Analyse par micro-tomodensitométrie du genou chez des cobayes Dunkin-Hartley âgés après injection intra-articulaire

Résumé

Les cochons d’Inde Dunkin-Hartley sont un modèle animal établi pour la recherche sur l’arthrose. De telles études peuvent bénéficier des injections intra-articulaires pour diverses raisons, notamment l’étude de nouveaux agents ou le traitement de maladies. Nous décrivons une méthodologie pour les injections intra-articulaires du genou chez les cobayes et l’analyse ultérieure par micro-tomodensitométrie évaluant les changements du genou associés à l’arthrite.

Résumé

L’objectif de ce protocole est de guider les chercheurs dans la réalisation d’une technique guidée par palpation d’injection intra-articulaire du genou chez les cobayes et d’évaluation à l’aide de la micro-tomodensitométrie. Les cobayes Dunkin-Hartley sont des modèles robustes pour la recherche sur l’arthrose, car ils développent spontanément de l’arthrose dans les genoux. L’administration intra-articulaire de médicaments est une méthode courante pour étudier les effets d’un médicament expérimental in vivo. Chez l’homme, les agents thérapeutiques administrés par injection intra-articulaire peuvent soulager la douleur et retarder la progression de l’arthrose. Comme pour toute espèce, l’introduction d’une aiguille dans un espace articulaire peut causer des blessures, ce qui peut entraîner des douleurs, des boiteries ou des infections. De tels événements indésirables peuvent compromettre le bien-être des animaux, fausser les résultats de l’étude et nécessiter la présence d’animaux supplémentaires pour atteindre les objectifs de l’étude. En tant que tel, il est impératif de développer des techniques d’injection appropriées pour prévenir les complications, en particulier dans les études longitudinales qui nécessitent des injections intra-articulaires multiples et répétées. À l’aide de la méthodologie présentée, cinq cobayes ont reçu des injections bilatérales au genou sous anesthésie générale. Sept jours après l’injection, les animaux ont été euthanasiés sans cruauté pour l’analyse de la gravité de l’arthrose. Aucun effet indésirable n’est survenu après l’anesthésie ou les injections au genou, y compris la boiterie, la douleur ou l’infection. L’analyse par micro-tomodensitométrie à rayons X du genou permet de détecter les changements pathologiques associés à l’arthrose. Les données de micro-tomodensitométrie indiquent que l’arthrose est plus grave chez les animaux plus âgés, comme l’indique l’augmentation de la densité minérale osseuse et de l’épaisseur trabéculaire avec l’âge. Ces résultats sont cohérents avec les changements histologiques et les scores de Mankin modifiés, un système de notation établi et largement utilisé pour évaluer la gravité de l’arthrite chez ces mêmes animaux. Ce protocole peut être utilisé pour affiner les injections intra-articulaires chez les cobayes.

Introduction

L’arthrose touche 32,5 millions d’adultes américains. Elle est causée par une perte progressive du cartilage articulaire, une légère inflammation des tissus dans et autour des articulations et la formation d’ostéophytes et de kystes osseux ^1,2. Les symptômes se manifestent généralement dans les derniers stades de la maladie, les traitements actuels n’apportant qu’un soulagement palliatif et ayant des effets secondaires systémiques. Le manque de médicaments modificateurs de la maladie provient d’une mauvaise compréhension des mécanismes sous-jacents de la maladie³. Par conséquent, il existe un besoin médical critique et continu d’agents améliorés pour traiter l’arthrose.

Il existe plusieurs modèles animaux d’arthrose qui examinent différentes composantes des processus pathologiques⁴. Bien qu’il existe plusieurs modèles chirurgicaux, dont la section du ligament croisé antérieur et la déstabilisation du ménisque médial, ceux-ci sont invasifs et nécessitent un haut niveau de compétence technique⁵. Les modèles induits chimiquement sont des procédures comparativement moins invasives généralement utilisées pour étudier les mécanismes de la douleur de l’arthrose⁶. L’un de ces modèles murins largement utilisés implique l’induction de l’arthrose par une injection intra-articulaire d’iodoacétate monosodique (MIA) dans le genou. Ce modèle génère un phénotype douloureux reproductible, robuste et rapide qui peut être classé en modifiant la dose⁷ de MIA. Les détails techniques de l’induction de ce modèle ont été décrits précédemment⁷. L’application de cette technique aux rongeurs plus gros, comme les cochons d’Inde, est difficile en raison de leurs différences anatomiques. Certaines différences incluent une augmentation de la musculature entourant les os adjacents et l’espace articulaire chez le cobaye et un péroné et un tibia articulés par rapport à la fusion distale observée chez la souris⁸. Les cobayes Dunkin-Hartley, une souche de cobaye largement disponible, constituent un modèle animal d’arthrose établi car ils développent naturellement cette maladie, offrant ainsi un modèle robuste pour étudier les effets de nouvelles thérapies administrées par injection intra-articulaire sur la progression de la maladie⁹. Les cobayes Dunkin-Hartley commencent à développer une arthrose à trois mois, les mâles présentant un développement accéléré et un phénotype¹⁰ plus sévère. Chez les cobayes, l’arthrose progresse avec l’âge, et à 12 mois, la pathologie associée est apparente à l’imagerie¹¹. Les modèles d’arthrose spontanée, comme le modèle de Dunkin-Hartley, ne nécessitent aucune intervention pour induire l’arthrose et récapitulent ainsi le développement et la progression du phénotype de la maladie chez l’homme, fournissant ainsi un modèle translationnel puissant¹⁰. De plus, le développement spontané de l’arthrose permet le contrôle interne lorsque de nouveaux traitements sont administrés unilatéralement dans un seul genou d’un animal donné. Ce contrôle interne minimise les effets des variabilités inter-animaux lors de l’analyse des données et peut aider à réduire le nombre total d’animaux.

