l’artère pulmonaire entraîne moins d’instabilité que son administration à la jonction jugulaire/auriculaire, la possibilité d’une telle instabilité doit tout de même être reconnue. En règle générale, environ 45 à 60 minutes après le début de la procédure, une augmentation significative de la MPAP se produit. Par conséquent, il peut être nécessaire de fournir un soutien hémodynamique afin de réaliser une insuffisance respiratoire chez les porcs. Normalement, l’administration de 50 à 70 mcg de noradrénaline et/ou de 10 à 30 mcg d’épinéphrine pour une TAS inférieure à 60 mmHg et/ou une FC inférieure à 50 bpm corrigera la détérioration hémodynamique et permettra de poursuivre l’expérience. Le développement de l’instabilité hémodynamique a été identifié comme la principale limitation de ce modèle.

Une autre limite de ce modèle est la durée requise pour l’expérience. D’après l’expérience antérieure, il faut généralement en moyenne 60 minutes pour que les premiers signes de détresse respiratoire se manifestent. Dans la plupart des cas, la PaO2 continue de décliner ; cependant, il y a eu des cas isolés où une certaine forme d’adaptation présumée se produit, conduisant à un rebond temporaire de la PaO2. À ce jour, ce rebond n’a pas persisté plus de 30 minutes pendant la perfusion d’acide oléique. Il est important de comprendre que l’utilisation de l’acide oléique est directement toxique pour les cellules endothéliales, et cette lésion est suivie d’une augmentation de la perméabilité microvasculaire pulmonaire et d’un shunt intrapulmonaire11. Pour cette raison, on pense qu’une administration plus directe conduit à une lésion pulmonaire plus stable et isolée et à une insuffisance respiratoire aiguë – l’objectif de ce protocole.

Cette méthode a été conçue sur la base de la fusion de plusieurs rapports utilisant l’acide oléique pour induire la détresse respiratoire porcine. Boker et. al. a utilisé les lésions pulmonaires induites par l’acide oléique pour étudier les changements dans la PaO2, la compliance pulmonaire et les cytokines pro-inflammatoires pour comparer la ventilation mécanique à l’aide des faibles volumes courantsARDSnet 20. Ils ont utilisé une perfusion continue d’acide oléique, mais ont défini l’insuffisance respiratoire comme une PaO2 inférieure ou égale à 65 mmHg pour deux mesures consécutives, à 5 minutes d’intervallede 20. Ils ont soutenu leur hémodynamique par une perfusion continue de dopamine (5-12 μg/kg/min), titrée pour contrôler la MAP supérieure à 50 mmHg20. Mutch et. al.19 a également étudié les stratégies de ventilation mécanique après une détresse respiratoire aiguë à l’aide d’un modèle d’acide oléique. Ils ont placé un cathéter 5 Fr dans la veine fémorale, mais leur cathéter se terminait dans les oreillettes droites et de l’acide oléique a été administré à un taux de 0,2 mL/kg/h19. La dopamine a également été utilisée pour le soutien hémodynamique avec des objectifs de MAP de 60 mmHg19. L’insuffisance respiratoire a été définie comme une PaO2 égale ou inférieure à 60 mmHg pour deux mesures consécutives, à 5 minutes d’intervalle19. De nombreuses différences existent entre le modèle décrit dans le présent document et ces deux exemples antérieurs d’utilisation de l’acide oléique. Tout d’abord, il y avait une différence évidente dans le maintien du contrôle hémodynamique. Une perfusion vasoactive prophylactique n’a pas été souhaitée, et une administration plus réactive dès les premiers signes de détresse hémodynamique a été choisie pour ce protocole afin d’épargner au porc les médicaments vasoactifs s’ils n’étaient pas nécessaires. Une deuxième différence a été observée dans l’administration de l’acide oléique. Ils ont choisi de les administrer de manière plus systémique à travers un cathéter à lumière unique de 5 Fr qui se terminait à environ 1 à 2 cm au-dessus du diaphragme à travers la veine fémorale et une plus grande instabilité hémodynamique avec l’administration systémique a été observée. En revanche, il est nettement inférieur lorsqu’il est administré directement dans l’artère pulmonaire par le biais d’un cathéter dédié à l’artère pulmonaire.

Une autre méthode pour induire des lésions pulmonaires aiguës chez les porcs a été décrite par Rissel et. al.11, où ils ont effectué à la fois un lavage broncho-alvéolaire et une injection d’acide oléique. Leur méthode à double coup provoque clairement des lésions pulmonaires graves en imitant les deux éléments centraux du mécanisme pathologique du syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA)11 et a montré des PaO2/FiO2 similaires à 1 h marque11. Cependant, leur objectif décrit est de provoquer de graves lésions pulmonaires chez les porcs, ce qui convient à l’étude de différentes options de traitement dans le SDRA11. L’objectif du protocole décrit est de créer une insuffisance respiratoire aiguë isolée ; Par conséquent, l’ajout d’une autre étape pour assurer la déplétion du tensioactif ainsi que le collapsus alvéolaire n’a pas été jugé nécessaire et n’a pas été effectué à ce jour dans ce modèle décrit.

