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Article de méthode

Régulation de la croissance des cellules de Schwann par un champ électrique pulsé nanoseconde pour la régénération des nerfs périphériques in vitro

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DOI :

10.3791/66097

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3 mai 2024

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1Department of Orthopedics, The First Affiliated Hospital, College of Medicine, Zhejiang University, 2College of Medicine, Zhejiang University, 3Department of Orthopedics, The Second Affiliated Hospital of Zhejiang Chinese Medical University, 4Department of Orthopedic Physical Therapy, Faculty of Physical Therapy, Nahda University in Beni Suef, 5Plastic & Cosmetic Center, The First Affiliated Hospital, College of Medicine, Zhejiang University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ici, nous présentons un protocole d’application d’un champ électrique à impulsions nanosecondes (nsPEF) pour stimuler les cellules de Schwann in vitro. La capacité de synthèse et de sécrétion des facteurs pertinents et les changements de comportement cellulaire ont validé la stimulation réussie à l’aide de nsPEF. L’étude donne une vision positive de la méthode de régénération des nerfs périphériques.

Résumé

Les cellules de Schwann (SC) sont des cellules myélinisantes du système nerveux périphérique, jouant un rôle crucial dans la régénération des nerfs périphériques. Le champ électrique pulsé nanoseconde (nsPEF) est une méthode émergente applicable à la stimulation électrique nerveuse qui s’est avérée efficace pour stimuler la prolifération cellulaire et d’autres processus biologiques. Dans le but d’évaluer si les CS subissent des changements significatifs sous nsPEF et d’aider à explorer le potentiel de nouvelles méthodes de régénération des nerfs périphériques, les cellules RSC96 cultivées ont été soumises à une stimulation nsPEF à 5 kV et 10 kV, suivie d’une culture continue pendant 3 à 4 jours. Par la suite, certains facteurs pertinents exprimés par les CS ont été évalués pour démontrer le succès de la stimulation, notamment la protéine marqueur spécifique, le facteur neurotrophique, le facteur de transcription et le régulateur de myélinisation. Les résultats représentatifs ont montré que nsPEF améliorait significativement la prolifération et la migration des CS et la capacité à synthétiser les facteurs pertinents qui contribuent positivement à la régénération des nerfs périphériques. Simultanément, une expression plus faible de GFAP indiquait le pronostic bénin des lésions nerveuses périphériques. Tous ces résultats montrent que nsPEF a un grand potentiel en tant que méthode de traitement efficace des lésions nerveuses périphériques en stimulant les CS.

Introduction

Chaque année, des millions de personnes sont touchées par des lésions nerveuses impliquant à la fois le système nerveux périphérique (SNP) et le système nerveux central (SNC)1. Des études ont démontré que la capacité de réparation axonale du SNC est assez limitée après des lésions nerveuses, tandis que le SNP présente une capacité accrue en raison de la plasticité significative des SC2. Néanmoins, la régénération complète après des lésions des nerfs périphériques reste ardue et continue de poser un défi important à la santé humaine 3,4. De nos jours, les autogreffes sont restées un traitement courant malgré les inconvénients de la morbidité du site donneur et de la disponibilité limitée5. Cette situation a incité les chercheurs à explorer des thérapies alternatives, notamment les matériaux6, les facteurs moléculaires7 et la stimulation électrique (ES). En tant que facteur favorisant la croissance axonale et la régénération nerveuse8, le choix d’une méthode appropriée de SE et l’exploration de la relation entre ES et SC deviennent essentiels.

Les SC sont les principales cellules gliales du SNP, jouant un rôle crucial dans la régénération du SNP 9,10. À la suite de lésions nerveuses périphériques, les CS subissent une activation rapide, une reprogrammation extensive2 et une transition d’un état formant de la myéline à une morphologie favorable à la croissance pour conduire la régénération du nerf2. Une prolifération substantielle de CS se produit à l’extrémité distale du nerf blessé, tandis que les SC du moignon distal subissent une prolifération et un allongement pour former la bande de Bungner, qui est nécessaire pour guider les axones à se développer vers l’organe cible11. De plus, les CS des moignons nerveux proximaux et distaux migrent dans le pont nerveux pour former des cordons SC favorisant la régénération axonale12. De plus, des études antérieures ont démontré que la synthèse et la sécrétion de facteurs pertinents liés aux CS changent dans les cas de régénération nerveuse périphérique, y compris les facteurs de transcription13, les facteurs neurotrophiques14 et les régulateurs de myélinisation13. Sur cette base, la promotion de la prolifération, de la migration, de la synthèse et de la sécrétion de facteurs pertinents a été largement étudiée pour améliorer la régénération des nerfs périphériques15.