L’analyse par microtomodensitométrie à rayons X (μCT) est un outil puissant qui permet une évaluation quantitative de la gravité de l’arthrose¹². La tomodensitométrie consiste à balayer plusieurs images radiographiques à haute résolution, obtenues à partir d’un échantillon en rotation ou d’une source de rayons X en rotation et d’un détecteur¹³. Ensuite, des données volumétriques tridimensionnelles (3D) sont reconstruites sous la forme de tranches d’images empilées¹⁴. Étant donné que l’os minéralisé présente un excellent contraste sur la tomodensitométrie, cette modalité peut être utilisée pour évaluer les caractéristiques 3D et effectuer des analyses quantitatives des changements associés à l’OA 15,16,17. La tomodensitométrie offre plusieurs avantages par rapport aux outils plus largement utilisés, notamment l’histopathologie et les analyses de la démarche. Contrairement à l’évaluation histologique d’une ou de quelques sections de tissus, la TDM scanne l’ensemble de l’articulation et offre une évaluation plus holistique des lésions d’arthrose¹⁸. Bien que l’analyse de la marche puisse discerner des changements symptomatiques dans la fonction articulaire au fil du temps, les changements articulaires se développent bien avant les changements fonctionnels associés à l’arthrose. μCT peut fournir une mesure plus sensible du développement de l’arthrose avant le début de la boiterie. Deux mesures quantitatives particulièrement pertinentes comprennent la densité minérale osseuse et l’épaisseur trabéculaire, car les deux augmentent tout au long de la progression de l’arthrose^19,20. Il peut être utile de diviser l’analyse en plaque sous-chondrale et en os trabéculaire, car elles ont des caractéristiques différentes, afin d’obtenir des mesures et des comparaisons plus robustes.

L’objectif global de cette méthode est d’aider les chercheurs à réaliser avec succès des injections intra-articulaires sur des cobayes. Le protocole présenté a utilisé des cobayes Dunkin-Hartley mâles intacts âgés de cinq (n = 2), neuf (n = 1) et 12 (n = 2) mois ; Les procédures peuvent être extrapolées à d’autres souches et âges de cobayes nécessitant des injections intra-articulaires au genou. Dans les modèles spontanés d’arthrose, comme le modèle Dunkin-Hartley, la progression de la maladie et la réponse au traitement en série sont souvent surveillées sur de longues périodes, allant de quelques semaines^{à plusieurs mois}. Ce protocole étendu entraîne de multiples injections intra-articulaires, et il est donc important de disposer d’une technique d’injection appropriée pour prévenir les événements indésirables, notamment la douleur, la boiterie ou les infections, qui peuvent tous avoir un impact sur le bien-être des animaux et fausser les résultats de l’étude tout en nécessitant la présence d’animaux supplémentaires à l’étude. Le protocole présenté décrit la méthodologie des injections intra-articulaires chez les cobayes et l’analyse ultérieure des données de μCT.

Protocole

Toutes les méthodes décrites ici ont été approuvées par le comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Université médicale de Caroline du Sud. L’étude a suivi le principe des 3R.