Compte tenu de la nécessité de l’innovation et de la recherche dans le domaine des maladies respiratoires, la mise en place d’un modèle animal efficace, fiable et reproductible est d’une importance capitale. L’utilisation de l’acide oléique pour induire une insuffisance respiratoire aiguë a été largement étudiée 8,10,11,18,19,20. Le présent rapport fournit un compte rendu détaillé de la canulation, de la surveillance hémodynamique et des stratégies d’administration d’acide oléique employées pour induire une insuffisance respiratoire aiguë chez les porcs adultes. Avec la littérature existante, cette description complète du modèle vise à faciliter l’étude d’hypothèses pivots dans le domaine par les futurs scientifiques.

Déclarations de divulgation

Un brevet provisoire sur la propriété intellectuelle associée à l’analyse de formes d’ondes veineuses respiratoires non invasives a été déposé par les auteurs (BA, CB et KH).

Remerciements

Les auteurs tiennent à remercier le Dr José A. Diaz, Jamie Adcock, Mary Susan Fultz et le S.R. Light Laboratory du Centre médical de l’Université Vanderbilt pour leur aide et leur soutien. Ce travail a été soutenu par une subvention du National Heart, Lung, and Blood Institute des National Institutes of Health (BA ; R01HL148244). Le contenu relève de la seule responsabilité des auteurs et ne représente pas nécessairement les opinions officielles des National Institutes of Health.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
1 % IsofluranePrimal, Boston, MA,États-Unis 26675-46-7https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/792632?gclid=Cj0KCQjw9fqnBhDSARIsAHl
cQYS_W-q6tS2s6LQw2Qn7Roa3T
GIpTLPf52351vrhgp44foEcRozPqt
YaAtvfEALw_wcB
Cathéter artérielMerit Medical, South Jordan, UT, États-UnisMAK401MAK Mini Access Kit 4F
Pression Artérielle AmpAD Instruments, Colorado Springs, CO, USAFE117https://www.adinstruments.com/products/bp-blood-pressure-amp
Cathéter veineux centralArrow International, Cleveland, OH, États-UnisAK-098008,5 Fr. x 4" (10 cm)
Transducteurs de pression jetablesAD Instruments, Colorado Springs, CO, États-UnisMLT0670https://www.adinstruments.com/products/disposable-bp-transducers
Edwards Lifesciences Canules veineuses à trois étagesEdwards Life Sciences, Irvine, CATF293702https://www.graylinemedical.com/products/edwards-lifesciences-triple-stage-venous-cannulas-venous-dual-stage-cannula-tf293702?variant=31851942576185&gad=1& ;
gclid=Cj0KCQiAr8eqBhD3ARIsAIe
-buNdmkzavUBaIx-1be7boWn2kW
hbUR6QCjaobB08uuK9qJW66JvY
TM4aAufGEALw_wcB
Kelly ScissorsMPM Medical Supply, Freehold, NJ 07728104-5516https://www.mpmmedicalsupply.com/products/kelly-scissors
Kendall 930 FoamElectrodesCovidien, Mansfield, MA, USA22935https://www.cardinalhealth.com/en/product-solutions/medical/patient-monitoring/electrocardiography/monitoring-ecg-electrodes/radiolucent-electrodes/kendall-930-series-radiolucent-foam-electrodes.html
Chlorhydrate de kétamine 100 mg/mL, solution injectable, 10 mLPatterson Veterinary, Loveland, CO 8053807-894-8462https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078948462?omni=ketamine
LabChart 8 softwareAD Instruments, Colorado Springs, CO, États-UnisN/A
Lahey RetractorBOSS Instruments LTD, Gordonsville, VA 2294218-1210https://bossinstruments.com/product/7-3-4-lahey-thyroid-retractor-6mmx28mm/
Acide oléiqueSigma-Aldrich, Merck, Darmstadt, AllemagneO1008https://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sial/o1008?gclid=CjwKCAjwzJmlBhBBEiwAEJy
Lu2047wRpXqF_Z2BegUyhgZJ
_WygsWfErhgrGCIyMp8PxwNH
sTZ8qARoCl1QQAvD_BwE& gcl
src=aw.ds
Cathéter IV périphérique Angiocath 18-24 G 1,16 pouceMcKesson, Irving, TX, USA329830https://mms.mckesson.com/product/329830/Becton-Dickinson-381144
PiezoelectrodeMuRata Manuractoring Co, Ltd., Nagaokakyo, Kyoto, Japon7BB-12-9https://www.murata.com/en-us/products/productdetail?partno=7BB-12-9
PlasmaLyteBaxter International, Deerfield, IL, États-Unis2B2544X https://www.ciamedical.com/baxter-2b2544x-each-solution-plasma-lyte-a-inj-ph-7-4-1000ml
Cathéter artériel pulmonaireEdwards Life Sciences, Irvine, CA131F7Swan Ganz 7F x 110cm  ;
Tubes endotrachéaux standardTeleflex, Morrisville, NC 275605-10313https://www.teleflex.com/usa/en/product-areas/anesthesia/airway-management/endotracheal-tubes/standard-tubes/index.html
Cathéter SurgiVet Clearview Foley, 8 Fr, 55 cm SiliconePenn Veterinary Supply, Inc, West Rendering, PN 13971SVCFC1030https://www.pennvet.com/customer/portal/catalog/home?urile=wcm:path%3APennVet+Catalog/Super+Sku+Catalog/SS0672/Surgivet+Clearview+Silicone+Foley+Catheters
Telazol (tiletamine HCl et zolazépam HCl), solution injectable, 5 mLPatterson Veterinary, Loveland, CO 8053807-801-4969https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078014969?omni=telazol
Welch Allyn E-MacIntosh Lamede laryngoscope standardMFIMedical, San Diego, CA 92131WLA-69242https://mfimedical.com/products/welch-allyn-e-macintosh-standard-laryngoscope-blade?variant=12965771870285¤cy
=USD& utm_medium=product_sync
& utm_source=google& utm_content
=sag_organic& utm_campaign=sag
_organic& gclid=Cj0KCQiAr8eqBhD
3ARIsAIe-buMhpgM96qRXkCUKA
6Mhmdat0p93JbecCGTaLStexhV
pkUVa9VkWUzgaAr-iEALw_wcB
Xylazine HCl 100 mg/mL, solution injectable, 50 mLPatterson Veterinary, Loveland, CO 8053807-894-5244https://www.pattersonvet.com/ProductItem/078945244
Yorkshire PigsOak Hill Genetics, Ewing, IL, États-Unis138274Porcs femelles/mâles - Yorkshire/Landrace 81 à 100 livres
Arrow-Flex https://www.adinstruments.com/products/labchart