Des études antérieures ont démontré la possibilité d’utiliser l’ES pour la régénération nerveuse1. Une explication largement acceptée est que la SEA peut induire une dépolarisation des membranes cellulaires, modifier le potentiel membranaire et affecter les fonctions des protéines membranaires en modifiant les distributions de charge sur ces biomolécules1. Cependant, l’EEP intense largement appliqué peut provoquer des douleurs intenses, des contractions musculaires involontaires et une fibrillation cardiaque8. Il augmente également l’activité de la créatine kinase (CK), diminue la force musculaire et induit le développement de douleurs musculaires d’apparition retardée (DOMS)16. nsPEF est une technique émergente qui stimule les sujets testés avec des champs électriques à haute tension dans une durée d’impulsion de l’ordre de la nanoseconde, et elle est progressivement utilisée dans la recherche au niveau cellulaire17,18. Des études antérieures ont rapporté que la raison possible de la prolifération cellulaire et de l’activité des organites est la formation de nanopores membranaires et l’activation des canaux ioniques, ce qui conduit à une augmentation de la concentration cytoplasmique de Ca2+ 19. nsPEF utilise la technologie de puissance d’impulsion pour charger la membrane de la cellule, produisant des impulsions caractérisées par une courte durée, un temps de montée rapide, une puissance élevée et une faible densité d’énergie20. Ces caractéristiques suggèrent que la nsPEF peut être un mode privilégié avec des effets secondaires de stimulation minimes8. De plus, le nsPEF offre des avantages tels que des procédures peu invasives, la réversibilité, l’adaptabilité et la non-destructivité des tissus neuraux par rapport aux interventions chirurgicales. L’une des principales orientations de recherche de nsPEF dans le domaine biomédical est son application pour l’ablation des tissus tumoraux à l’aide d’une stimulation de champ électrique à haute énergie 21,22,23. Certains résultats de recherche indiquent que le 12-nsPEF peut stimuler les nerfs périphériques sans causer de dommages24. Cependant, à l’heure actuelle, il existe peu de preuves concernant l’application de la nsPEF dans le domaine de la régénération nerveuse. De plus, la stimulation des CS à l’aide de nsPEF est une tentative pionnière, contribuant à faire avancer la recherche in vivo et clinique. Cette étude vise à déterminer si la stimulation nsPEF des SC peut favoriser la régénération nerveuse et fournir une base fiable pour des recherches ultérieures approfondies et systématiques.

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Protocole

1. Décongélation de cellules RSC96 cryoconservées

  1. Décongelez le flacon cryogénique contenant 1 mL de suspension cellulaire en l’agitant rapidement dans un bain-marie à 37 °C, puis ajoutez-le dans un tube à centrifuger contenant 4 à 6 mL de milieu de culture complet et mélangez bien.
  2. Centrifuger à 1000 x g pendant 3 à 5 min, jeter le surnageant et remettre les cellules en suspension dans 3 mL de milieu de culture complet.
  3. Ajouter la suspension cellulaire dans une fiole (ou une boîte) contenant de 6 à 8 mL de milieu de culture complet et incuber à 37 °C pendant la nuit.
  4. Le lendemain, observez la croissance et la densité des cellules au microscope.

2. Passage cellulaire :

REMARQUE : Si la densité cellulaire atteint 80% -90%, il est prêt pour le passage.

  1. Jetez le milieu de culture et rincez les cellules 1 à 2 fois avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) sans ions calcium et magnésium.
  2. Ajouter 0,25 % (p/v) de trypsine-0,53 mM d’EDTA dans le ballon de culture (1 à 2 ml pour un ballon T25, 2 à 3 ml pour un ballon T75) et incuber à 37 °C pendant 1 à 2 minutes.
  3. Observez le décollement cellulaire au microscope. Si la plupart des cellules deviennent rondes et se détachent, remettez rapidement le ballon dans la zone de travail, tapotez doucement le ballon et ajoutez 3 à 4 ml de milieu de culture contenant 10 % de FBS pour arrêter la digestion.
  4. Mélanger le contenu, aspirer la solution et centrifuger à 1000 x g pendant 5 min. Ensuite, jetez le surnageant et remettez les cellules en suspension en ajoutant 1 à 2 ml de milieu de culture frais et en pipetant doucement.
  5. Transvaser la suspension cellulaire dans une nouvelle fiole T25 dans un rapport de 1:2 et ajouter 7 mL de milieu de culture.