1. Préparations d’injection intra-articulaire

1. Laissez les cobayes Dunkin-Hartley s’acclimater à l’installation pendant au moins une semaine avant de commencer l’expérience.
   REMARQUE : Des cobayes mâles âgés de 5 (n = 2), 9 (n = 1) et 12 (n = 2) mois ont été utilisés. Les mâles présentent un développement accéléré et un phénotype plus sévère de l’arthrose.
2. Rasez la zone du genou avec un rasoir électrique.
   REMARQUE : Faites attention aux mamelons médialement.
3. Anesthésier le cobaye dans une chambre d’isoflurane délivrant 3 à 5 % d’isoflurane dans un mélange d’O₂ (débit de 2,5 L/min), puis transférer le cobaye dans un cône nasal relié à un circuit d’anesthésie sans réinspiration. Ajustez l’isoflurane pour maintenir le plan chirurgical de l’anesthésie pendant l’injection, généralement avec un débit d’oxygène de 0,5 à 1 L/min et de 1 à 3 % d’isoflurane.
   REMARQUE : Les injections intra-articulaires provoquent une douleur légère et momentanée. Les animaux sont anesthésiés pendant la procédure pour éviter la perception de stimuli douloureux et améliorer la précision de l’injection. Dans l’étude présentée, l’administration d’agents analgésiques, y compris d’anti-inflammatoires non stéroïdiens, interférerait avec la progression de l’arthrose²¹. En raison de la douleur momentanée, de l’anesthésie fournie et du potentiel d’analgésiques à confondre le modèle, les analgésiques n’ont pas été administrés à moins que les animaux ne présentent des effets secondaires, y compris une boiterie et des signes de douleur à la palpation articulaire après l’injection. Les chercheurs doivent envisager l’utilisation d’analgésiques pour les injections de routine. Les analgésiques sont recommandés en cas d’effets secondaires. Les schémas analgésiques doivent être discutés avec le vétérinaire de l’établissement et approuvés par l’IACUC avant le début des études.
4. Assurez-vous que le cochon d’Inde est à la profondeur d’anesthésie appropriée en l’absence de réponse par pincement des orteils.
5. Placez un lubrifiant oculaire stérile sur les deux yeux pour éviter la dessiccation et les blessures.
6. Diluer la bétadine avec de l’eau stérile à 10%.
7. Diluez de l’éthanol à 200 degrés avec de l’eau stérile à 70 % d’éthanol.
8. Préparez les solutions injectables, dans une enceinte de biosécurité, pour maintenir la stérilité. Dans le protocole présenté, un véhicule stérile (1 solution saline tamponnée au phosphate) a été utilisé pour injecter les deux genoux. Les solutions peuvent être modifiées en fonction des objectifs de recherche.
   REMARQUE : Assurez-vous de diluer les solutions injectables fraîches immédiatement avant la séance d’injection pour assurer la stérilité. Toutes les solutions non utilisées doivent être jetées à la fin de chaque séance d’injection.
9. Remplissez des seringues à insuline stériles à usage unique avec des solutions injectables. Prenez soin d’utiliser le plus petit volume possible pour éviter de surcharger l’espace articulaire avec du volume. Dans la présente étude, 50 μL ont été utilisés.
10. Placez le cochon d’Inde et le cône nasal sur une surface propre avec un coussin chauffant pour le soutien thermique et un rembourrage sous la tête pour l’élever légèrement.
11. Enfilez une blouse chirurgicale, un filet à cheveux, des gants stériles et un masque pendant la procédure d’injection.
12. Versez 10 % de bétadine sur une boule de coton et essuyez les deux zones des genoux.
13. Versez de l’éthanol à 70 % sur une boule de coton et essuyez les deux zones des genoux.
14. Répétez 1.12 et 1.13 deux fois de plus.
    REMARQUE : À des fins de démonstration, la vidéo correspondante montre le nettoyage du genou et du site d’injection une fois avec 10 % de bétadine et 70 % d’éthanol. Le site d’injection a ensuite été nettoyé deux fois de plus en effectuant des mouvements circulaires, en alternant ces solutions. Trois gommages en série avec une alternance de solutions de gommage et d’alcool sont recommandés pour réaliser une technique aseptique.

2. Injection intra-articulaire

1. Placez le cochon d’Inde en position couchée pendant toute la durée de la procédure.
2. Enfilez une nouvelle paire de gants stériles et palpez l’articulation du genou.
   REMARQUE : Dans le protocole et la vidéo présentés, des gants en nitrile autoclavés ont été utilisés. Des gants stériles, y compris des gants en nitrile autoclavés ou des gants chirurgicaux, doivent être utilisés pour la technique aseptique.
3. Fléchissez manuellement le genou à 90°.
4. Déplacez le doigt distal sur la rotule pour localiser le sillon de la face distale de l’espace articulaire en fléchissant et en étendant la patte postérieure.
   REMARQUE : La rotule peut être palpée dans cette position comme une petite structure ferme située directement sur l’espace articulaire. Le tibia peut être ressenti comme une structure osseuse distale à la rotule. Une fois que l’emplacement du tibia et de la rotule est déterminé, l’articulation, ressentie comme un sillon, se trouve entre eux, distale à la rotule et proximale au tibia.
5. Insérez soigneusement l’aiguille à insuline sur la ligne médiane distale de la rotule dans l’espace articulaire. L’aiguille doit être insérée à 1-2 mm sous la peau pour pénétrer dans l’espace articulaire.
   REMARQUE : La plus grande fenêtre d’accès pour l’espace articulaire lorsque le genou est fléchi se trouve sur la face antérieure du membre sur la ligne médiane, directement distale de la rotule. L’injection sur la ligne médiane dans la direction antenne-arrière aidera à injecter avec précision dans l’espace articulaire sans pénétrer les structures osseuses. Une injection précise dans l’espace articulaire peut être réalisée en utilisant une approche latérale à médiale, bien que la fenêtre d’accès soit plus étroite, en particulier lorsque le genou est fléchi.
6. Injectez lentement 50 μL de la solution dans le joint. Assurez-vous que l’aiguille s’insère facilement et que le contenu est injecté sans résistance.
   REMARQUE : Assurez-vous de ne pas insérer l’aiguille trop profondément car elle peut causer des lésions articulaires ou osseuses et entraîner une inflammation et/ou une douleur indésirables. Si le sillon correspondant à l’espace articulaire n’est pas trouvé, l’aiguille pourrait pénétrer le fémur, la rotule ou le tibia. Par conséquent, il est bénéfique de palper en toute confiance le sillon correspondant à l’espace articulaire pour prévenir les injections péri-articulaires ou les blessures associées à la pénétration des structures osseuses. Si une bulle se forme au site d’injection sous la peau, c’est que l’injection était trop peu profonde et que le liquide a pénétré dans l’espace sous-cutané. Selon les propriétés de l’agent utilisé, le médicament peut pénétrer dans l’espace articulaire par diffusion, ou une autre tentative d’injection peut être nécessaire.
7. Une fois cela fait, jetez l’aiguille dans le bac à objets tranchants.
   REMARQUE : À des fins de pratique et de formation, injectez un liquide contenant un colorant dans l’espace articulaire d’un cadavre chez un rongeur ou un cochon d’Inde de taille similaire. Ensuite, disséquez l’articulation pour confirmer l’emplacement de l’injection.
8. Massez le genou en fléchissant et en étendant l’articulation plusieurs fois pour favoriser la diffusion du médicament dans l’espace articulaire.
9. Répétez les étapes 2.1 à 2.5 une fois sur le membre controlatéral avec 1 fois la solution PBS.