Références

  1. Judge, E. P., et al. Anatomy and bronchoscopy of the porcine lung. A model for translational respiratory medicine. Am J Respir Cell Mol Biol. 51 (3), 334-343 (2014).
  2. Anna Bassols, C. P., et al. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteomics Clin. Appl. 8, 715-731 (2014).
  3. Hughes, G. C., Post, M. J., Simons, M., Annex, B. H. Translational physiology: porcine models of human coronary artery disease: implications for preclinical trials of therapeutic angiogenesis. J Appl Physiol. 94 (5), 1689-1701 (2003).
  4. Tobin, M. J. Respiratory monitoring. JAMA. 264 (2), 244-251 (1990).
  5. Magnusdottir, S. O., et al. Hyperoxia affects the lung tissue: A porcine histopathological and metabolite study using five hours of apneic oxygenation. Metabol Open. 4, 100018(2019).
  6. Matute-Bello, G., Frevert, C. W., Martin, T. R. Animal models of acute lung injury. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 295 (3), 379-399 (2008).
  7. Alvis, B., et al. Respiratory non-invasive venous waveform analysis for assessment of respiratory distress in coronavirus disease 2019 patients: an observational study. Crit Care Explor. 3 (10), 0539(2021).
  8. Hultkvist-Bengtsson, U., Martensson, L. Oleic acid-induced injuries in the guinea-pig. Effects of allopurinol on cell dynamics, erythrocyte-catalase and uric acid plasma levels. Clin Exp Pharmacol Physiol. 18 (3), 127-130 (1991).
  9. Jacobs, B. R., Brilli, R. J., Ballard, E. T., Passerini, D. J., Smith, D. J. Aerosolized soluble nitric oxide donor improves oxygenation and pulmonary hypertension in acute lung injury. Am J Respir Crit Care Med. 158 (5 Pt 1), 1536-1542 (1998).
  10. Lee, S. M., et al. microRNAs mediate oleic acid-induced acute lung injury in rats using an alternative injury mechanism. Mol Med Rep. 10 (1), 292-300 (2014).
  11. Rissel, R., et al. Bronchoalveolar lavage and oleic acid-injection in pigs as a double-hit model for acute respiratory distress syndrome (ARDS). J Vis Exp. 159, 61358(2020).
  12. Helen Chum, C. P. Endotracheal intubation in swine. Lab Animal. 41, 309(2012).
  13. Alessa, M. A., et al. Porcine as a training module for head and neck microvascular reconstruction. J Vis Exp. 139, 58104(2018).
  14. Higgs, Z. C., Macafee, D. A., Braithwaite, B. D., Maxwell-Armstrong, C. A. The Seldinger technique: 50 years on. Lancet. 366 (9494), 1407-1409 (2005).
  15. Wise, E. S., et al. Hemodynamic parameters in the assessment of fluid status in a porcine hemorrhage and resuscitation model. Anesthesiology. 134 (4), 607-616 (2021).
  16. Riedinger, M. S., Shellock, F. G., Swan, H. J. Reading pulmonary artery and pulmonary capillary wedge pressure waveforms with respiratory variations. Heart Lung. 10 (4), 675-678 (1981).
  17. Holliman, C. J., Kenfield, K., Nutter, E., Saffle, J. R., Warden, G. D. Technique for acute suprapubic catheterization of urinary bladder in the pig. Am J Vet Res. 43 (6), 1056-1057 (1982).
  18. Borges, A. M., et al. Challenges and perspectives in porcine model of acute lung injury using oleic acid. Pulm Pharmacol Ther. 59, 101837(2019).
  19. Mutch, W. A., et al. Biologically variable ventilation increases arterial oxygenation over that seen with positive end-expiratory pressure alone in a porcine model of acute respiratory distress syndrome. Crit Care Med. 28 (7), 2457-2464 (2000).