3. Fonctionnement du dispositif nsPEF

  1. Remettre les cellules RSC96 en suspension dans 1 mL de milieu de culture DMEM et les transférer dans des boîtes colorimétriques avec des électrodes des deux côtés.
  2. Allumez l’interrupteur d’alimentation.
  3. Ajustez les paramètres en tournant le bouton de l’instrument pour modifier l’intensité du champ électrique. Les intensités définies dans cette étude sont de 5 kV/cm, 10 kV/cm, 20 kV/cm et 40 kV/cm.
  4. Faites pivoter soigneusement les électrodes jusqu’à ce que des étincelles apparaissent, ce qui permet aux cellules de recevoir 5 impulsions de nsPEF selon les intensités de champ prédéfinies avant de séparer immédiatement les deux électrodes. Après ce traitement, prélever les cellules du groupe expérimental traitées avec nsPEF et les cellules du groupe témoin non traitées pour effectuer les sections 4 à 6, respectivement, après une certaine période de culture cellulaire (1 jour dans cette expérience).

4. Test du kit de comptage cellulaire-8 (CCK-8)

  1. Préparez une suspension cellulaire d’une concentration particulière à partir de cellules RSC96 stimulées par stimulation électrique. Ajouter 100 μL de suspension cellulaire dans chaque puits d’une plaque de culture cellulaire de 96 puits. Compte tenu des exigences du test CCK-8, contrôlez le nombre total de cellules dans le kit de réactifs entre 1 x 103 et 1 x 106.
  2. Prélever 10 μL de solution de CCK-8 dans le kit et l’ajouter à la plaque de culture cellulaire à 96 puits. Incuber dans un incubateur de CO2 à 37 °C pendant 30 min à 4 h supplémentaires.
  3. Mesurez l’absorbance. Utilisez la mesure à double longueur d’onde avec une longueur d’onde de détection de 430-490 nm et une longueur d’onde de référence de 600-650 nm.
  4. Déterminer l’intensité du champ pour les expériences ultérieures en fonction des résultats expérimentaux de la prolifération cellulaire. Sélectionnez des cellules avec une bonne prolifération pour les expériences ultérieures.

5. Essai de rayure cellulaire

  1. Dans chaque puits d’une plaque à six puits, ensemencer 3 x 105 cellules d’un volume total de 2 mL par puits. Environ 72 h plus tard, les cellules couvriront le puits. Effectuez le test sur le groupe expérimental et le groupe témoin séparément.
  2. À l’aide d’une pointe de pipette, tracez une ligne horizontale au fond du puits de culture. Assurez-vous que la pointe de la pipette est maintenue verticalement et essayez d’éviter de l’incliner.
  3. Aspirez le milieu de culture et lavez-le avec du PBS 2 à 3 fois.
  4. Ajouter 2 ml de milieu sans sérum dans chaque puits.
  5. Placez la plaque dans l’incubateur à 37 °C. Prenez des photos sous un grossissement quadruple du microscope inversé à 0 h et 24 h pour observer les changements dans la migration cellulaire.