3. Récupération après une injection intra-articulaire

1. Éteignez l’isoflurane et maintenez un débit d’oxygène de 100 % jusqu’à ce que l’animal reprenne conscience.
2. Placez l’animal sur un coussin chauffant pour le soutenir thermiquement jusqu’à ce qu’il soit ambulatoire.
3. Appliquez un sac de glace sur le genou pendant 30 secondes avec une serviette en papier comme barrière pour aider à réduire l’enflure de l’injection.
4. Évaluez la démarche de l’animal lorsqu’il est ambulatoire avant de le ramener au logement.
   REMARQUE : Si des anomalies de la marche sont notées, des analgésiques et des soins de soutien peuvent être justifiés. Il est conseillé d’évaluer à nouveau leur démarche plusieurs heures après la récupération de l’anesthésie afin d’assurer une mobilité normale.

4. Microtomodensitométrie (μCT)

1. Pour le prélèvement tissulaire, établissez un plan chirurgical d’anesthésie avec un mélange 100 % d’oxygène et 5 % d’isoflurane.
2. Confirmer un plan chirurgical d’anesthésie avec l’absence de réponse à un stimulus de pincement des orteils. Euthanasier l’animal sans cruauté en lui administrant ≥ 150 mg/kg de pentobarbital par voie intraveineuse, conformément aux politiques de l’établissement et au protocole d’utilisation approuvé des animaux.
   REMARQUE : Dans le protocole présenté, chacun des cinq cobayes a reçu une injection dans les deux genoux. Les animaux ont été anesthésiés et euthanasiés sans cruauté une semaine après l’injection.
3. Récoltez les deux membres postérieurs en disséquant la peau loin de la musculature environnante.
4. Ensuite, désarticulez la patte postérieure avec des Rongeurs au milieu de la tige du fémur et à proximal de la cheville.
   REMARQUE : Le lit de balayage et le porte-échantillon utilisés n’ont pas pu accueillir toute la patte postérieure d’un cochon d’Inde adulte. De grands porte-échantillons sont disponibles dans le commerce pour les échantillons de plus grande taille.
5. Placez les tissus dans une solution de formol neutre et tamponnée pendant 72 h pour la fixation avant d’effectuer la μCT.
6. Ouvrez le logiciel de scan μCT et placez l’échantillon avec du formol dans un récipient compatible qui s’adaptera au dossier de l’échantillon μCT tout en maintenant les tissus dans le champ de vision.
7. Calibrez l’appareil μCT pour les expositions en fond sombre et en champ clair selon les recommandations du fabricant.
8. Scanner l’échantillon avec un filtre Al+Cu à 18 μm. Utilisez le pas de rotation 0,7° pour 360° avec caméra décalée.
   REMARQUE : L’analyse est automatiquement enregistrée.

5. Traitement d’images pour l’évaluation des paramètres microarchitecturaux osseux

1. Téléchargez et installez le logiciel de reconstruction μCT pour la reconstruction d’images μCT.
2. Sélectionnez le dossier du logiciel et double-cliquez pour ouvrir le logiciel.
3. Sélectionnez une tranche dans les images μCT en cliquant sur une tranche d’image.
4. Choisissez la destination du fichier de reconstruction. Sélectionnez Parcourir et créez un nouveau dossier nommé Recon. Le format de fichier sélectionné doit être BMP(8).
5. Vérifiez la compensation de désalignement.
   REMARQUE : Habituellement, l’estimation est presque correcte, mais elle peut être ajustée manuellement pour décaler les images qui se chevauchent afin que les bords droit et gauche s’alignent aussi étroitement que possible.
6. Sous Paramètres, appliquez les algorithmes Lissage, Renforcement du faisceau, Rotation CS et Artefacts d’anneau .
   REMARQUE : Il peut être utile de choisir l’image d’aperçu pour déterminer la clarté avant de reconstruire. Le réglage fin peut également être utile pour déterminer quels paramètres sont les meilleurs.
7. Sélectionnez Démarrer pour commencer le traitement de la reconstruction.