  20. Boker, A., et al. Improved arterial oxygenation with biologically variable or fractal ventilation using low tidal volumes in a porcine model of acute respiratory distress syndrome. Am J Respir Crit Care Med. 165 (4), 456-462 (2002).
  21. Josan, E., Pastis, N., Shaman, Z. Ultrasound guided pulmonary artery catheter insertion: An alternative to fluoroscopic guidance. Respir Med Case Rep. 38, 101678(2022).
  22. Weinberg, L., et al. Video fluoroscopy for positioning of pulmonary artery catheters in patients undergoing cardiac surgery. J Cardiothorac Vasc Anesth. 29 (6), 1511-1516 (2015).
  23. NHLBI N. Clinical network mechanical ventilation protocol summary. , ardsnet.org (2023).
  24. Alvis, B., et al. Noninvasive Venous waveform analysis correlates with pulmonary capillary wedge pressure and predicts 30-day admission in patients with heart failure undergoing right heart catheterization. J Card Fail. 28 (12), 1692-1702 (2022).
  25. Alvis, B. D., et al. Non-invasive venous waveform analysis (NIVA) for monitoring blood loss in human blood donors and validation in a porcine hemorrhage model. J Clin Anesth. 61, 109664(2020).
  26. Hocking, K. M., et al. Evaluation of common clinical and hemodynamic parameters to pulmonary capillary wedge pressures in patients undergoing right heart catheterization. Medical Research Archives: European Society of Medicine. 10, (2022).
  27. Sobey, J. H., et al. Non-invasive venous waveform analysis (NIVA) for volume assessment during complex cranial vault reconstruction: A proof-of-concept study in children. PLOS One. 15 (7), 0235933(2020).
  28. Carreau, A., El Hafny-Rahbi, B., Matejuk, A., Grillon, C., Kieda, C. Why is the partial oxygen pressure of human tissues a crucial parameter? Small molecules and hypoxia. J Cell Mol Med. 15 (6), 1239-1253 (2011).
  29. Rogers, K. M., McCutcheon, K. Four steps to interpreting arterial blood gases. J Perioper Pract. 25 (3), 46-52 (2015).
  30. Brown, S. M., et al. Nonlinear Imputation of PaO2/FiO2 from SpO2/FiO2 among patients with acute respiratory distress syndrome. Chest. 150 (2), 307-313 (2016).
  31. Sileshi, B., et al. Peripheral venous waveform analysis for detecting early hemorrhage: a pilot study. Intensive Care Med. 41 (6), 1147-1148 (2015).
  32. Eecen, C. M. W., Kooter, A. J. J. Pulse oximetry: principles, limitations and practical applications. Ned Tijdschr Geneeskd. 165, 5891(2021).
  33. Sinex, J. E. Pulse oximetry: principles and limitations. Am J Emerg Med. 17 (1), 59-67 (1999).
  34. Chan, E. D., Chan, M. M., Chan, M. M. Pulse oximetry: understanding its basic principles facilitates appreciation of its limitations. Respir Med. 107 (6), 789-799 (2013).

Réimpressions et autorisations

Mots-clés

Mod le respiratoire porcininfusion d acide ol iquecath ter d art re pulmonaireventilation m caniquecath t risme de la veine jugulairesurveillance h modynamiquepression capillaire pulmonaire coinc eanalyse des ondes veineuseshistologie pulmonaire
Un modèle porcin d’insuffisance respiratoire aiguë avec perfusion continue d’acide oléique
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d'utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.