6. Immunofluorescence

  1. Perméabilisation cellulaire :
    1. Après avoir doucement pipeté des suspensions cellulaires dans des boîtes de culture, tracez des cercles avec un stylo d’histologie aux endroits où les cellules sont uniformément réparties sur la lamelle. Traitez séparément le groupe témoin et les différents groupes expérimentaux.
    2. Ajouter 50 à 100 μL de solution de travail de perméabilisation (0,25 à 0,5 % Triton X-100) et incuber à température ambiante (RT) pendant 20 min. Lavez trois fois avec du PBS pendant 5 minutes à chaque fois.
  2. Blocage sérique : Ajouter 3 % de BSA dans les cercles pour couvrir uniformément les tissus. Incuber à RT pendant 30 min.
  3. Incubation de l’anticorps primaire : Retirer délicatement la solution bloquante et ajouter l’anticorps primaire correctement dilué (dérivé de la souris, dilué à 1:300) dans les puits cellulaires. Placez la plaque de culture cellulaire dans une boîte humide et incubez toute la nuit à 4 °C.
  4. Incubation secondaire des anticorps : Placez la plaque cellulaire sur un agitateur et lavez-la trois fois pendant 5 minutes à chaque fois. Ajouter l’anticorps secondaire correspondant (IgG anti-souris de chèvre marquées au CY3, diluées à 1:300) et incuber à RT pendant 50 min.
  5. Coloration nucléaire DAPI :
    1. Placez la lamelle dans du PBS (pH 7,4) sur un shaker et lavez-la trois fois pendant 5 minutes à chaque fois.
    2. Après avoir séché doucement la lame, ajoutez la solution de coloration DAPI (2 μg/mL, 0,5 mL par cercle) à l’intérieur des cercles et incubez à RT pendant 10 min dans une pièce sombre.
  6. Montage : Placez la lamelle dans du PBS (pH 7,4) sur un shaker et lavez-la trois fois pendant 5 minutes à chaque fois. Après avoir séché doucement la lame, scellez la lamelle avec un agent de montage anti-décoloration pour la fluorescence.
  7. Acquisition d’images : Exciter le DAPI à une longueur d’onde de 330-380 nm et détecter l’émission à 420 nm ; exciter à 465-495 nm et détecter l’émission à 515-555 nm pour AF488 ; exciter à 510-560 nm et détecter l’émission à 590 nm pour CY3 ; exciter à 608-648 nm et détecter l’émission à 672-712 nm pour CY5.

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Résultats

Les champs électriques pulsés de faible intensité stimulent la prolifération cellulaire
Selon le test CCK-8, le taux de prolifération de RSC96 dans le groupe 5 kV/cm était significativement plus rapide que celui des cellules du groupe témoin. Cependant, à mesure que les paramètres augmentaient (20 kV/cm et 40 kV/cm), le taux de prolifération était instable, même inférieur à celui du groupe témoin. Le taux de prolifération cellulaire des cellules RSC96 dans le groupe 40 kV/cm était significativement in...

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Discussion

Ces dernières années, l’application de nsPEF a connu une croissance stimulée, comme indiqué. nsPEF a un effet très ciblé uniquement sur la zone souhaitée, fournissant suffisamment d’énergie pour traiter sans causer de dommages thermiques supplémentaires, ce qui le rend plus sûr pour le corps humain28. Ces caractéristiques lui confèrent des perspectives translationnelles prometteuses dans le traitement des tumeurs et la régénération nerveuse. Cependant, certaines études ont proposé certaines limite...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été financé par le National Key Scientific Instrument and Equipment Development Project (NO.82027803).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Support de montage anti-effacementWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDG1401
Anticorps monoclonal de souris anti-GFAPWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDGB12100-100
polypeptidique lourd anti-neurofilament SourisWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDGB12144-100
Anticorps monoclonal de souris bêta anti-S100Wuhan Xavier Biotechnology Co., LTDGB14146-100
BSAWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDGC305010
CoverslipJiangsu Shitai experimental equipment Co., LTD10212432C
Chèvre anti-souris marquée CY3 IgGWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDGB21302
DAPI Réactif de colorationWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDG1012
AgitateurdécolorantWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDDS-2S100
Alimentation haute tension pour nsPEFMatsusada Precision Inc.AU-60P1.6-L
Stylo histochimiqueWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDG6100
Liquide de rupture de membraneWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDG1204
Lame de microscopeWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDG6012
Centrifugeuse à palmierWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDMS6000
PBS en poudreWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDG0002
PipetteWuhan Xavier Biotechnology Co., LTD
Microscope à fluorescence positiveNikon, JaponNIKON ECLIPSE C1
Rabbit Anti-SOX10/AF488 Anticorps conjuguéBeijing Bioss Biotechnology Co., LTDBS-20563R-AF488
RSC96 Cellules SchwannWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDSTCC30007G-1
scanister3DHISTECHPannoramic MIDI
Câble spécial pour nsPEFTimes Microwave SystemsM17/78-RG217
Mélangeur à turbineWuhan Xavier Biotechnology Co., LTDMV-100
Anticorps

Références

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