6. Collecte de données microarchitecturales à partir d’images reconstruites

1. Téléchargez et installez Dataviewer.
2. Sélectionnez VOI et orientez l’échantillon pour qu’il s’aligne verticalement afin de faciliter l’analyse ultérieurement.
3. Enregistrez la VOI modifiée dans un nouveau dossier.
4. Téléchargez et installez CTAnalyser pour l’analyse des propriétés osseuses des paramètres microarchitecturaux.
   REMARQUE : La version gratuite de CTAnalyser est limitée en fonctionnalités, il est donc recommandé d’obtenir une licence complète.
5. Divisez l’analyse en plaque sous-chondrale et en os trabéculaire en les enregistrant dans une plage d’images distincte.
   REMARQUE : Il n’est pas nécessaire de diviser l’analyse, mais comme la plaque sous-chondrale et l’os trabéculaire ont des caractéristiques différentes, des analyses distinctes peuvent aider à des mesures et à des comparaisons robustes.
6. Sélectionnez la plage d’images à analyser, en commençant par la plaque sous-chondrale, en cliquant sur la tranche d’image par laquelle vous souhaitez commencer.
7. Sélectionnez la région d’intérêt pour chaque image pour vous assurer qu’elle englobe l’os en cliquant sur l’onglet de la région d’intérêt.
8. Sélectionnez l’onglet Sélection binaire . Ajustez l’histogramme de sorte que l’arrière-plan et l’os soient complètement séparés.
9. Sélectionnez l’onglet Densité minérale osseuse (DMO). Enregistrez ces données dans un nouveau dossier de données d’analyse.
10. Sélectionnez Traitement personnalisé et accédez à l’onglet Interne .
11. Tout d’abord, effectuez le seuillage et sélectionnez Otsu automatique, puis Exécuter.
12. Sélectionnez ensuite Supprimer les taches noires, puis Exécuter.
13. Répétez l’opération Suppression des taches blanches et choisissez Supprimer les taches blanches, puis Exécuter.
14. Choisissez Analyse 3D et sélectionnez Valeurs de base et Valeurs supplémentaires.
15. Répétez les étapes 6.2.2 à 6.4.5 pour réinitialiser l’image pour l’analyse de l’os trabéculaire.
    REMARQUE : Assurez-vous que le fichier de sortie se trouve dans un nouveau dossier avec le même fichier que les données BMD.

Résultats

Avant d’effectuer des injections intra-articulaires sur des animaux vivants, le protocole ci-dessus a été pratiqué sur trois cadavres de rats pour assurer le bon emplacement de l’injection. Au cours des séances d’entraînement, 50 μL de nouveau colorant bleu de méthylène à 70 % ont été injectés dans les deux articulations du genou en utilisant la méthodologie décrite ci-dessus. Cela équivaut à six injections d’entraînement. Après les injections, l’articulation du genou a été disséquée par incision à travers la face crânienne de l’espace articulaire, distale à la rotule et à travers le ligament rotulien, pour visualiser l’espace articulaire et vérifier l’emplacement du dépôt de colorant. Étant donné que le nouveau colorant bleu de méthylène est une solution bleu vif, l’emplacement du dépôt de colorant peut être visualisé grossièrement. Des images représentatives d’injections sur cadavre sont incluses dans la figure 1. La figure 1A montre la présence d’un colorant dans l’espace articulaire, ce qui indique un emplacement et une technique d’injection corrects. Au cours de ces séances d’entraînement, l’articulation du genou a été injectée avec succès lors des six tentatives (taux de réussite de 100%). À des fins de démonstration, des exemples de localisation incorrecte de l’injection sont présentés à la figure 1B-C. Si l’injection est administrée dans l’espace sous-cutané, le liquide s’accumulera, provoquant une bulle sous la peau, comme le montre la figure 1B. Si l’espace articulaire n’est pas injecté, il n’y aura pas de colorant présent dans l’articulation du genou, comme le montre la figure 1C.

Chacun des 5 cobayes a subi une seule injection bilatérale du genou avec 1 solution saline tamponnée au phosphate dans le cadre d’une expérience pilote visant à garantir la faisabilité de l’injection et des analyses ultérieures par tomodensitométrie des modifications de l’arthrose liées à l’âge. Les animaux ont été évalués visuellement au moins une fois par jour après la procédure pour déterminer s’ils étaient en état de santé général et s’ils avaient subi des effets indésirables. Aucun de ces animaux (0 %) n’a présenté d’effets indésirables associés à l’injection, y compris la douleur, la boiterie ou l’infection. Sept jours après l’injection, les animaux ont été placés sous anesthésie chirurgicale et euthanasiés sans cruauté pour le prélèvement au genou et les analyses subséquentes par tomodensitométrie.

Comme publié précédemment, l’analyse μCT peut être utilisée pour évaluer les changements du genou chez les cobayes, y compris la capacité de mesurer les changements quantitatifs associés à la gravité de l’arthrose au fil du temps^22,23. Dans l’étude présentée, la TDM a été utilisée pour vérifier les changements de l’arthrose chez des cobayes d’âges différents. Ces résultats peuvent être utilisés comme données de référence pour de futures études évaluant de nouveaux traitements destinés à retarder la progression de l’arthrose. La méthodologie décrite ci-dessus permettra de normaliser les analyses μCT dans les études futures. La plaque sous-chondrale (Figure 2A) et l’os trabéculaire (Figure 2B) ont des propriétés osseuses radicalement différentes. Ainsi, ces régions sont analysées séparément pour donner un résultat plus robuste une semaine après l’injection.

La densité minérale osseuse (DMO) est plus élevée chez les cobayes de 12 mois que chez les cobayes de 5 et 9 mois (figure 3). La DMO moyenne de la plaque sous-chondrale était de 0,898 g/cm³, 0,952 g/cm³ et 0,588 g/cm³, chez les cobayes âgés de 12, 9 et 5 mois, respectivement. Cela démontre une augmentation de 1,53 fois de la DMO sous-chondrale chez les cobayes de 12 mois par rapport aux cobayes de 5 mois. La DMO moyenne de l’os trabéculaire était de 0,825 g/cm³, 0,839 g/cm3 et 0,427 g/cm³ chez les cobayes de 12, 9 et 5 mois, respectivement. Cela représente une augmentation de 1,93 fois de la DMO trabéculaire chez les cobayes de 12 mois par rapport aux cobayes de 5 mois. Dans l’ensemble, la DMO augmente chez les cobayes Dunkin-Hartley à mesure qu’ils vieillissent de 5 mois à 12 mois (figure 3).

Il y avait également des différences d’épaisseur trabéculaire entre les cobayes de différents âges (figure 4). Pour l’épaisseur trabéculaire moyenne, il y a une augmentation de 1,38 fois pour les cobayes de 12 mois (0,558 mm) par rapport à l’enfant de 9 mois (0,403 mm), ainsi qu’une augmentation de 2,48 fois pour le porc de 12 mois (0,558 mm) par rapport au cobaye de 5 mois (0,225 mm). Par conséquent, la moyenne de l’épaisseur trabéculaire est augmentée chez les cobayes Dunkin-Hartley à mesure qu’ils vieillissent de 5 à 12 mois.

Les changements histologiques et les scores de Makin modifiés, une approche validée et largement utilisée pour évaluer les changements d’arthrose en 2D, soutiennent les résultats de la TDM (figure 5). Les scores de Mankin modifiés augmentaient avec l’âge des cobayes (figure 5A). Sur le plan histologique, les signes d’arthrose, y compris la perte de protéoglycanes, l’hypocellularité et les fissures, augmentent lorsque les cobayes vieillissent de 5 à 12 mois (figure 5B-D).

Figure 1 : Images représentatives des points d’injection corrects et incorrects. (A) Genou de rat disséqué avec la présence d’un nouveau colorant bleu de méthylène dans l’espace articulaire. Échelle incluse à gauche du genou pour référence. (B) Genou présentant une injection peu profonde, entraînant la formation d’une bulle dans l’espace sous-cutané. (C) Le genou du panneau B disséqué, confirmant l’absence de nouveau colorant bleu de méthylène dans l’espace articulaire. Échelle incluse à droite du genou pour référence. Dans toutes les images, le crâne est en haut de l’image et le caudal est en bas. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2 : Segmentation des champs de mesure de la plaque sous-chondrale par rapport à l’os trabéculaire. La plaque sous-chondrale a des propriétés différentes de l’os trabéculaire. L’analyse séparée de ces régions permet d’établir des comparaisons entre différentes régions tout au long de la progression de l’arthrose. La région A (en rouge) représente la vue coronale de la région du segment de plaque sous-chondrale utilisé pour l’analyse. La région B (vert) représente la vue coronale du segment osseux trabéculaire utilisé pour l’analyse. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3 : Modifications de la densité minérale osseuse chez les cobayes Dunkin-Hartley vieillissants. La densité minérale osseuse (DMO) a été évaluée chez des cobayes âgés de 5 (n = 2), 9 (n = 1) et 12 (n = 2) mois. Des mesures ont été prises au niveau de la plaque sous-chondrale ainsi que de l’os trabéculaire pour deux mesures différentes. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4 : Changements dans l’épaisseur trabéculaire chez les cobayes Dunkin-Hartley vieillissants. Les mesures de l’épaisseur trabéculaire ont été prises sur des cobayes âgés de 5 (n = 2), 9 (n = 1) et 12 (n = 2) mois. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5 : Analyse histologique des changements d’arthrose chez les cobayes Dunkin-Hartley. (A) Scores de Mankin modifiés pour des échantillons histologiques de cobayes âgés de 5 (n = 2), 9 (n = 1) et 12 (n = 2) mois. Le score de Mankin modifié a été calculé en additionnant les scores individuels de la structure du cartilage, de la cellularité, du repère des marées et de la formation d’ostéophytes. (B) Image histologique représentative colorée au bleu de toluidine d’un cochon d’Inde âgé de 5 mois. (C) Image histologique représentative colorée au bleu de toluidine d’un cochon d’Inde âgé de 9 mois. noir *= perte de protéoglycane. D. Image histologique représentative colorée au bleu de toluidine d’un cochon d’Inde âgé de 12 mois. noir *= fissures ; blanc *= hypocellularité. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

Malgré les progrès récents dans le traitement symptomatique de l’arthrose, il y a une absence totale d’agents thérapeutiques qui préviennent l’apparition ou retardent la progression de l’arthrose²⁴. À l’heure actuelle, le seul remède contre l’arthrose sévère est le remplacement articulaire, qui est coûteux, invasif et peut entraîner une morbidité et une mortalité pour les patients²⁵. Par conséquent, il existe un besoin urgent de poursuivre la recherche sur des modèles animaux d’arthrose et de développer durablement de nouvelles thérapies. Plusieurs modèles animaux sont disponibles pour étudier différentes composantes de l’arthrose, y compris les modèles spontanés et induits chimiquement ou chirurgicalement. L’injection de produits chimiques, comme dans le modèle murin MIA, est vitale pour l’étude de la douleur, mais ne permet pas aux chercheurs de suivre la progression du développement de l’arthrose et d’intervenir aux moments souhaités tout au long de l’évolution de^{la maladie.} Les méthodes chirurgicales nécessitent des procédures invasives et ne reflètent pas fidèlement l’initiation de l’arthrose chez l’homme²⁷. Les cobayes Dunkin-Hartley développent naturellement de l’arthrose, ce qui en fait un modèle spontané largement disponible de l’arthrose²⁸. Ce modèle spontané est idéal pour la recherche translationnelle étudiant le développement mécaniste de l’arthrose, car il ne nécessite aucune intervention et présente des changements pathologiques qui reflètent ceux de l’homme⁶. Des travaux précédemment publiés ont utilisé des injections intra-articulaires pour tester les effets de nouvelles thérapies sur la progression de l’arthrose spontanée chez les cobayes Dunkin-Hartley 29,30,31.

Bien que les injections intra-articulaires chez la souris aient déjà été décrites, les différences anatomiques posent des défis supplémentaires à cette procédure chez les cobayes⁷. Bien que les injections intra-articulaires fassent partie intégrante des études sur l’arthrose chez le cobaye, cette procédure n’a pas encore été systématiquement détaillée. À l’aide de la méthodologie décrite, nous mettons en évidence les considérations clés pour affiner les injections intra-articulaires chez les cobayes, réduisant ainsi le risque de complications liées à l’intervention. Les effets secondaires courants après les injections intra-articulaires chez l’homme comprennent la douleur, l’enflure, l’arthrite septique et la neuropathie et ceux-ci doivent être considérés comme des complications potentielles lors de la réalisation d’injections chez les cobayes³². D’après notre expérience, des effets secondaires, y compris la boiterie et la douleur à la palpation articulaire, peuvent survenir lorsque l’aiguille est insérée trop profondément dans l’espace articulaire et/ou est entrée en contact avec une structure osseuse pendant l’injection. Le fait d’avoir des cadavres sur lesquels pratiquer nos injections avant de les effectuer sur des animaux vivants a permis d’assurer des injections plus précises. En affinant notre technique pour assurer une faible profondeur d’injection, nous n’avons observé aucun effet secondaire après des injections intra-articulaires au genou. Par conséquent, une technique d’injection appropriée est primordiale pour assurer le bien-être des animaux, en particulier pour les études nécessitant plusieurs injections sur plusieurs mois. Les étapes clés de la procédure comprennent l’utilisation d’une technique aseptique ; une formation suffisante avant d’effectuer des procédures de survie ; réalisation d’un plan chirurgical d’anesthésie pour prévenir la perception de la douleur et le mouvement lors de l’injection ; et en veillant à ce que la profondeur d’injection soit appropriée, afin d’éviter tout contact avec l’os, les injections distales et périarticulaires qui peuvent nécessiter une nouvelle administration du composé.

Pour évaluer systématiquement les changements liés à l’arthrose, nous décrivons des analyses μCT, y compris des rendus d’images 3D, permettant la visualisation, la segmentation, l’étiquetage et des mesures objectives des tissus affectés. Les méthodes décrites se sont avérées efficaces et efficientes pour évaluer systématiquement les modifications articulaires et osseuses de l’arthrose au fil du temps. Nos résultats de tomodensitométrie montrent que les cobayes Dunkin-Hartley de 12 mois présentent une arthrose plus sévère que les cobayes de 5 mois, comme l’indiquent l’augmentation de la densité minérale osseuse et l’augmentation de l’épaisseur trabéculaire. Cette aggravation démontrée de l’arthrose au fil du temps s’aligne sur les résultats précédemment publiés dans ce modèle d’arthrose, y compris les analyses μCT qui ont évalué la densité minérale osseuse et l’épaisseur trabéculaire¹³. Les études précédentes, et les résultats représentatifs présentés, montrent une augmentation de la DMO et de l’épaisseur trabéculaire au fil du temps, mesurée par μCT^22,23. De plus, notre évaluation histologique des genoux en deux dimensions soutient la validité des données μCT. Histologiquement, les signes d’arthrose sont plus prononcés chez les cochons d’Inde âgés de 9 et 12 mois que chez les animaux âgés de 5 mois. Les changements histologiques associés à l’arthrose comprennent la perte de protéoglycanes, les fissures et l’hypocellularité. ¹⁰ Chacune de ces caractéristiques peut être observée chez les cochons d’Inde plus âgés. De plus, les cobayes plus âgés ont des scores de Mankin modifiés plus élevés, une méthode largement utilisée et validée pour évaluer la gravité de^{l’arthrose 10}. Alors que nos analyses histologiques montrent des changements attendus de l’OA, la μCT fournit une évaluation plus approfondie des changements de l’OA que l’examen histologique, car elle scanne un échantillon entier au lieu d’une ou quelques coupes de tissu¹⁸. De plus, il fournit des mesures plus objectives de l’étendue des lésions osseuses en 2 et 3 dimensions¹⁸. Les chercheurs doivent consulter les lignes directrices existantes lorsqu’ils évaluent les modifications histologiques de l’arthrose, comme les lignes directrices internationales d’évaluation histologique de la Société de recherche sur l’arthrose¹⁰. Les chercheurs devraient envisager d’autres tests auxiliaires, y compris des analyses de la démarche, pour caractériser en profondeur le développement de l’arthrose³⁴. Bien que l’analyse de la marche puisse révéler des changements fonctionnels au fil du temps, les lésions de l’arthrose se développent bien avant le début de la boiterie, ce qui fait de la TDM une mesure plus sensible des changements liés à l’arthrose au cours des premiers stades de la maladie.

Bien que les cobayes Dunkin-Hartley fournissent un modèle robuste pour étudier la progression de l’arthrose et les effets de nouvelles thérapies, ce modèle présente des limites. Les modèles spontanés nécessitent généralement une période d’étude plus longue par rapport au développement rapide de changements après une OA³⁵ induite chirurgicalement ou chimiquement. Cela peut entraîner une augmentation des coûts et de la durée des études. Comme décrit précédemment, l’apparition de l’arthrose varie entre les animaux du même âge, ce qui peut nécessiter une évaluation en série des changements liés à l’arthrose³⁶. Malgré cette variation, les chercheurs peuvent s’attendre à ce que tous les cobayes Dunkin-Hartley développent une arthrose à partir de 3 mois, montrant des changements dans l’os sous-chondral et trabéculaire, suivis de changements progressifs de l’arthrose à mesure que l’animal vieillit de^{10 à 19} ans. Les chercheurs peuvent réduire l’effet de la variabilité inter-animale en appliquant des traitements à un membre de chaque animal, permettant au membre controlatéral de servir de contrôle interne. Bien qu’elles dépassent le cadre de la méthodologie présentée, les injections guidées par ultrasons peuvent aider à améliorer encore la précision de l’injection et ont été utilisées chez les cobayes³⁷. L’étude proposée ici décrit la faisabilité de l’injection guidée par palpation, sans utiliser cette modalité d’imagerie, une technique largement utilisée dans le domaine³⁷. Bien que la tomodensitométrie soit un outil puissant pour analyser la pathologie et la structure osseuse, la disponibilité d’un logiciel prenant en charge des fonctions analytiques étendues peut introduire une variabilité inter-utilisateurs dans les analyses³⁸. Dans la présente étude, le diamètre du lit de tomodensitométrie était de 6,35 cm, ce qui a empêché l’imagerie in situ de l’ensemble du cochon d’Inde ou de l’articulation. Des accessoires de lit plus grands sont disponibles dans le commerce et pourraient faciliter l’imagerie de l’animal entier. Bien que le logiciel soit généralement convivial et propose plusieurs paramètres suggérés, il peut être avantageux de modifier manuellement les paramètres pour une résolution et une précision plus élevées. À mesure que les techniques automatisées continuent d’évoluer, y compris l’apprentissage automatique, ces ajustements manuels peuvent être remplacés par de nouvelles techniques logicielles automatiques pour améliorer la normalisation³⁹. Bien que le manuscrit présenté décrit des instructions étape par étape pour le μCT utilisé et le logiciel correspondant, ces mêmes analyses peuvent être effectuées avec d’autres marques et logiciels ; Les chercheurs devraient consulter les manuels d’utilisation correspondants afin d’optimiser et de normaliser les analyses d’images lorsqu’ils utilisent des machines et/ou des logiciels différents. Pour réduire la variabilité, il est important de conserver les mêmes paramètres sur tous les échantillons. La subjectivité des analyses d’images peut être encore réduite en reproduisant les analyses de plusieurs expérimentateurs en aveugle.

L’objectif principal de ce protocole est de fournir des conseils détaillés sur l’exécution d’une procédure techniquement difficile chez les cobayes et les analyses subséquentes par tomodensitométrie des modifications associées à l’arthrose. La normalisation de la technique et de l’analyse des données permettra de minimiser les coûts et d’augmenter l’efficacité.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
200 Proof Ethanol	Decon Laboratories	2701	agent stérilisant
3D. Logiciel SUITE	Bruker		&mu ;-CT logiciel d’analyse
Betadine Surgical Scrub	Avrio Health	67618-151-16	agent stérilisant
Seringue à insuline avec aiguille	Ulticare	91008	pour effectuer des injections
Isoflurane	Piramal	803249	anesthésie animale
Neutral Buffered Formalin	Fisher Scientific	23-427098	Fix tissue
Nrecon Software	Bruker		&mu ;-CT logiciel de reconstruction
Phosphate Buffered Saline	Cytiva	SH30258.01	agent de contrôle et de dilution
SkyScan 1176	Bruker		pour scanner des échantillons  ;